نوع مقاله: مقاله پژوهشی

نویسندگان

همدان، دانشگاه بوعلی‌سینا، دانشکده علوم، گروه زیست‌شناسی

چکیده

آلودگی فلزات سنگین یکی از مشکلات جدی در سراسر جهان است. در میان فلزات سنگین سرب یک آلاینده قوی است که به آسانی در خاک و رسوبات انباشته می‌گردد. این مطالعه به‌منظور بررسی اثرات سمیت سرب بر خصوصیات تکوینی و فیزیولوژیکی در اطلسی انجام شده است. بذور گیاه اطلسی در شرایط گلخانه‌ای کشت شدند و برای این منظور از غلظت‌های 400، 800 و 1200 میکرومول بر لیتر استات سرب استفاده شد. نتایج به‌دست آمده کاهش در درصد جوانه‌زنی، طول ریشه و ساقه، مساحت سطح برگ، ارتفاع گیاه، میزان کلروفیل a، b و a+b و افزایش در فعالیت آنزیم‌های کاتالاز و پراکسیداز تحت تیمار سرب را نشان داد. در مورد آنزیم پراکسیداز افزایش فعالیت آنزیم تا غلظت 800 میکرومول بر لیتر سرب مشاهده و سپس در غلظت 1200 کاهش یافت. تیمار با سرب تاثیر معنی‌داری بر محتوای پروتئین کل نداشت. نتایج به دست آمده از این تحقیق نشان داد که سرب بر گیاهان اثر منفی داشته و با وجود عدم نیاز گیاهان به این عنصر سنگین، جذب گیاه شده و موجب اثرات منفی بر عملکرد گیاهان می‌شود.

کلیدواژه‌ها

موضوعات

عنوان مقاله [English]

Effect of lead treatment on some morphological and physiological parameters of Petunia hybrida L.

نویسندگان [English]

  • Abdolkarim Chehregani rad
  • Samaneh Farzan
  • Zohreh Shirkhani

Biology Dept., Bu-Ali Sina University, Hamedan, I.R. of Iran

چکیده [English]

Heavy metal pollution is one of the serious problems in the world. Among the heavy metals, lead is a strong pollutant that readily accumulates in soils and sediments. This study was designed to find out the effect of Pb toxicity on developmental and physiological particularity in Petunia hybrida L. For this purpose, Petunia seeds were planted in green housed condition and different concentrations of lead acetate including 400, 800 and 1200 µmol/L were spread on the plants, and control group were spread with water. Results showed that the percentage of germination, root and shoot length, leaf area, plant height, the amount of chlorophyll a, b and a+b were reduced, and an increase in the activity of catalase and peroxidase under lead treatment were observed. The peroxidase enzyme activity increased up to 800 µmol /L of lead and then slightly decreased at 1200 µmol /L. Lead treatment didn’t have a significant effect on total protein content. The results of this study showed that the toxicity of Pb had detrimental effects on plants and although plants don't need to heavy metal, uptake by plants and leading to negative effects on their function.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Lead
  • Petunia hybrida
  • Morphological parameters
  • Physiological parameters

مطالعه اثر تیمار سرب بر برخی شاخص­های مر فولوژیکی و فیزیولوژیکی گیاه اطلسی (Petunia hybrida L.) 

عبدالکریم چهرگانی راد، سمانه فرزان و زهره شیرخانی* 

همدان، دانشگاه بوعلی­سینا، دانشکده علوم، گروه زیست­شناسی

تاریخ دریافت: 9/2/94                  تاریخ پذیرش: 1/7/94

چکیده

آلودگی فلزات سنگین یکی از مشکلات جدی در سراسر جهان است. در میان فلزات سنگین سرب یک آلاینده قوی است که به آسانی در خاک و رسوبات انباشته می­گردد. این مطالعه به‌منظور بررسی اثرات سمیت سرب بر خصوصیات تکوینی و فیزیولوژیکی در اطلسی انجام شده است. بذرهای گیاه اطلسی در شرایط گلخانه­ای کشت شدند، برای این منظور از غلظت­های 400، 800 و 1200 میکرومول بر لیتر استات سرب استفاده شد. نتایج به­دست آمده کاهش در درصد جوانه­زنی، طول ریشه و ساقه، مساحت سطح برگ، ارتفاع گیاه، میزان کلروفیل a، b و a+b و افزایش در فعالیت آنزیم­های کاتالاز و پراکسیداز تحت تیمار سرب را نشان داد. در مورد آنزیم پراکسیداز افزایش فعالیت آنزیم تا غلظت 800 میکرومول بر لیتر سرب مشاهده و بعد در غلظت 1200 کاهش یافت. تیمار با سرب تأثیر معنی­داری بر محتوای پروتئین کل نداشت. نتایج به دست آمده از این تحقیق نشان داد که سرب بر گیاهان اثر منفی داشته و با وجود عدم نیاز گیاهان به این عنصر سنگین، جذب گیاه شده و موجب اثرات منفی بر عملکرد گیاهان می­شود.

واژه‌های کلیدی: سرب، اطلسی، پارامترهای مرفولوژیک، پارامترهای فیزیولوژیک

* نویسنده مسئول، تلفن: 08138381058 ، پست الکترونیکی: zohreh.shirkhani@gmail.com

مقدمه 

 

عناصر سنگین که در نتیجه فعالیت­های عمده­ شهری، صنعتی و کشاورزی تولید می­شوند، باعث آلودگی مناطق وسیعی از جهان شده­اند و با تجمع در زنجیره غذایی خطرات بسیاری برای انسان و جانوران بهمراه دارند (1و48). بر اساس گزارش‌های متعدد، سرب مهمترین فلز آلاینده در محیط­زیست است. از جمله مهمترین منابع آلاینده سرب می­توان به فعالیت­های معادن، صنایع، دود حاصل از فعالیت وسایل­نقلیه، ترکیبات حاوی سرب مانند رنگ­ها، گازوئیل و مواد منفجره اشاره کرد (22و31). سرب جزء فلزات غیرضروری برای گیاهان است که عملکرد زیستی شناخته شده­ای ندارد اما با توجه به انحلال­پذیری این عنصر در آب به راحتی توسط ریشه جذب گیاه می­شود. افزایش این فلز در محیط باعث اثراتی از قبیل اختلال در جوانه­زنی دانه، اختلال در میتوز، القای کلروز و نکروز در برگ، کاهش فتوسنتز و تنفس، عدم توازن آبی و تغییر در تعادل هورمونی گیاه می­شود. سرب همچنین منجر به توقف فعالیت­های آنزیمی، اختلال در تغذیه معدنی و تغییر در نفوذپذیری غشا می­گردد (28، 33 و42).

در مطالعه­ای که توسط Jeliazkova و همکاران (2003) (25) انجام شد اثرات فلزات سنگین شامل مس، روی، سرب و کادمیوم بر رشد و جوانه­زنی
Pimpinella anisum، Carum  caravi و
Foeniculum vulgar مورد بررسی قرار گرفت. نتایج نشان داد که رشد اولیه ریشه­ها نسبت به جوانه­زنی، بیشتر تحت تأثیر عناصر سنگین است. ایرانبخش و همکاران (1389) (2) نشان دادند که کلرید سرب تأثیر معنی­داری بر درصد جوانه­زنی دانه­رست­های سویا (.Glycine max L) ندارد اما موجب افزایش سرعت جوانه­زنی و فعالیت آنزیم­های کاتالاز و پراکسیداز و کاهش معنی­دار طول ریشه، اندام هوایی و طول دانه­رست می­گردد.

مطالعات نشان داد که نیترات سرب، تغییرات مشخصی را در ساختار کلروپلاست و ترکیب لیپیدی غشا تیلاکوئیدهای Ceratophyllum demersum به­وجود آورده و روی محل­های گیرنده و دهنده الکترون در فتوسیستم­ها و کمپلکس سیتوکروم b/f اثر گذاشته است (24).

بررسی اثر فلزات سنگین شامل نیکل، سرب و روی در ذرت نشان داد که در شرایط تنش فتوسنتز کاهش یافته، به­طوری‌که در غلظت­های بالاتر و مدت زمان بیشتر تیمار این کاهش قابل توجه­تر بود (21). تحقیقات کاهش در میزان کلروفیل در برگ­های Phaseolus  vulgarisتحت تیمار نیکل (35) و در Riccia SP. تحت تیمار کادمیوم (39) و همچنین کاهش در فتوسنتز برگ­های کلم را در تیمار با نیکل (34) نشان داده­اند.

در گیاهان مکانیسم­های حفاظتی متفاوتی برای پاک­سازی ­ROSهای حاصل از تنش و کاهش دادن اثرات مضر آنها وجود دارد. از جمله مکانیسم­های حفاظتی، آنزیم­های آنتی اکسیدان شامل سوپراکسید­دسموتاز، پراکسیداز و کاتالاز هستند (16). در گیاه برنج (36) و کلزا (45) افزایش در میزان فعالیت آنزیم­های آنتی اکسیدان گزارش شده است.

گیاه اطلسی (Petunia hybrida) از خانواده سولاناسه (Solanaceae) بهترین اطلسی باغچه ای شناخته شده و یک گونه زینتی است که به­طور گسترده در اکثر نقاط زمین کشت می­شود (5). با گسترش شهرنشینی گیاهان زینتی یکی از مهمترین بخش تزئینات مناطق شهری هستند. اطلسی یکی از عناصر لازم در احداث پارک­ها و فضای سبز است. با توجه به مسئله آلودگی ناشی از فلزات سنگین از جمله سرب و خطرات ناشی از آن برای گیاهان و در نتیجه انسان­ها و از طرف دیگر اهمیت گیاه اطلسی به­عنوان گیاه زینتی این پژوهش با هدف بررسی تأثیر سرب بر برخی پارامترهای تکوینی و فیزیولوژیک گیاه اطلسی انجام شد.

مواد و روشها

ارزیابی جوانه­زنی بذر گیاه اطلسی در حضور سرب: بذر گیاه اطلسی از شرکت گلبرگ پامچال (کرج) تهیه شد. بذرها ابتدا به مدت 10 دقیقه در محلول هیپوکلرید سدیم 5 درصد ضد­عفونی گردیدند و پس از شست­و­شو به پتری­های حاوی پنبه و کاغذ صافی انتقال یافتند. برای تیمار شاهد از آب مقطر و برای تهیه تیمارهای عنصر سرب از غلظت­های 400، 800 و1200 میکرومول بر لیتر استات سرب استفاده شد. در هر پتری­دیش 30 عدد بذر یکنواخت قرار داده شد (با سه تکرار) و در حدود 5 میلی­لیتر از محلول استات سرب در غلظت­های اشاره شده به آنها اضافه گردید. برای جوانه­زنی، پتری ها در 5 ساعت روشنایی و 19 ساعت تاریکی در دمای 27درجه در محفظه­ای درون آزمایشگاه قرار داده شدند و به مدت 7 روز در این شرایط نگهداری گردیدند. طی این مدت تعداد بذر­های جوانه­زده بمنظور تعیین درصد جوانه­زنی بررسی شد. خروج ریشه اصلی از بذر را به­عنوان زمان شروع جوانه­زنی در نظر گرفته (41) و بعد درصد جوانه زنی بذر­ها Germination Percentage(GP) از رابطه زیر بدست آمد:

PG=100(N' /N) (در صد)

N: تعداد کل بذرها، N' : تعداد بذر­های جوانه زده می‍باشد. هفت روز پس از شروع آزمایش طول ریشه و ساقه دانه رستها اندازه گیری و در گروه‌های تیماری با شاهد مقایسه شد.

کشت و تیمار: بذر استریل شده اطلسی بعد از شست­و­شو و حذف سموم توسط ضدعفونی­کننده در سینی­های مخصوص کشت حاوی کوکوپیت و پرلیت در گلخانه دانشگاه بوعلی سینا کاشته شد. بعد از جوانه­زنی بذر و تشکیل اولین برگ­های فتوسنتزی گیاهچه­ها به داخل گلدان حاوی خاک زراعی و خاکبرگ منتقل شدند. یک گروه 5 تایی از گلدان­ها، گیاهان شاهد و بدون تیمار سرب و گروه­های دیگر با غلظت­های 400، 800 و 1200 میکرومول بر لیتر، دو هفته قبل از گلدهی، بخش هوایی گیاهان به مدت چهار هفته به روش اسپری برگی تیمار شدند. گلدان­ها در داخل گلخانه­ای با دمای روز و شب 25 و 18 درجه سانتیگراد، شدت نور mmol/m2.s 85 و رطوبت نسبی 65% قرار گرفتند. بمنظور سنجش میزان کلروفیل، محتوای پروتئین کل، فعالیت آنزیمی آنزیم­های کاتالاز و پراکسیداز، در پایان آزمایش از بافت تازه برگ­های میانی گیاه، اقدام به نمونه­گیری شد. ارتفاع و مساحت سطح برگ نیز اندازه­گیری گردید.

سنجش رنگیزه­های فتوسنتزی: استخراج کلروفیل از برگ با کمک استون 80 درصد انجام شد (10). سائیدن 1/0 گرم برگ با 5 میلی­لیتر استون تا به­دست آوردن یک محلول یکنواخت و همگن ادامه یافت. محلول حاصل به مدت 20 دقیقه با سرعت 4800 دور در دقیقه سانتریفوژ (مدل 5417R) گردید، سپس حجم محلول با استون 80 درصد به 10 میلی­لیتر رسانده شد و جذب نوری محلول رویی در طول موج­های 645 و 663 نانومتر به­وسیله اسپکروفتومتر (مدل BiowaveⅡساخت کشور انگلستان) اندازه­گیری شد. میزان کلروفیل a، b و کل در هریک از نمونه­ها با استفاده از فرمول­های زیر بر حسب میلی­گرم بر گرم وزن تر محاسبه شد:

645A00269/0 - 663A0127/0 = غلظت کلروفیلa

663A0046/0- 645A0229/0= غلظت کلروفیل b

663A00802/0 +645A0202/0= غلظت کلروفیل(a+b)

645A = میزان جذب در طول موج 645

663A= میزان جذب در طول موج 663

عصاره­گیری برای سنجش فعالیت آنزیمی و پروتئین: 1 گرم از بافت تر گیاهی در هاون چینی محتوی 5 میلی­لیتر محلول عصاره­گیری (مخلوط 2/1 گرم تریس، 1/0 گرم اسید آسکوربیک، 2/17 گرم ساکارز، 1/0 گرم سیستئین کلراید در 8/26 میلی لیتر اسید­کلریدریک 2/0 نرمال را با آب مقطر به حجم 100 میلی لیتر رسانده شد با  pH=7.5) سائیده شد، آنگاه مخلوط حاصل به مدت 30 دقیقه با شتاب ثقلی g  10000 سانتریفوژ گردید. محلول رویی در دمای 4 درجه سانتیگراد تا زمان سنجش فعالیت آنزیم­ها و پروتئین نگهداری شد.

سنجش مقدار پروتئین کل به روش برادفورد: سنجشِ کمی پروتئین­ها با استفاده از روش برادفورد انجام شد. بدین منظور ml 1/0 از عصاره­های تهیه شده را در لوله‌های آزمایش ریخته، به آنها ml 5 معرف برادفورد افزوده و به سرعت ورتکس گردیدند. جذب و غلظت نمونه­ها پس از 25 دقیقه در طول موج  nm595 با استفاده از دستگاه اسپکتوفتومتر خوانده شد. محتوای پروتئین کل بر اساس میلی­گرم بر گرم وزن ‌تر نمونه با استفاده از منحنی استاندارد سرم آلبومین گاوی (BSA) گزارش گردید (11).

سنجش فعالیت پراکسیداز: به این منظور از عصاره آماده شده استفاده گردید. مخلوط واکنش شامل موارد زیر بود:

2 میلی لیتر تامپون استات (2/0 مولار با pH= 4.8) ، 2 میلی­لیتر آب اکسیژنه 3% و 1/0 میلی­لیتر بنزیدین (02/0 مولار در متانول 50 درصد) با هم مخلوط و به آن 1/0 میلی­لیتر عصاره آنزیمی افزوده و جذب نوری در طول موج 530 نانومتر خوانده و فعالیت آنزیمی برحسب واحد جذب در دقیقه به ازای هر میلی­گرم پروتئین در گرم وزن تر محاسبه شد (29).

سنجش فعالیت آنزیم کاتالاز: بررسی میزان فعالیت آنزیم کاتالاز و میزان کاهش H2O2 با مطالعه تغییرات جذب در 530 نانومتر انجام شد. 2/0 میلی‌لیتر عصاره­ آنزیمی به 5/2 میلی­لیتر تامپون فسفات با 7pH= و 2/0 میلی­لیتر آب اکسیژنه 3% افزوده شد. و پس از مخلوط شدن کامل آنها تغییرات جذب در طول موج 530 نانومتر خوانده شد و فعالیت آنزیم بر حسب واحد جذب در دقیقه به ازای هر میلی‌گرم پروتئین محاسبه شد (15).

نتایج 

نتایج ارزیابی جوانه­زنی بذر گیاه اطلسی در حضور سرب: جدول 1 نتایج حاصل از تیمار سرب بر درصد جوانه­زنی، طول ریشه و ساقه، مساحت سطح برگ و ارتفاع گیاه را نشان می‌دهد. با افزایش غلظت سرب در محیط درصد جوانه­زنی، طول ریشه و ساقه، مساحت سطح برگ و ارتفاع گیاه کاهش یافت. از نظر آماری کاهش در درصد جوانه­زنی، مساحت سطح برگ و ارتفاع گیاه در سطح احتمال p≤0.05 و کاهش در طول ریشه و ساقه در سطح احتمال p≤0.01 معنی­دار بود. بیشترین میزان کاهش در غلظت 1200 میکرومول بر لیتر استات سرب مشاهده شد. درصد جوانه­زنی از 1/31 درصد در نمونه شاهد به 44/14 درصد در تیمار 800 میکرومول بر لیتر رسید، اختلاف معنی­دار در درصد جوانه­زنی بین غلظت­های 400، 800 و 1200 مشاهده نشد. نتایج نشان داد که طول ریشه به میزان 8/7 میلی­متر در تیمار 1200 نسبت به شاهد کاهش یافته است. نتایج حاکی از این است که میانگین طول ساقه با افزایش غلظت استات سرب از 18 میلی­متر به 0 کاهش پیدا کرده است. نتایج حاصل از بررسی مساحت سطح برگ نشان داد که با افزایش غلظت استات سرب مساحت سطح برگ کاهش یافته است. همچنین نتایج به­دست آمده از مقایسه میانگین ارتفاع به روش دانکن نشان داد که تیمارهای شاهد، 400 و 800 میکرومول بر لیتر اختلاف معنی­دار نداشتند. در حالیکه تیمار 1200 باعث کاهش معنی­دار ارتفاع گیاه نسبت به نمونه شاهد شد، به­طوری‌که ارتفاع گیاه از 2/28 سانتی­متر به 17 سانتی­متر رسید (شکل1).

نتایج سنجش رنگیزه­های فتوسنتزی: آنالیز داده­ها مشخص کرد که اثرات سرب در غلظت­های مختلف بر روی میزان کلروفیل a، b و a+b از نظر آماری معنی­دار بوده است (p≤0.01).

 

 

جدول 1- اثر غلظت­های مختلف سرب (0، 400، 800 و 1200 میکرومول بر لیتر) بر برخی شاخص­های مرفولوژیک در گیاه اطلسی

هر ستون معرف میانگین سه تکرار ± انحراف معیار است. حروف متفاوت بیانگر اختلاف آماری معنی‌دار است (P≤0.05).

*ارتفاع گیاه (cm)

*مساحت سطح برگ (cm2)

**طول ساقه (mm)

**طول ریشه (mm)

*جوانه­زنی (%)

تیمار

19/7±20/28a

06/0±29/0a

49/2±73/18a

35/2±8/9a

93/6±1/31a

شاهد

91/3±60/23ab

03/0±20/0b

36/2±16/9b

10/1±86/2b

33/3±99/19b

استات سرب 400 µmol/L

32/4±80/21ab

03/0±17/0b

73/0±53/2c

96/0±03/2c

92/1±44/14b

استات سرب 800 µmol/L

73/2±00/17b

03/0±13/0b

00/0±0d

87/0±00/2c

99/6±77/18b

استات سرب 1200 µmol/L

*: اختلاف معنی­دار با گروه شاهد در سطح P≤0.05 

**: اختلاف معنی­دار با گروه شاهد در سطح P≤0.01


 

شکل 1- اثر غلظت­های مختلف سرب (0، 400، 800 و 1200 میکرومول بر لیتر) بر ارتفاع گیاه اطلسی

با افزایش غلظت سرب در محیط، میزان کلروفیل a، از 009/0 میلی­گرم در هر گرم بافت تر گیاهی در گیاهان شاهد به 0.005 میلی­گرم در هر گرم بافت تر گیاهی در محیط حاوی 1200 میکرومول بر لیتر استات سرب کاهش یافت. در این گیاه همزمان با افزایش غلظت سرب، میانگین کلروفیل b کاهش یافت. بر­اساس آزمون دانکن میزان کلروفیل b در هریک از تیمارها با میزان کلروفیل b در نمونه­های شاهد تفاوت معنی­دار داشت (p≤0.01)، به­طوری‌که نمونه­های با تیمار 1200 میکرو­مول بر لیتر دارای 001/0 میلی­گرم بر لیتر در هر گرم بافت تازه گیاه کمترین میزان کلروفیل b و گیاهان شاهد با 004/0 میلی­گرم بر لیتر در هر گرم بافت تازه گیاه بیشترین میزان کلروفیل b را داشتند. میزان کلروفیل b در نمونه­های تحت تیمار 400، 800 و 1200 اختلاف آماری معنی­داری را نشان نداد. در تیمار سرب تغییر محتوای کلروفیل کل کاهش معنی­داری را نشان داد، بدین صورت که میزان کلروفیل کل در نمونه­های شاهد، 400، 800 و 1200 میکرومول بر لیتر استات سرب به‌ترتیب 013/0، 009/0، 008/0 و 007/0 میلی­گرم بر لیتر در هر گرم بافت تازه گیاه بود (شکل 2).

نتایج سنجش محتوای پروتئین کل و فعالیت آنزیمی: نتایج آزمون مقایسه­ای دانکن نشان داد که استات سرب بر محتوای پروتئین کل اثر معنی­داری نداشته است (شکل 3).

 

شکل 2- اثر غلظت­های مختلف سرب (0، 400، 800 و 1200 میکرومول بر لیتر) بر محتوای انواع کلروفیل در گیاه اطلسی

هر ستون معرف میانگین سه تکرار ± انحراف معیار است. ستون­های با حداقل یک حرف مشترک، فاقد اختلاف آماری معنی­دار هستند.

 

شکل 3- اثر غلظت­های مختلف سرب (0، 400، 800 و 1200 میکرومول بر لیتر) بر محتوای پروتئین کل در گیاه اطلسی

هر ستون معرف میانگین سه تکرار ± انحراف معیار است. ستون­های با حداقل یک حرف مشترک، فاقد اختلاف آماری معنی­دار هستند.

محاسبه میزان فعالیت آنزیمی مشخص کرد که آنزیم پراکسیداز گیاهانی که در معرض غلظت­های مختلف سرب قرار گرفتند دارای اختلاف معنی­دار با گروه شاهد است (p≤0.01). میزان فعالیت آنزیم پراکسیداز تحت تیمار سرب در دو غلظت 400 و 800 میکرومول بر لیتر به­طور معنی­داری نسبت به شاهد افزایش و در غلظت 1200 میکرومول بر لیتر کاهش یافت. این میزان از 025/0 واحد جذب در دقیقه به ازای میلی­گرم پروتئین در نمونه شاهد به 034/0 و 049/0 واحد جذب در دقیقه به ازای میلی­گرم پروتئین به‌ترتیب در نمونه­های تحت تیمار دو غلظت 400 و 800 میکرومول بر لیتر و 006/0 واحد جذب در دقیقه به ازای میلی­گرم پروتئین در غلظت 1200 میکرومول بر لیتر سرب رسید (شکل 4).

 

شکل 4- اثر غلظت­های مختلف سرب (0، 400، 800 و 1200 میکرومول بر لیتر) بر میزان فعالیت آنزیم پراکسیداز در گیاه اطلسی

هر ستون معرف میانگین سه تکرار ± انحراف معیار است. ستون­های با حداقل یک حرف مشترک، فاقد اختلاف آماری معنی­دار هستند.

نتایج حاصل از اندازه­گیری اثر غلظت­های مختلف سرب بر فعالیت آنزیم کاتالاز در شکل 5 نشان داده شده است. میزان فعالیت آنزیم کاتالاز در گیاهان تحت تیمار سرب افزایش نشان داد که این افزایش در همه غلظت­ها معنی­دار بود. میزان فعالیت آنزیم کاتالاز در گیاهان شاهد به میزان 00055/0 واحد جذب در دقیقه به ازای میلی­گرم پروتئین گزارش شد. این مقدار در گیاهان تیمار شده با غلظت­های 400، 800 و 1200 میکرومول بر لیتر سرب به مقدار 00092/0، 0015/0 و 0022/0 واحد جذب در دقیقه به ازای میلی­گرم پروتئین رسید.

 

شکل 5- اثر غلظت­های مختلف سرب (0، 400، 800 و 1200 میکرومول بر لیتر) بر میزان فعالیت آنزیم کاتالاز در گیاه اطلسی

هر ستون معرف میانگین سه تکرار ± انحراف معیار است. ستون­های با حداقل یک حرف مشترک، فاقد اختلاف آماری معنی­دار هستند.

بحث

سرب یکی از فلزات سنگین است که اهمیت قابل توجهی را به عنوان آلاینده بالقوه محیطی به خود جلب کرده است. از نشانه­های سمیت سرب ممانعت سریع از رشد ریشه، دوره­ رشد کوتاه و کلروزیس است (12). حتی زمانی­که سرب در مقادیر کم وارد سلول­های گیاهی می­شود طیف وسیعی از اثرات مضر را بر فرایندهای فیزیولوژیک وارد می­کند. سمیت سرب منجر به ممانعت از فعالیت­های آنزیمی، اختلال در تغذیه معدنی، بر هم زدن تعادل آب، تغییر در وضعیت هورمونی و تغییر در نفوذپذیری غشا می­شود. این اختلالات فعالیت­های فیزیولوژیکی نرمال گیاه را به­هم می­زند. سرانجام در غلظت­های بالا ممکن است سبب مرگ سلولی شود (18).

نتایج این مطالعه نشان داد که مسمومیت با سرب درصد جوانه­زنی، طول ساقه و ریشه، ارتفاع گیاه و مساحت سطح برگ گیاه اطلسی را کاهش داده است. غلظت بالای سرب (1mM) سبب کاهش درصد جوانه­زنی و رشد دانه­رست­های برنج شد (44). در Lupinus سرب تعداد بذرهای در حال جوانه­زنی را کاهش داد و سبب کاهش رشد هیپوکوتیل به­علاوه­ ریشه شد (47). در نتایج چراتی و خانلریان (1387) (4) مشخص شد که غلظت­های سرب شامل 200، 400، 600، 800 و 1000 میکرومول بر لیتر سبب کاهش جوانه­زنی در کلزا شده است که با نتایج این مطالعه مطابقت دارد.

سرب جوانه­زنی دانه را با کاهش جذب آب توسط دانه تحت تأثیر قرار نمی­دهد، به این دلیل که پوشش دانه در مرحله اول جذب آب (زمانیکه جذب آب نسبتا شدید است) نسبت به سرب نفوذناپذیر بوده ولی در مراحل پایانی جذب آب توسط دانه (وقتی­که جذب آب کاهش می­یابد) پوشش دانه نفوذپذیر می­شود و سربی که در این مراحل جذب می­گردد به داخل رویان نفوذ و جوانه­زنی را به تأخیر می­اندازد (46).

در دانه­رست­های ذرت (Zea mays) کاهش شدید رشد ریشه و ساقه و ناحیه انشعاب­دهی کوتاه­تر با ریشه­های فرعی متراکم­تر که ناحیه نزدیک­تر به نوک ریشه در مقایسه با نمونه­های شاهد را اشغال کرده است، مشاهده شد (33و38). همچنین توکلی و همکاران (1390) (3) کاهش در شاخص­های رشد گیاه بادمجان را در تیمار با استات سرب گزارش کردند. بنابراین به نظر می­رسد که ممانعت از رشد ریشه تحت تیمار سرب نتیجه­ای از ممانعت تقسیمات سلولی در رئوس ریشه است که توسط سرب القا شده است (19).

نتایج به­دست آمده از این تحقیق نشان داد که تیمار سرب محتوای کلروفیل a، b و a+b را کاهش داده است. این کاهش می­تواند در نتیجه­ ممانعت آنزیم­های مسئول در بیوسنتز کلروفیل در اثر استرس ناشی از فلزات سنگین باشد (49). سرب سنتز کلروفیل را با استفاده از اختلال در جذب عناصر ضروری همانند منیزیم و آهن به­وسیله گیاه بر هم می­زند (13). همچنین افزایش تجزیه کلروفیل در گیاهان تحت تیمار سرب به دلیل افزایش در فعالیت کلروفیلاز رخ می­دهد (17).

امینی و همکاران (1391) (1) در تحقیقات خود نشان دادند که میزان کلروفیل کل در یونجه (Medicago sativa) تیمار شده با سرب و نیکل نسبت به گیاه شاهد به­طور معنی­داری کاهش یافته است. تحقیقات نشان داد که محتوای کلروفیل کل (a و b) در برگ­های ده روزه لوبیا تحت تیمار با افزایش غلظت فلزات سنگین (سرب، مس، کادمیوم و جیوه) به­تدریج کاهش یافت (49). به­کارگیری غلظت­های 500، 100 و 200 میلی­گرم بر لیتر سرب در Ipomoea lacunose L. محتوای کلروفیل را کاهش داد (27). همچنین کریمی و همکاران (1392) (7) گزارش دادند که با افزایش غلظت سرب در محلول غذایی، محتوای کلروفیل a، b و کلروفیل کل گیاه کنگر­فرنگی کاهش معنی­دار یافته است. نتایج این تحقیقات با نتایج به­دست آمده از این پژوهش مطابقت دارد.

نتایج نشان­دهنده­ عدم اختلاف معنی­دار محتوای پروتئین کل با نمونه شاهد و افزایش معنی­دار فعالیت پراکسیداز و کاتالاز در نمونه­های تحت تیمار بود. به­نظر می­رسد یکی از اثرات سمیت سرب القا استرس اکسیداتیو در گیاه به دلیل تولید ROS و در نتیجه بر­هم خوردن وضعیت اکسیداسیون و احیاست. اگرچه برخی از ROS­ها ممکن است به­عنوان مولکول­های مهم علامت­دهی تغییردهنده بیان ژن و تنظیم­کننده فعالیت پروتئین­های دفاعی ویژه عمل کنند اما همه­ ROS­ها می­توانند در غلظت­های بالا برای موجودات بسیار مضر باشند. سرب تولید ROS در گیاهان را القا می­کند و چنین تولیدی به شدت تنش، تکرار دوره­های تنش و سن گیاه وابسته است (14). باوجود اینکه فرایندهای تولید­کننده ROS تحت شرایط نرمال آرام است اما سرب این فرایندها را تسریع می­بخشد. هنگامیکه دانه­رست­های برنج (Oryza sativa) تحت تیمار غلظت­های 500 و 1000 میکرومولار نیترات سرب در یک دوره­ 20-5 روزه قرار گرفتند افزایش 21 تا 177 درصدی در میزان فعالیت لیپید پراکسیداز مشاهده شد که نشان می­دهد سرب تنش اکسیداتیو را در گیاهان القا کرده است. طیف وسیعی از مکانیسم­های حفاظتی در گیاهان وجود دارد که برای حذف ROS پیش از آنکه باعث تخریب بخش­های حساس ماشین سلولی شوند انجام وظیفه می­کنند. کاتالاز به­عنوان یک آنزیم آنتی­اکسیدان H2O2 را به آب و اکسیژن تجزیه می­کند (44). نقش پراکسیداز نیز به­عنوان آنزیم تنش در گیاهان به­طور گسترده­ای پذیرفته شده است. افزایش فعالیت پراکسیداز تحت تیمار سرب به رهاسازی پراکسیداز موجود در دیواره­های سلولی مرتبط می­باشد (20و43). به‌طوری‌که گزارش شده است که سرب فعالیت پراکسیدازی را در سویا، برنج و غیره القا کرده است (30و44).

در این تحقیق فعالیت آنزیم پراکسیداز در غلظت 1200 میکرومول بر لیتر کاهش یافت که این می­تواند به علت اثرات مضر تولید بالای ROS سمی باشد.

فعالیت آنزیم­های پراکسیداز و کاتالاز در لپه­ها، هیپوکوتیل­ها و ریشه­چه­های Luffa cylindrica به­طور معنی­داری با افزایش غلظت سرب افزایش یافت (26). در تیمار .Eichhornia crassipes Mart با نیترات سرب فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدان همانند آسکوربات پراکسیداز و پراکسیداز به­طور مثبتی با افزایش غلظت سرب افزایش یافت، در حالیکه در مورد سوپراکسیددسموتاز و کاتالاز با افزایش غلظت سرب تا 800 میلی­گرم بر لیتر فعالیت آنزیم افزایش و بعد در غلظت­های بالاتر هم در ریشه و هم در برگ کاهش یافت (32).

ایرانبخش و همکاران (1389) (2) نشان دادند که میزان فعالیت آنزیم­های پراکسیداز و کاتالاز در گیاه سویا (Glycine max L.) تحت تیمار با کلرید روی و کلرید سرب در همه­ غلظت­های استفاده شده افزایش معنی­دار داشته است. همچنین افزایش معنی­دار فعالیت این دو آنزیم در تیمار sugar beet (37) و کلزا (رنجبر و همکاران 1390) (6) با سرب مشاهد شد. که با نتایج به­دست آمده از این پژوهش همسو است. موسوی و همکاران (1391) (8) گزارش کردند که سیر در مواجه با افزایش غلظت نیترات سرب تا 1000میلی­گرم در کیلوگرم خاک افزایش معنی­داری در میزان آنزیم کاتالاز داشته است و بعد کاهش در فعالیت آنزیم در غلظت 1500 مشاهد گردید. در این آزمایش تفاوت معنی­دار در سطوح فعالیت آنزیم پراکسیداز گزارش نشد.

نتیجه­گیری

سرب فلزی سمی برای محیط­زیست موجودات زنده است. نتایج به­دست آمده از این پژوهش نشان داد که سطوح مختلف سرب تأثیر معنی­داری بر خصوصیات مرفولوژیک و فیزیولوژیکی گیاه اطلسی دارد. سرب بر رشد گیاهان اثر منفی داشته که می­تواند بر محیط­زیست اثرات مخربی بر جای بگذارد.

سپاسگزاری

این پژوهش با استفاده از اعتبار پژوهشی تأمین شده توسط معاونت محترم پژوهشی دانشگاه بوعلی سینا انجام شده است. مؤلفان مراتب تقدیر و تشکر خود را از همکاران محترم معاونت پژوهشی و همچنین همکاران محترم فضای سبز و گلخانه دانشگاه اعلام می‌کنند. 

1-      امینی، ف.، امیرجانی، م.ر. 1391. اثر تیمار نیکل و سرب بر محتوای کلروفیل و تجمع این فلزات در گیاه یونجه (Medicago sativa)، مجله تولید و فرآوری محصولات زراعی و باغی، سال دوم، شماره ششم، 19-11.

2-      ایرانبخش، ع.، مجد، ا.، نقوی، ف. 1389. بررسی تاثیر کلرید روی و کلرید­سرب بر جوانه­زنی و رشد دانه­رست­های سویا (Glycin max L.)، فصلنامه پژوهش­های علوم گیاهی، شماره پیاپی20، سال پنجم، شماره چهارم، 73-63.

3-      توکلی، م.، چهرگانی­راد، ع.، لاری یزدی، ح.، پاکدل، ع. 1390. مطالعه اثر غلظت­های مختلف سرب و سالیسیلیک اسید بر برخی شاخص­های رشد گیاه بادمجان (.Solanum melongena L)، مجله زیست شناسی گیاهی، سال سوم شماره هفتم، 40-29.

4-      چراتی­آرائی، ع.، خانلریان خطیری، م. 1387. بررسی تاثیر سرب بر جوانه­زنی، مقدار پروتئین و پرولین و ارزش تحمل به سرب در دو رقم کلزا، مجله علوم محیطی، سال پنجم، شماره سوم، صفحه 52-41.

5-      خلیقی، ا.، 1387. پرورش گیاهان زینتی ایران . انتشارات روزبهان. تهران. 140 صفحه.

6-      رنجبر، م.، لاری یزدی، ح. برومند جزی، ش. 1390. تاثیر سالیسیلیک اسید بر رنگیزه­های فتوسنتزی، محتوای قند و آنزیم­های آنتی­اکسیدانی در گیاه کلزا تحت تنش سرب، مجله زیست­شناسی گیاهی، سال سوم، شماره نهم، صفحه 52-39.

7-      کریمی، ن.، خان­احمدی، م.، مرادی، ب. 1392. اثر غلظت­های مختلف سرب بر برخی پارامترهای فیزیولوژیکی گیاه کنگر­فرنگی، مجله پژوهش­های تولید گیاهی، دوره بیستم، شماره اول، 62-49.

8-      موسوی، م.، باقی­زاده، ا.، آقایاری، ف.، افضلی­گروه، د.، محمدی، ن. 1391. بررسی تجمع سرب در قسمت­های مختلف گیاه سرب و واکنش گیاه به تنش اکسیداتیو سرب، مجله زراعت و اصلاح نباتات، جلد هشتم، شماره دوم، صفحه 118-111.

 

9-      Alloway, B. J. 1995. Heavy metals in soils: Springer Science & Business Media. 368 pages

10-   Arnon, D. I. 1949. Copper enzymes in isolated chloroplasts. Polyphenoloxidase in Beta vulgaris. Plant physiology, 24(1), 1.

11-   Bradford, M. M. 1976. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical biochemistry, 72(1), 248-254.

12-   Burton, K., Morgan, E., & Roig, A. 1984. The influence of heavy metals upon the growth of sitka-spruce in South Wales forests. Plant and soil, 78(3), 271-282.

13-   Burzynski, M. 1987. Influence of lead and cadmium on the absorption and distribution of potassium, calcium, magnesium and iron in cucumber seedlings. Acta Physiologiae Plantarum.

14-   Chaitanya, K. K., & Naithani, S. C. 1994. Role of superoxide, lipid peroxidation and superoxide dismutase in membrane perturbation during loss of viability in seeds of Shorea robusta Gaertn. f. New Phytologist, 126(4), 623-627.

15-   Chance, B., & Maehly, A. 1955. Assay of catalases and peroxidases, Method enzymiology. 11:746-775.

16-   Dawes, I. W. 2000. Responses of eukaryotic cells to oxidative stress. Journal of Applied Biological Chemistry, 43(4), 211-217.

17-   Drazkiewicz, M. 1994. Chlorophyllase: occurrence, functions, mechanism of action, effects of external and internal factors (Review). Photosynthetica .30:321-331 .

18-   Ernst, W. 1998. Effects of heavy metals in plants at the cellular and organismic level. Ecotoxicology. Wiley, New York, 587-620.

19-   Eun, S. O., Shik Youn, H., & Lee, Y. 2000. Lead disturbs microtubule organization in the root meristem of Zea mays. Physiologia Plantarum, 110(3), 357-365.

20-   Gaspar, T., Penel, C., Thorpe, T., & Greppin, H. 1982. Peroxidases 1970-1980. A survey of their biochemical and physiological roles in higher plants. Genève : Université de Genève, Centre de botanique, 324 pages.

21-   Heckathorn, S. A., Mueller, J. K., LaGuidice, S., Zhu, B., Barrett, T., Blair, B., & Dong, Y. 2004. Chloroplast small heat-shock proteins protect photosynthesis during heavy metal stress. American Journal of Botany, 91(9), 1312-1318.

22-   Huang, J. W., Chen, J., Berti, W. R., & Cunningham, S. D. 1997. Phytoremediation of lead-contaminated soils: role of synthetic chelates in lead phytoextraction. Environmental Science & Technology, 31(3), 800-805.

23-   Islam, E., Liu, D., Li, T., Yang, X., Jin, X., Mahmood, Q., . . . Li, J. 2008. Effect of Pb toxicity on leaf growth, physiology and ultrastructure in the two ecotypes of Elsholtzia argyi. Journal of hazardous materials, 154(1), 914-926.

24-   Islam, E., Yang, X., Li, T., Liu, D., Jin, X., & Meng, F. 2007. Effect of Pb toxicity on root morphology, physiology and ultrastructure in the two ecotypes of Elsholtzia argyi. Journal of hazardous materials, 147(3):806-816.

25-   Jeliazkova, E., Craker, L. E., & Xing, B. 2003. Seed germination of anise, caraway, and fennel in heavy metal contaminated solutions. Journal of herbs, spices & medicinal plants, 10(3), 83-93.

26-   Jiang, N., Luo, X., Zeng, J., Yang, Z. R., Zheng, L., & Wang, S. T. 2010. Lead toxicity induced growth and antioxidant responses in Luffa cylindrica seedlings. Int. J. Agric. Biol, 12(2), 205-210.

27-   Kambhampati, M. S., Begonia, G. B., Begonia, M. F., & Bufford, Y. 2005. Morphological and physiological responses of morning glory (Ipomoea lacunosa L.) grown in a lead-and chelate-amended soil. International journal of environmental research and public health, 2(2), 299-303.

28-   Kim, Y.-Y., Yang, Y.-Y., & Lee, Y. 2002. Pb and Cd uptake in rice roots. Physiologia Plantarum, 116(3), 368-372.

29-   Koroi, S. A. A. 1989. Gelektrophers tissue and spectral photometris chon under change Zomeinfiussdr temperature and structure Peroxidase isoenzyme. Physiology Vegetation, 20, 15-23.

30-   Lee, K., Cunningham, B., Paulsen, G., Liang, G., & Moore, R. 1976. Effects of cadmium on respiration rate and activities of several enzymes in soybean seedlings. Physiologia Plantarum, 36(1), 4-6.

31-   Li, Q., Yu, L.-j., Deng, Y., Li, W., Li, M.-t., & Cao, J.-h. 2007. Leaf epidermal characters of Lonicera japonica and Lonicera confuse and their ecology adaptation. Journal of Forestry research, 18(2), 103-108.

32-   Malar, S., Vikram, S. S., Favas, P. J., & Perumal, V. 2014. Lead heavy metal toxicity induced changes on growth and antioxidative enzymes level in water hyacinths [Eichhornia crassipes (Mart.)]. Botanical Studies, 55(1), 1-11.

33-   Małkowski, E., Kita, A., Galas, W., Karcz, W., & Kuperberg, J. M. 2002. Lead distribution in corn seedlings (Zea mays L.) and its effect on growth and the concentrations of potassium and calcium. Plant Growth Regulation, 37(1), 69-76.

34-   Molas, J. 2002. Changes of chloroplast ultrastructure and total chlorophyll concentration in cabbage leaves caused by excess of organic Ni (II) complexes. Environmental and Experimental Botany, 47(2), 115-126.

35-   Monni, S., Uhlig, C., Junttila, O., Hansen, E., & Hynynen, J. 2001. Chemical composition and ecophysiological responses of Empetrum nigrum to aboveground element application. Environmental pollution, 112(3): 417-426.

36-   Murakami, M., & Ae, N. 2009. Potential for phytoextraction of copper, lead, and zinc by rice (Oryza sativa L.), soybean (Glycine max [L.] Merr.), and maize (Zea mays L.). Journal of hazardous materials, 162(2), 1185-1192.

37-   Naderi, N., Mirzamasoumzadeh, B., & Aghaei, A. 2013. Effects of different levels of Lead (Pb) on physiological characteristics of sugar beet. Intl J Agri Crop Sci., 5 (10), 1154-1157,

38-   Obroucheva, N., Bystrova, E., Ivanov, V., Antipova, O., & Seregin, I. (1998). Root growth responses to lead in young maize seedlings. Plant and soil, 200(1), 55-61.

39-   Prasad, S. M., Dwivedi, R., Zeeshan, M., & Singh, R. 2004. UV-B and cadmium induced changes in pigments, photosynthetic electron transport activity, antioxidant levels and antioxidative enzyme activities of Riccia sp. Acta Physiologiae Plantarum, 26(4), 423-430.

40-   Seregin, I., & Ivanov, V. 2001. Physiological aspects of cadmium and lead toxic effects on higher plants. Russian Journal of Plant Physiology, 48(4), 523-544.

41-   Shakirova, F. M., Sakhabutdinova, A. R., Bezrukova, M. V., Fatkhutdinova, R. A., & Fatkhutdinova, D. R. 2003. Changes in the hormonal status of wheat seedlings induced by salicylic acid and salinity. Plant Science, 164(3), 317-322.

42-   Sharma, P., & Dubey, R. S. 2005. Lead toxicity in plants. Brazilian Journal of Plant Physiology, 17(1), 35-52.

43-   Subhashini, K., & Reddy, G. 1990. Effect of salt stress on enzyme activities in callus cultures of tolerant and susceptible rice cultivars. Indian Journal of Experimental Biology, 28(3), 277-279.

44-   Verma, S., & Dubey, R. 2003. Lead toxicity induces lipid peroxidation and alters the activities of antioxidant enzymes in growing rice plants. Plant Science, 164(4), 645-655.

45-   Wang, C., Zhang, S. H., Wang, P. F., Hou, J., Zhang, W. J., Li, W., & Lin, Z. P. 2009.The effect of excess Zn on mineral nutrition and antioxidative response in rapeseed seedlings. Chemosphere, 75(11), 1468-1476.

46-   Wierzbicka, M., & Obidzińska, J. 1998. The effect of lead on seed imbibition and germination in different plant species. Plant Science, 137(2), 155-171.

47-   Woźny, A., Zatorska, B., & Młodzianowski, F. 1982. Influence of lead on the development of lupin seedlings and ultrastructural localization of this metal in the roots. Acta Societatis Botanicorum Poloniae, 51(3-4), 345-351.

48-   Yang, X., Baligar, V., Martens, D., & Clark, R. 1996. Plant tolerance to nickel toxicity: I. Influx, transport, and accumulation of nickel in four species. Journal of plant nutrition, 19(1), 73-85.

49-   Zengin, F. K., & Munzuroglu, O. 2005. Effects of some heavy metals on content of chlorophyll, proline and some antioxidant chemicals in bean (Phaseolus vulgaris L.) seedlings. Acta Biologica Cracoviensia Series Botanica, 47(2), 157-164.