نوع مقاله: مقاله پژوهشی

نویسندگان

دانشگاه شهید باهنر کرمان

چکیده

چکیده
متیل‌جاسمونات یک هورمون گیاهی است که به طور وسیع در گیاهان انتشار یافته و نقش مهمی در فعالیت فیزیولوژیکی در گیاهان ایفا می‌کند. مس عنصری ضروری برای گیاه می‌باشد. مقدار زیاد آن باعث ایجاد سمیت در گیاه از طریق ایجاد گونه‌های فعال اکسیژن می‌شود. در این تحقیق اثر احتمالی تیمارهای مختلف متیل‌جاسمونات بر کاهش تنش اکسیداتیو در گیاه شاهی(Lepidium sativum)، تحت سطوح مختلف تنش مس(50، 100 و 200 میکرومولار (CuSo4، مورد بررسی قرار گرفت. برای این منظور، پراکسیداسیون لیپیدها، میزان پروتئین و فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانی اندازه‌گیری شد. نتایج نشان داد که تنش مس به تنهایی باعث افزایش میزان مالون دآلدئید، پراکسید‌هیدروژن و فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدان کاتالاز((CAT، آسکوربات‌پراکسیداز((APX و گایاکول-پراکسیداز((GPX گردید. اما تیمارهای5 و10 میکرومولار متیل‌جاسمونات سبب بهبود پارامترهای مذکور تحت تنش مس گردید، که نشان‌دهنده کاهش خسارت اکسیداتیو و تاثیر متیل‌جاسمونات در افزایش تحمل گیاه شاهی در شرایط تنش مس می‌باشد.
کلمات کلیدی: آنزیم‌های آنتی‌اکسیدان، گیاه شاهی، متیل‌جاسمونات، مس.

کلیدواژه‌ها

موضوعات

عنوان مقاله [English]

Impact of methyl jasmonate on reducing of oxidative stress in Garden cress (Lepidium sativum L.) under copper stress

چکیده [English]

ABSTRACT

Methyl jasmonate is a phytohormone widely distributed and plays an important role in some physiology activities in plant. Copper is an essential element for plants. On the other hand, excess copper is present in certain regions and environments, and can be potentially toxic to plants causing phytotoxicity by the formation of reactive oxygen species that damage cells. In this study, we examined impact of various concentrations of methyl jasmonate (0, 5, 10, and 20 µM) on reducing of oxidative stress in Garden cress (Lepidium sativum L.) under different levels of Cu (50, 100, and 200 µM CuSO4) copper stress.The results showed that copper stress treatment alone increased MDA, H2O2 and antioxidative enzyme activity like catalase (CAT), guaiacol peroxidase (GPX), ascorbate peroxidase (APX) and plant survival under copper stress. It is indicating that methyl jasmonate treatment caused decrease in oxidative damge and increase copper tolerance of plants significantly.

Keywords: antioxidative enzymes, Cu stress, Lepidium sativum, methyl jasmonate

کلیدواژه‌ها [English]

  • Keyword: antioxidative enzymes
  • cu stress
  • Lepidium sativum
  • Methyl Jasmonate

اثر جاسمونیک­اسید بر کاهش القاء تنش اکسیداتیو در گیاه تره تیزک
(
Lepidium sativum) تحت تنش مس

الهام اسدی کرم*، زهرا اسرار و بتول کرامت

کرمان، دانشگاه باهنر کرمان، دانشکده علوم، ، گروه زیست­شناسی 

تاریخ دریافت: 25/7/92                تاریخ پذیرش: 19/4/93 

چکیده 

متیل­جاسمونات یک هورمون گیاهی است که به طور وسیع در گیاهان انتشار یافته و نقش مهمی در فعالیت فیزیولوژیکی در گیاهان ایفا می­کند. مس عنصری ضروری برای گیاه می­باشد. مقدار زیاد آن باعث ایجاد سمیت در گیاه از طریق ایجاد گونه­های فعال اکسیژن می­شود. در این تحقیق اثر احتمالی تیمارهای مختلف متیل­جاسمونات بر کاهش تنش اکسیداتیو در گیاه شاهی (Lepidium sativum)، تحت سطوح مختلف تنش مس(50، 100 و 200 میکرومولار (CuSo4 مورد بررسی قرار گرفت. برای این منظور، پراکسیداسیون لیپیدها، میزان پروتئین و فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدانی اندازه­گیری شد. نتایج نشان داد که تنش مس به تنهایی باعث افزایش میزان مالون دآلدئید، پراکسید­هیدروژن و فعالیت آنزیم­های آنتی‌اکسیدان کاتالاز ((CAT، آسکوربات­پراکسیداز ((APX و گایاکول­پراکسیداز ((GPX شد. اما تیمارهای 5 و 10 میکرومولار متیل­جاسمونات سبب بهبود پارامترهای مذکور تحت تنش مس گردید، که نشان‌دهنده کاهش خسارت اکسیداتیو و تأثیر متیل­جاسمونات در افزایش تحمل گیاه شاهی در شرایط تنش مس می‌باشد. 

واژه‌های کلیدی: آنزیم­های آنتی­اکسیدان، گیاه شاهی، متیل­جاسمونات، مس.

* نویسنده مسئول، تلفن: 03924223640 ، پست الکترونیکی: asadikaram_e2007@yahoo.com

مقدمه

 

مس عنصری کم مصرف اما ضروری برای رشد و نمو همه گیاهان می­باشد (33)؛ با وجود این، مس می­تواند در غلظت‌های بالا برای گیاهان و جانوران باعث سمیت شود (16). مس یک فلز واسطه رودکس ضروری است و به علت داشتن حالت­های مختلف اکسیداسیونی در بسیاری از فرایندهای فیزیولوژیکی شرکت می­کند. ویژگی­های ردوکس2+ Cu با سمیت ذاتی آن مرتبط می­باشد. چرخه ردوکس بین Cu2+ و Cu+ می­تواند تولید رادیکال­های هیدروکسیل بسیار سمی را از طریق واکنش فنتون کاتالیز کند. این رادیکال­ها DNA ، لیپید­ها، پروتئین­ها و سایر مولکول­های زیستی را تخریب می‌کنند (47). در شرایط نرمال در سلول­ها، سیستم دفاعی آنتی­اکسیدان کارا و کافی در برابر گونه­های فعال اکسیژن وجود دارد. آنزیم­های آنتی اکسیدان نقش مهمی را در سازگاری و بقای گیاهان در طی دوره­ تنش ایفا می­کنند (14). در شرایط تنش، تشکیل ROS بیشتر از توانایی گیاه برای بر طرف کردن آن است و در نتیجه منجر به صدمات اکسیداتیو در گیاهان می­شود (24). مدارک زیادی وجود دارد که نشان می­دهد مقادیر مس اضافی باعث ایجاد تنش اکسیداتیو در گیاهان می‌شود، به طور مثال در گیاهان ذرت (5) و برنج (9) مس باعث ایجاد تنش اکسیداتیو شده است. جاسمونات­ها یک گروه از تنظیم­کننده­های گیاهی هستند که سبب ایجاد پاسخ­های متفاوتی در گیاهان می‌شوند و در تنش­های زیستی و غیرزیستی به صورت سریع و گذرا تجمع می­یابند. جاسمونیک­اسید در گیاه باعث افزایش واکنش به تحریکات خارجی مانند زخم، نیروی مکانیکی، حمله پاتوژن و تنش اسمزی می­شود (34). خانواده شب بو خانواده­ ای شامل 300 جنس و 1500 گونه است. Lepidium یکی از جنس­های خانواده شب بو است که شامل چندین گونه است و در آب و هوای گرم رشد می‌کند (39). این خانواده شامل گیاهان دارویی و گیاهانی که به عنوان غذا مصرف می­شوند، است. جنسLepidium  کاربرد دارویی مهمی در بهبود بیماری­های آسم، تب، خونریزی، اسهال خونی، ناتوانی جنسی، ذات الریه، دل پیچه، سردرد، گلودرد، نامنظمی قاعدگی، روماتیسم، تومور رحم و سرطان سینه دارد (2). جاسمونات­­ها (جاسمونیک­ اسید و متیل استر آن، متیل­جاسمونات) گروه جدیدی از تنظیم کننده­های رشد گیاه محسوب می­­شوند که در بسیاری از فرایندهای فیزیولوژیک گیاه شرکت و نقش تدافعی در گیاه ایفا می­کنند (18). جاسمونات­ها به طور معمول در برگ­های جوان، گل­ها و میوه­ها به فراوانی یافت می­شوند و در پاسخ گیاه به استرس­های محیطی نقش مهمی ایفا کرده و موجب کاهش خسارتهای ناشی از تنش­های محیطی در گیاه می­شوند (11). به طور معمول جاسمونیک­اسید و متیل­جاسمونات در مطالعات زیست شناسی مورد استفاده قرار می­گیرند (20). گزارش شده که کاربرد جاسمونات در غلظت 1/0 میکرومولار باعث کاهش صدمات ناشی از سمیت سرب در نوعی عدسک آبی شده است (35). گزارشهای دیگر ازجمله تأثیر متیل­جاسمونات بر کاهش خسارتهای ناشی از تنش کم آبی در ذرت (25) و همچنین اثر بر سازگاری گیاه جو به تنش شوری (44) بیانگر کارآیی ترکیب فوق در زمینه کاهش خسارتهای ناشی از تنش­های محیطی در گیاهان می­باشد. این تحقیق به منظور بررسی تأثیر احتمالی متیل­جاسمونات در کاهش تنش اکسیداتیو ایجاد شده توسط فلز سنگین مس در گیاه شاهی(Lepidium sativum) انجام شده است.

مواد و روشها

بذرها از مرکز تحقیقات کشاورزی کرج تهیه شد. بذرهای یکسان با سدیم هیپوکلریت 5/0 درصد به مدت یک دقیقه ضدعفونی شده و سپس دو بار با آب مقطرشستشه شدند. برای کشت گیاه، از گلدان­های پلاستیکی با قطر 12 سانتیمتر حاوی پرلیت استفاده شد. سپس بذرهای خیس خورده به گلدانها منتقل شدند. برای هر تیمار 3 گلدان به عنوان 3 تکرار در نظر گرفته شد. در هر گلدان دو بذر به عنوان دو نمونه کاشته شد. گلدانها پس از کشت در گلخانه، در شرایط نوری (16 : 8) (نور/ تاریکی) با شدت نور 14 کیلو­لوکس، رطوبت 75 درصد و دمای (16) درجه سانتیگراد (تاریکی/ نور) قرار گرفتند و به منظور تأمین املاح مورد نیاز گیاه، گلدان­ها هفته­ای 3 مرتبه با محلول غذایی هوگلند 2/1 با pH  تقریبی1± 7/5 بمدت 3 هفته آبیاری شدند. پس از اینکه گیاهان به رشد کافی رسیدند (مرحله سه جفت برگی)، به مدت دو هفته به صورت یک روز در میان، تیمارهای مس و جاسمونات به طور همزمان اعمال گردید. به منظور تهیه­ محلولهایی با غلظت­های 0، 50، 100 و 200 میکرومولار مس، مقدار مناسبی از سولفات مس به محلول هوگلند اضافه گردیده و pH محلول­ها با استفاده از اسید­کلریدریک و سود یک میلی­مولار تنظیم شد. محلول­ها به صورت یک روز در میان به حجم 50 میلی لیتر به گلدانها اضافه و در فواصل بین تیمارها به منظور مرطوب نگه داشتن خاک و ممانعت از تجمع بیش از حد نمک در گلدان­ها از آب مقطر استفاده می­شد. محلول­پاشی گیاهان توسط متیل­جاسمونات نیز با غلظت­های 0، 5، 10 و20 میکرومولار همزمان با تیمار محلول­های مس شروع و به مدت دو هفته ادامه داشت. پس از گذشت دو هفته نمونه­ها برداشت شدند و بعد پارامترهای مورد نظر اندازه­گیری شد. اندازه­گیری مالون­دآلدئید (MDA) به روش Packer  وHeath   (19) انجام شد. غلظت سایر آلدئیدها (پروپانال، بوتانال، هگزانال، هپتانال و پروپانال دی متیل استال) با روش Meirs و همکاران(28) انجام شد. سنجش پراکسید­هیدروژن با استفاده از روش  Velikova و همکاران (43) انجام شد. برای سنجش مقدار پروتئین از روش Bradford (7) استفاده شد. برای سنجش فعالیت آنزیم کاتالاز (CAT)(EC 1.11.1.6) از روش Dhindsa و همکاران(13) استفاده شد. سنجش فعالیت آنزیم پراکسیداز (POD)(EC 1.11.1.7) با استفاده از روش Plewa و همکاران (36) انجام شد. سنجش فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز (APX)(EC1.11.1.1) با روش Nakano و Asada (30)  انجام گردید.

آنالیز آماری: این تحقیق در قالب یک طرح فاکتوریل کاملاً تصادفی انجام شد. برای هر تیمار سه تکرار در نظر گرفته شد. داده­های حاصل از اندازه­گیری پارامترها، با استفاده از نرم افزار SPSS تحت آنالیز واریانس یک طرفه قرار گرفتند و میانگین داده­ها با آزمون دانکن مقایسه شدند. 05/0P < به عنوان اختلاف معنی­دار در نظر گرفته شد.

نتایج

نتایج حاصل از مقایسه میانگین داده­ها، نشان داد که غلظت­های 50، 100 و 200 میکرومولار مس به تنهایی، باعث افزایش معنی­دار میزان مالون­ دآلدئید و سایر آلدئیدها و پراکسیدهیدروژن در مقایسه با گیاه شاهد شد. تیمار متیل­جاسمونات به تنهایی، در غلظت 10 و 20 میکرومولار نیز افزایش معنی­دار میزان مالون­دآلدئید برگ را نسبت به گیاه شاهد نشان داد. تیمار 10 میکرومولار متیل­جاسمونات و 100 میکرومولار مس، باعث کاهش معنی­دار میزان آن نسبت به گیاهان در شرایط تنش بدون تیمار جاسمونات شد. در بررسی تیمار توام، تیمارهای5 و 10 میکرومولار متیل­جاسمونات با 100 میکرومولار مس باعث کاهش معنی­دار مقدار سایر آلدئیدها در اندام هوایی نسبت به گیاهان شاهد گردید. البته تنها تیمار 5 میکرومولار متیل­جاسمونات در غلظت 100 میکرومولار مس باعث کاهش معنی­دار پراکسیدهیدروژن نسبت به شاهد شده است. تیمار مس و متیل­جاسمونات هریک به تنهایی تأثیر معنی­داری بر میزان پروتئین­های برگ نداشت. تیمار توام 10 میکرومولار متیل­جاسمونات با غلظت های 100 و200 میکرومولار مس، باعث افزایش معنی­دار میزان پروتئین نسبت به گیاهان شاهد گردید. کمترین میزان پروتئین در تیمار توام 50 میکرومولار مس و 5 میکرومولار متیل­جاسمونات مشاهده شد (جدول1).

تیمار مس باعث افزایش فعالیت آنزیم کاتالاز، گایاکول پراکسیداز و آسکوربات پراکسیداز در برگ گیاه نسبت به گیاهان شاهد شد. تیمار گیاهان با متیل­جاسمونات 5 میکرومولار باعث افزایش معنی­دار فعالیت کاتالاز در شرایط کنترل شد. در تیمار توام  10 و 20 میکرومولار متیل­جاسمونات در غلظت­های 50 و 100 میکرومولار تغییر معنی­داری در فعالیت کاتالاز نسبت به شرایط کنترل مشاهده نشده است. در حالی که نسبت به شرایط تنش بدون تیمار جاسمونات کاهش معنی‌داری داشته است. استفاده از تیمار متیل­جاسمونات در برگ، باعث تغییر معنی­داری در فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز در شرایط کنترل نشد. تیمار گیاهان با متیل­جاسمونات 5، 10 و 20 میکرومولار باعث کاهش فعالیت آسکوربات پراکسیداز نسبت به شرایط تنش بدون تیمار جاسمونات گردید. تیمار متیل­جاسمونات به تنهایی نیز باعث کاهش معنی‌داری گایاکول پراکسیداز در گیاهان شاهد شد. کاربرد متیل­جاسمونات 10 میکرومولار در همه تیمارهای مس در مقایسه با گیاهان تیمار نشده با متیل­جاسمونات و شاهد معنی­دار بود و باعث کاهش فعالیت آنزیم گردید.

بحث

فلزات سنگین از طریق افزایش تجمع  ROSو در اثر تنش اکسیداتیو حاصل از آن، منجر به تخریب ساختار غشا می شود. گونه­های فعال اکسیژن منجر به پراکسیداسیون لیپیدهای غشا و تغییر در نفوذ­پذیری غشا (نشت یونی) و خسارت به سلول می­گردند. از این‌رو غشاهای زیستی آسیب دیده و قابلیت نفوذپذیری آنها مختل می­شود.

 

جدول 1- اثر متیل­جاسمونات بر برخی از پارامترهای رشد در گیاه شاهی تحت تنش مس. برای هر تیمار سه تکرار در نظر گرفته شد. مقایسه میانگین­ها با آزمون دانکن انجام شد، 05/0p >  به عنوان اختلاف معنی­دار در نظر گرفته شد. حروف متفاوت نشانه معنی­دار بودن است و میانگین­های دارای حروف مشابه از نظر آماری اختلافی ندارند.

پروتئین( میکرو گرم بر گرم وزن تر)

هیدروژن­پراکسید (میکرومول بر گرم وزن تر)

سایر آلدئیدها (نانومول بر گرم وزن تر)

مالون دآلدئید (نانومول بر گرم وزن تر)

مس (میکرومولار)

متیل جاسمونات

(میکرومولار)

87/197cdef

87/12efg

0005/0f

122/0g

0

0

72/191ef

05/20cd

0031/0cde

167/0ef

50

0

48/222def

64/23c

0043/0abc

204/0abc

100

0

14/197bcdef

03/30b

0056/0ab

243/0a

200

0

35/163g

41/14def

0025/0de

137/0fg

0

5

01/160g

48/7gh

0031/0cde

182/0cde

50

5

83/203abcde

92/4h

0025/0de

189/0bcde

100

5

56/213abc

35/12efg

0057/0a

215/0abc

200

5

06/177fg

66/14def

0039/0abc

206/0abcd

0

10

64/182cdef

01/12efg

0043/0cde

197/0cde

50

10

08/219a

12/13efg

0025/0de

174/0def

100

10

35/217ab

78/8fgh

0027/0cde

202/0abcde

200

10

53/199abcde

35/22c

0039/0bcd

209/0bcde

0

20

87/195cdef

78/18cde

0022/0e

224/0ab

50

20

23/202bcdef

05/30b

0028/0cde

204/0abcde

100

20

07/214abcd

02/39a

0028/0cde

219/0abc

200

20

 

 

رادیکال­های آزاد اکسیژن با پراکسیداسیون اسیدهای چرب غیر اشباع، آلدئیدهایی مثل مالون­دآلدئید را تولید می­کنند که این محصولات آلدئیدی معمولا به عنوان شاخص تنش اکسیداتیو اندازه­گیری می­شوند (40). با افزایش غلظت فلز سنگین مس، مقدار مالون­دآلدئید و محتوای سایر آلدئید در گیاهان شاهی افزایش یافته است و این نشان می­دهد که تنش مس در شرایط آزمایش منجر به خسارت به غشا گردیده و پراکسیداسیون لیپیدها را افزایش داده است (جدول1). گزارش شده که افزایش مقدار مالون­دآلدئید در برگ­های گوجه فرنگی تحت تنش مس می­تواند به دلیل آسیب دستگاه فتوسنتزی، کاهش قدرت احیاکنندگی آنتی­اکسیدان­ها و کاهش انرژی متابولیکی سلول برای برآورده کردن نیازهای مربوطه باشد(8).

در این پژوهش مشاهده شد که کاربرد غلظت­های 5 و10 میکرومولار متیل­جاسمونات در گیاهان تحت تیمار با مس، باعث کاهش محصولات پراکسیداسیون لیپیدها و در نتیجه تخفیف اثرات ناشی از تنش مس در غلظت­های 100 و 200 میکرومولار در گیاهان شاهی شد. گزارش شده که استرس کم آبی در گیاه توت فرنگی باعث افزایش محتوای مالون­دآلدئید گردیده است، درحالی که تیمار این گیاهان با متیل­جاسمونات به طور مؤثر از پراکسیداسیون لیپیدها و تولید MDA کاسته است. گفته شده که متیل­جاسمونات با بالا نگه داشتن سطح فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیداتیو مانند کاتالاز و سوپراکسید­دیسموتاز مانع اثر رادیکال­های آزاد حاصل از تنش بر غشاء گردیده است (46).

تیمار 10 و 20 میکرومولار متیل­جاسمونات باعث افزایش محتوای مالون­دآلدئید و سایر آلدئیدها شده است. در گیاهچه‌های بادام زمینی مشاهده شده است که متیل­جاسمونات در غلظت­های 100 و 250 میکرومولار باعث افزایش معنی­دار محتوای مالون­دآلدئید در برگ­ها و ریشه­های گیاهان تیمار شده گردیده است (23). با توجه به گزارش فوق و نتایج حاصل از این تحقیق می­توان اظهار داشت که متیل­جاسمونات در غلظت پایین با اثر بر سیستم دفاع آنتی اکسیدانی، باعث ممانعت از آسیب وارده به غشا در شرایط تنش مس شده است.

یکی از اثرات تنش­های محیطی افزایش تولید گونه­های فعال اکسیژن و القای تنش اکسیداتیو می­باشد(41). آنزیم SOD اولین خط دفاعی در برابر ROS است و باعث حذف رادیکال­های O2- و تولید H2O2  می­گردد. پراکسید­هیدروژن یکی از گونه­های اکسیژن فعال محسوب می­شود که به سرعت در عرض غشاء منتشر می­شود و باعث اختلال در فرایند­های فیزیولوژیکی گیاه می­گردد (27). احیای آنیون سوپراکسید یا فعالیت برخی اکسیداز­ها مانند گلوکز­اکسیداز و گلیکولات اکسیداز منابع اصلی تولید H2O2 در گیاهان به‌شمار می­رود(4). پراکسید­هیدروژن باعث اکسیداسیون گروه­های SH و بازدارنده­ قوی چرخه­ کلوین است و در حضور کاتالیزورهای فلزی خاص یا کلاته­های فلزی و از طریق واکنش­های  Haber- Weiss تولید رادیکال بسیار فعال OH- می­نماید و سمیت خود را افزایش می­دهد (41). مقدار H2O2 تولید شده در سلول نیز نشان دهنده تعادل بین تولید و تجزیه گونه­های فعال اکسیژن در سلول می­باشد. غلظت­های بالای H2O2  به عنوان عامل ایجاد کننده تنش اکسیداتیو به حساب می­آیند (31). گزارش شده که مقادیر اضافی مس در گیاهچه­های ذرت باعث افزایش معنی­دار در محتوای H2O2 شده است (5). محققان دیگری اظهار داشته­اند که کاربرد متیل­جاسمونات در ریشه آفتابگردان، باعث افزایش محتوای H2O2 شده است. این افزایش، 5 دقیقه پس از تیماردهی به حداکثر مقدار خود رسیده است اما با اثر متیل­جاسمونات بر فعالیت آنزیم­هایی مانند آسکوربات­پراکسیداز و کاتالاز، مقدار H2O2 تعدیل شد (32). در حالی که در گیاه شیرین بیان، تیمار متیل جاسمونات محتوای H2O2 را افزایش داده است،  بنابراین می تواند به عنوان فاکتور تنش یا مولکول انتقال دهنده پیام‌رسان همانند سایر تنش ها عمل کند(3). نتایج ارائه شده در این تحقیق نشان داد که در برگ گیاهانی که تحت تیمار مس بوده­اند محتوای پراکسیدهیدروژن افزایش چشم­گیر نشان داد که در این شرایط، تیمارهای 5 و 10 میکرومولار متیل­جاسمونات باعث کاهش معنی­دار محتوای پراکسید­هیدروژن شد (جدول1)، دلیل این امر می­تواند اثر متیل­جاسمونات بر فعالیت آنزیم  SODو آنزیمهای آنتی اکسیداتیو مهمی مانند کاتالاز و آسکوربات پراکسیداز (به عنوان رباینده H2O2) باشد، در نتیجه کاهش محتوای H2O2 در برگ گیاه شاهی را سبب گردید. در این پژوهش محتوای پروتئین در گیاهان تحت تیمار مس نسبت به گیاهان شاهد تغییری نداشت. کاربرد متیل­جاسمونات 10 میکرومولار در غلظت 100 و 200 میکرومولار مس افزایش معنی­داری در میزان پروتئین برگ ایجاد کرده است (جدول1). گزارش شده است که در گیاهچه­هایacuminata  Musa رشد یافته تحت تیمار مس، با افزایش غلظت مس مقدار پروتئین افزایش می­یابد که این افزایش محتوای پروتئین ممکن است به علت افزایش در پروتئین باند‌شونده به فلز باشد(12). در مطالعه­ای روی گیاه  Atriplex halimusتحت تیمار مس گزارش شده است که در طی 6 ساعت بعد از شروع تیمار مس، در میزان پروتئین کاهشی مشاهده شده است که احتمال می رود در نتیجه تولید رادیکال­های آزاد توسط مقادیر اضافی مس است که منجر به آسیب سلولی در سطح DNA و اندامک­ها ازجمله میتوکندری­ها یا لیزوزوم­ها می­شود، در حالی که 24 و 48 ساعت بعد از شروع تیمار مس، افزایش در میزان پروتئین مشاهده شده است که احتمالا به علت تجمع اسیدهای آمینه آزاد مانند هیستیدین، پرولین و سیستئین در بافتهای در معرض تنش فلز سنگین مانند کادمیوم می­باشد (26). البته در موارد دیگر فلزات سنگین مثل مس، موجب کاهش محتوای پروتئین برگ جو شده است(17). با افزایش غلظت مس تا 400 میکرومولار محتوای پروتئین ریشه و برگ در گیاه Jatropha curcas افزایش پیدا کرد اما در غلظت 800 میکرومولار مس محتوای پروتئین کاهش پیدا کرد (17). در سطح سلولی، سمیت مس احتمالا ناشی از باند شدن به گروه­های سولفیدریل پروتئین ها و در نتیجه مهار فعالیت آنزیمی یا عملکرد پروتئین و تخریب اکسیداتیو می­باشد(47). مکانیسمی که مس به وسیله آن محتوای پروتئین را تحت تأثیر قرار می­دهد پیچیده بوده و احتیاج به بررسی بیشتر دارد (17). Hou و همکاران (2007) نیز نتایج مشابهی را در بررسی اثر کادمیوم و مس بر عدسک آبی گزارش کرده­اند. این محققان نشان داده­اند که 4 روز پس از تیمار گیاهان با مس و کادمیوم، کاهش محتوای پروتئین در گیاهان مورد آزمایش مشاهده گردید که البته اثر کادمیوم بسیار شدیدتر بوده است(21). علت این امر ایجاد تنش اکسیداتیو شدید توسط کادمیوم و صدمه به DNA ذکر شده است. گزارش شده است که کاربرد جاسمونیک اسید در گیاهچه بادام­زمینی باعث تغییر در الگوی پروتئینی گردیده، به طوری که پروتئین­های 18، 21، 30، 45، 47 و 97 کیلو دالتون افزایش و پروتئین­های 22 و 36 کیلو دالتونی کاهش یافته­اند(23). از طرفی Ding و همکاران (2001) اظهار داشته­اند که متیل­جاسمونات باعث القاء بیان ژن یک سری از پروتئین­های شوک گرمایی شده و از این طریق باعث افزایش مقاومت در مقابل صدمات ناشی از سرما در میوه گوجه فرنگی شده است(15). با توجه به نتایج حاصل از اثر متیل­جاسمونات بر محتوای پروتئین برگ در گیاهان تحت تیمار مس احتمال داده می­شود که متیل­جاسمونات، از این طریق بر افزایش مقاومت گیاه در برابر خسارتهای ناشی از مس اثر بگذارد.

برای بررسی نقش آنزیم های اکسیداتیو در برابر تنش در پژوهش حاضر فعالیت آنزیم­های CAT و  GPXو APX اندازه­گیری شد. در این مطالعه مشاهده شد که تیمار مس باعث افزایش فعالیت این آنزیم­ها می­گردد. همان طور که در نمودارهای 1، 2 و 3 مشاهده می­شود فعالیت آنزیم کاتالاز، گایاکول پراکسیداز و آسکوربات پراکسیداز در گیاهانی که با متیل­جاسمونات تیمار شده بودند، کاهش یافت.

 

 

نمودار 1- اثر تیمار متیل­جاسمونات و مس بر میزان فعالیت آنزیم کاتالاز  برگ گیاه شاهی. برای هر تیمار سه تکرار در نظر گرفته شد. مقایسه میانگین­ها با آزمون دانکن انجام شد، 05/0p >  به عنوان اختلاف معنی­دار در نظر گرفته شد. حروف متفاوت نشانه معنی­دار بودن است و میانگین­های دارای حروف مشابه از نظر آماری اختلافی ندارند.

 

نمودار 2- اثر تیمار متیل­جاسمونات و مس بر میزان  فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز  برگ گیاه شاهی. برای هر تیمار سه تکرار در نظر گرفته شد. مقایسه میانگین­ها با آزمون دانکن انجام شد، 05/0p >  به عنوان اختلاف معنی­دار در نظر گرفته شد. حروف متفاوت نشانه معنی­دار بودن است و میانگین­های دارای حروف مشابه از نظر آماری اختلافی ندارند.

 

نمودار 3- اثر تیمار متیل­جاسمونات و مس بر میزان فعالیت آنزیم گایاکل پراکسیداز برگ گیاه شاهی. برای هر تیمار سه تکرار در نظر گرفته شد. مقایسه میانگین­ها با آزمون دانکن انجام شد، 05/0p >  به عنوان اختلاف معنی­دار در نظر گرفته شد. حروف متفاوت نشانه معنی­دار بودن است و میانگین­های دارای حروف مشابه از نظر آماری اختلافی ندارند.

 

 

آنزیم کاتالاز در پراکسی­زوم واقع شده و به نور حساس است، بنابراین دامنه­ فعالیت آن برای سم­زدایی پراکسید­هیدروژن محدود است و آنزیم­های دیگری باید در سم­زدایی سهیم باشند (6). گایاکول پراکسیداز نیز از دیگر آنزیم­هایی است که تحت شرایط تنش در پاکسازی سلول از پراکسید­هیدروژن شرکت می‌کند. پراکسیدازها به عنوان آنزیم های تنش در گیاهان شناخته شده و فعالیت پراکسیداز می­تواند به عنوان شاخص سمیت فلز در گونه­های گیاهی تحت تیمار به کار رود (38). در این مطالعه، تیمار با مس در برگ گیاهان شاهی باعث افزایش فعالیت کاتالاز گردید که می­تواند در ایجاد هومئوستازی H2O2 مؤثر باشد (نمودار1). گزارش شده که تیمار مس در گیاه ذرت باعث افزایش فعالیت کاتالاز شده است(42)، همچنین در دانه­رست­های سیر(Allium sativum) رشد یافته در محیط حاوی 4-10 و 5-10 مولار مس، مشاهده شده که فعالیت کاتالاز افزایش می­یابد، در حالی که سطح سمیت بالاتر Cu (3-10 مولار) فعالیت کاتالاز را مهار می کند (29). در گیاهان لوبیا تحت تیمار مقادیر اضافی مس، افزایش چشمگیری در فعالیت کاتالاز و پراکسیداز در بافت ریشه نسبت به گیاهان شاهد مشاهده شده است. افزایش فعالیت این آنزیم­ها در بافت­های ساقه و برگ معنی­دار نبود (48). بررسی نتایج حاصل از تیمار متیل­جاسمونات نشان داد که در شرایط تنش و غیرتنش، افزایش فعالیت کاتالاز تنها در غلظت 5 میکرومولار متیل­جاسمونات در برگ­های گیاهان مشاهده شده است (نمودار 1). در Wolffia arrhiza مشاهده شده که جاسمونات (Mµ 1/0) با افزایش فعالیت کاتالاز و کاهش پر­اکسیداسیون لیپیدها باعث افزایش مقاومت این گیاه در مقابله با تنش ناشی از فلز سنگین سرب گردیده است (35). گزارش شده که در گیاه آرابیدوپسیس، 7 روز پس از تیمار با متیل­جاسمونات (Mµ 100) فعالیت کاتالاز حدود 58 درصد افزایش یافته است (22). همچنین Kumari و همکاران (2006) افزایش فعالیت کاتالاز در برگ­های بادام­زمینی تیمار شده با جاسمونیک اسید را گزارش کرده­اند (23). در مطالعه حاضر تیمار با مس در برگ گیاه شاهی باعث افزایش فعالیت گایاکول پراکسیداز و آسکوربات پراکسیداز شد (نمودارهای 2و3). مشاهده شده که در گیاه Brassica juncea ، فعالیت آسکوربات پراکسیداز به طور چشمگیری در معرض مس افزایش می­یابد (45)، همچنین مشاهده شده که تحت تیمار مقادیر بالای مس، فعالیت آنزیم­های پراکسیداز و کاتالاز در ریشه­ها و برگ­های آفتابگردان افزایش یافت (1). در برگ­های دانه­رست­های ذرت تیمار شده با سولفات­مس، افزایش در فعالیت GPX و APX گزارش شده است که این افزایش فعالیت آنزیم به عنوان یک ابزار دفاعی در مقاومت به آسیب اکسیداتیو ایجاد شده توسطCu  مطرح می­شود (37). در بررسی اثر متیل­جاسمونات بر فعالیت پراکسیدازها گزارشهایی وجود دارد. به عنوان مثال، Parra-Lobat و همکاران (2009) نشان داده­اند که متیل­جاسمونات 50 میکرومولار باعث افزایش فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدان مانند گایاکول پراکسیداز، آسکوربات پراکسیداز و کاتالاز در آپوپلاست و سیم­پلاست ریشه­های آفتاب­گردان شده است(32). Jung (2004) نیز گزارش کرده که کاربرد متیل­جاسمونات با غلظت 100 میکرومولار در گیاه آرابیدوپسیس به مدت 7 روز باعث افزایش شدید فعالیت پراکسیداز شده است (22). همچنین افزایش فعالیت آسکوربات پراکسیداز در ریشه و ساقه گیاه کلزا تیمار شده با متیل­جاسمونات گزارش شده است (10). در همین زمینه نشان داده شده که در شرایط تنش کم آبی، جاسمونات باعث افزایش فعالیت آسکوربات پراکسیداز در گیاهان ذرت مقاوم به استرس شده است (25). در اکثر موارد با به کار بردن تیمار متیل­جاسمونات فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدان در گیاهان تحت تنش و شاهد کاهش یافت. کاهش میزان فعالیت آنزیم­های آنتی اکسیدان همراه با کاهش مقدار پراکسید­هیدروژن مشاهده می­شود. بنابراین به نظر می­رسد متیل­جاسمونات در جمع کردن گونه­های فعال اکسیژن ازجمله H2O2 نقش داشته، بنابراین با کاهش مقدار گونه­های فعال اکسیژن فعالیت آنزیم­ها در این تیمارها کاهش می­یابد. براساس نتایج گزارشهای فوق و با توجه به نتایج حاصل از تحقیق انجام شده، به نظر می­رسد که متیل­جاسمونات با تأثیر بر فعالیت آنزیم کاتالاز و پراکسیدازها  نقش مؤثری در مقابله با تنش اکسیداتیو ناشی از کاربرد مقادیر اضافی مس ایفا می­کند. به طور کلی، تیمارهای مس با تأثیر بر افزایش محصولات پراکسیداسیون لیپید و پراکسید­هیدروژن باعث ایجاد خسارت در گیاهان تیمار شده گردیده است. تیمارهای 5 و 10 میکرومولار متیل­جاسمونات با اثر افزایش فعالیت برخی آنزیم­های آنتی اکسیداتیو مانند کاتالاز، آسکوربات­پراکسیداز و گایاکول پراکسیداز باعث کاهش محتوای پراکسید­هیدروژن و کاهش محتوای آلدئیدها در گیاهان تحت تیمار با مس گردید. بنابر­این، با وجود اینکه در مواردی غلظت 10 میکرومولار متیل­جاسمونات اثر مطلوبی بر کاهش تنش ناشی از فلز مس داشت، اما به نظر می­رسد که غلظت 5 میکرومولار متیل­جاسمونات، بهترین غلظت جاسمونات در تخفیف اثرات مخرب ناشی از تنش مس در گیاه شاهی باشد.

  1. روشنی م، لاری یزدی ح (1389). اثرات برهم کنش مس، آسکوربات و جیبرلین بر پرولین و فعالیت آنزیمهای  پراکسیداز و کاتالاز در دو رقم گیاه کلزا. همایش ملی ایده های نو در کشاورزی.
  2. زرگری ع (1376). گیاهان دارویی.انتشارات دانشگاه تهران.تهران. صفحات187تا190.
  3. شبانی ل. و ع.ا. احسان پور (1388). القاء آنزیم های آنتی اکسیدانی،ترکیبات فنولیک و فلاونوئید در کشت در شیشه شیرین بیان (Glycyrrhiza glabra L.).مجله زیست شناسی ایران.22، صفحات 691 تا703.
    1. Bartosz, G., 1997. Oxidative stress in plants. Acta  Biol Physiol Plant 19(1): 47-64.
    2. Bouazizi, H., Jouili, H., Geitmann, A. and Ferjani, E., 2007. Effect of copper excess on H2O2 accumulation and peroxidase activities in bean roots. Acta Biol. Hungarica, 59: 233-245.
    3. Bowler, C., Van Camp, W., Van Montagu, M. and Inze, D., 1994. Super oxide­ dismutase in plants. Crit Rev Plant Sci 13: 199-218.
    4. Bradford, M.M., 1976. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantites of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal Biochem 72: 248-254.
    5. Chamseddine, M., Wided, B.A., Guy, H., Marie-Edith, C. and Fatma, J., 2009. Cadmium and copper induction of oxidative stress and antioxidative response in tomato (Solanum lycopersicon) leaves. Plant Growth Regul 57:89–99.
    6. Chen, L.M., Lin, C.C. and Kao, CH., 2000. Copper toxicity in rice seedlings:­ changes in antioxidative enzyme activities, H2O2 levels, cellwall peroxidase activity in roots. Bot  Bull Acad  Sinica 41: 99–103.
    7. Comparot, S.M., Graham, C.M. and Reid, D.M., 2002. Methyl jasmonate elicits a­ differential antioxidant response in light and dark grown canola (Brassica napus) roots and shoots. Plant Growth Regul 38: 21-30.
    8. Creelman, R.A. and Mullet, J.E., 1997. Biosynthesis and Action of Jasmonates in plants. plant physiol 48:355-381.
    9. Deo, B. and Nayak, P.K., 2011. Study of copper phytotoxicity on in vitro culture of Musa acuminata cv. ‘Bantala’. J .Agri. Biotech Sustainable  Development 3(8): 138-140.
    10. Dhindsa, R.S., Plumb–Dhindsa, P. and Thrope, T.A., 1981. Leaf Senescence: correlated with increased levels of membrane permeability and lipid per oxidation, and decreased levels of superoxide dismutase and catalase. J Exp Bot 32: 43-101.
    11. Dinakar, N., Nagajyothi, P.C., Suresh, S., Udaykiran, Y. and  Damodharam, T., 2008. Phytotoxicity of cadmium on protein, proline and antioxidant enzyme activities in growing Arachis hypogaea seedlings. J Environ Sci 20: 199-206.
    12. Ding, C.K., Wang, C.Y., Gross,  K.C. and Smith, D.L., 2001. Reduction of chilling­ injury and transcript accumulation of heat shock proteins in tomato fruit by methyl jasmonate and methyl salicylate. Plant Sci 161: 1153-1159.
    13. Gaetke, L. M. and Chow, C. K., 2003. Copper toxicity, oxidative stress, and antioxidant nutrients. Toxicology 189: 147-163.
    14. Gao, x., Ohlander, M., Jeppsson, N., Bjork, L. and Trajkovski, V., 2008. Changes in antioxidant effects and their relationship to phytonutrients in fruit of sea buckthourn (Hippophae rhamnoides L.) during maturation. J Agri Food Chem 48: 1458-1490.
    15. Gao, X., Zeng,  X.,  Xia, K., Yoshihara, T. and Zhou, X., 2004. Interactive effects of methyl jasmonate and salicylic  acid on floret opening in spikelets of sorghum. Plant Growth Regul 43:269-273.
    16. Heath, R.L. and packer, L., 1969. Photoperoxidation in isolated chloroplast. I. kinetics and stoichiometry of fatty acid peroxidation. Arch Biochem Biophys 125: 189-198.
    17. Holbrook, L., Tung, P., Ward, K., Reid, D.M., Abrams, s., Lamb, N., Quail, W. and ­ Moloney, M.M., 1997. Importance of the chiral centers of jasmonic acid in the responces of plants. Plant  Physiol 114: 419-428.
    18. Hou, W., Chen, X., Guanling, S., Wang, Q. and Chang, C.C. 2007. Effects of copper­ and cadmium on heavy metal Polluted waterbody restoration by duckweed (Lemna minor). Plant Physiol   Biochem  45: 62-69.
    19. Jung, S,. 2004. Effect of chlorophyll reduction in Arabidopsis thaliana by­ methyl  jasmonate or norflurazon on antioxidant systems. J Plant Physiol Biochem 42:  231-255.
    20. Kumari, G.J., Reddy, A.M., Naik, S.T., Kumar, S.G., Prasanthi, J., Sriranganayakulu, G.,­ Reddy, P.C. and Sudhakar, C., 2006. Jasmonic acid induced changes in protein pattern, antioxidative enzyme activities and peroxidase isozymes in peanut seedlings. Biol Plant 50(2): 219-226.
    21. Laspina, N.V., Groppa, M.D., Tomaro, M.L. and Benavides, M.P., 2005. Nitric oxide protects sunflower leaves against Cd-induced oxidative stress. Plant Sci 169: 323-330.
    22. Li, L., Staden, J.V. and  Jager, A.K., 1998. Effect of plant growth regulators on the antioxidant system in seedlings of two maize cultivars subjectd to water stress. J Plant Growth Regul 25: 81-87.
    23. Lotmani, B. and Mesnoua, M., 2011. Effects of copper stress on antioxidative­ enzymes, chlorophyll and protein content in Atriplex halimus. African J Biotechnol 10(50): 10143-10148.
    24. Maksymiec, W.,  2007. Signaling responses in plants to heavy metal stress. Acta Physiol Plant 29: 177-187.
    25. Meirs, S., Philosophhadas, S. and Aharoni, N., 1992. Ethylene increased accumulation of fluorescent lipid peroxidation products detected during senescence of parsley by a newly developed method. J Amer Soc Hort Sci 117:128-132.
    26. Meng, Q.M., Zou, J., Zou, J.H., Jiang, W.S. and Liu, D.H, 2007. Effect of Cu2+ concentration on growth, antioxidant enzyme activity and malondialdehyde content in Garlic (Allium sativum L.). Acta Biologica Cracoviensia Series Botanica 49: 95-101.
    27. Nakano, Y. and  Asado, K., 1981. Hydrogen peroxide is scavenged by ascorbate-specific peroxidase in spinach chloroplasts. Plant Cell Physiol 22(5): 867-880.
    28. Parida, A.K. and Das, A.B., 2005. Salt tolerance and salinity effects on plants: a review. Ecotox Environ Safe 60: 324-349.
    29. Parra-Lobato, M.C., Fernandez-Garcia, N., Olmos, E., Alvares-Tinaut, M.C. and Gomez-Jimenez ., 2009. Methyl jasmonate-induced  antioxidant defence in root apoplast from sunflower seedlings. Environ Exp Bot 66: 9-17.
    30. Patsikka, E., Kairavuo, M., Sersen , F., Aro, E. M. and Tyystijarvi, E. 2002. Excess Copper  Predisposes Photosystem 2 to Photoinhibition in vivo by Outcompeting Iron and Causing Decrease in Leaf Chlorophyll. Plant Physiol 129: 1359-1367.
    31. Pedranzani, H., Racagni, G., Alemamo, S., Miersch, O., Ramirez, I., Pena-Cortes, H., Taleisnik, E., Machado-Domenech, E. and  Abdola, G., 2003. Salt tolerant tomato plants show increased levels of jasmonic acid .Plant Growth Regul 41: 149-158.
    32. Piotrowska, A., Bajguz, A., Godlewska-Zylkiewicz, B. and Czerpak, R., 2009.­ Jasmonic acid modulator of lead toxicity in aquatic plant Wolffia arrhiza (Lemnaceae). Environ Exp Bot 66:507-513.
    33. Plewa, M.J., Smith, S.R. and Wanger, E.D., 1991. Diethyldithiocarbamate suppresses the plant activation of aromatic amines into mutagens by inhibiting tobacco cell peroxidase. Mutat Res 247: 57-64.
    34. Pourakbar, L., Khayami, M., Khara, J. and Farbodnia, T., 2007. Copper-induce change in antioxidative system in maize (Zea mays L.). Pak J Biol Sci 10: 3662-3667.
    35. Radotic k, Ducic T, Mutavdzic D (2000). Changes in peroxidase activity and isoenzymes in spruce needles after exposure to different concentrations of cadmium. Environ Expt Bot 44: 105-113.
    36. Radwan, H.M., EL-Missiry, M.M. and et al., 2007. Investigation of the glacosinolates of Lepidium sativum growing in Egypt and their biological activity. Journal of medicine and medical sciences 2(2):127-132.
    37. Shulaev, V. and  Oliver, D.J., 2006. Metabolic and proteomic markers for oxidative stress.new tools for reactive oxygen species research. Plant Physiol 141: 367-372.
    38. Sudhakar, C., Lakshmi, A. and Giridarakumar, S., 2001. Changes in the antioxidant enzyme efficacy in two high yielding genotypes of mulberry (Morus alba L.) under NaCl salinity. Plant Sci 141: 613-619.
    39. Tie, S.G., Tang,  Z.J., Zhao, Y.M. and Li, W., 2012. Oxidative damage and antioxidant response caused by excess copper in leaves of maize. African J Biotech 11(19): 4378-4384.
    40. Velikova, V., Yordanov, I. and  Edreva, A., 2000. Oxidative stress and some­ antioxidant systems in acid rain-treated bean plants. Plant Sci 151: 59-66.
    41. Walia, H., Wilson, C., Condamine, P., Liu, X., Ismoil, A.M. and Close, T.J., 2007. Large–scale expression profiling and physiological characterization of jasmonic acid– mediated adaptation of barley to salinity stress. Plant Cell Environ 30: 410-421.
    42. Wang,  M. and  Zhou, Q., 2004. Single and joint toxicity of chlorimuron ethyl, cadmium and copper on wheat Triticum aestivum. Ecotoxicol Environ Saf 60: 169-175.
    43. Wang, S.Y., 1999. Methyl Jasmonate reduces water stress in strawberry. J Plant Growth Regul  18: 127-134.
    44. Yruela,  I., 2005. Copper in plants. Braz J Plant Physiol 17(1):145-156.
    45. Yurekli, F.  and Porgali, Z.B., 2006. The effects of excessive exposuore to copper in­ Been plants. Acta Biologica Series Botanica 2: 7–13.