نوع مقاله: مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 گروه باغبانی، واحد رشت، دانشگاه آزاد اسلامی، رشت

2 کارشناس باغبانی، مدیریت جهاد کشاورزی، رشت

چکیده

یکی از مهم‌ترین و کاربردی‌ترین فنون کشت بافت گیاهی، ریزازدیادی است. لیسیانتوس (grandiflorum Eustoma) یک گیاه زینتی است که مطالعه‌ی کمی بر روی ریزازدیادی آن انجام شده است. هدف از این پژوهش، بررسی اثر غلظت-های مختلف نفتالن ‌استیک ‌اسید (NAA) و کینتین (KIN) بر روی ریزازدیادی لیسیانتوس بود. به این منظور، ریزنمونه‌ها در محیط موراشیگ و اسکوگ (MS) با غلظت‌های مختلف NAA و KIN (0، 5/0، 1 و 2 میلی‌گرم در لیتر) کشت شدند. نتایج نشان داد که بیشترین طول نوشاخه (با میانگین 325/2 سانتی‌متر در ریزنمونه)، در محیط کشت حاوی 1 میلی‌گرم در لیتر KIN (فاقد NAA) حاصل شد. بیشترین تعداد نوشاخه (با میانگین 800/2 و 550/2 در ریزنمونه)، در محیط‌های دارای 1 و 5/0 میلی‌گرم در لیتر KIN (فاقد NAA) تولید شد. بیشترین تعداد گره (با میانگین 358/8 عدد در ریزنمونه) در محیط حاوی 5/0 میلی‌گرم در لیتر KIN (فاقد NAA) به‌دست آمد. بیشترین تعداد نوریشه (با میانگین 650/2 در ریزنمونه)، در محیط کشت دارای 5/0 میلی‌گرم در لیتر NAA همراه با 2 میلی‌گرم در لیتر KIN تولید شد. گیاهان باززایی‌شده در شرایط خارج از آزمایشگاه، 100 درصد بقا را نشان دادند.

کلیدواژه‌ها

عنوان مقاله [English]

The effect of different concentrations of kinetin and naphthalene acetic acid on micropropagation of Lisianthus (Eustoma grandiflorum)

نویسندگان [English]

  • behzad kaviani 1
  • sara ghaffari 2

چکیده [English]

One of the most important and applicable tissue culture techniques is micropropagation. Lisianthus (Eustoma grandiflorum) is an ornamental plant which studies on its micropropagation is insufficient. The aim of this study was to evaluate the effect of different concentrations of NAA and KIN on micropropagation of lisianthus. For this purpose, the explants were cultured on MS medium with different concentrations of NAA and KIN (0, 0.5, 1 and 2 mg l-1). Results showed that the longest shoot (2.325 cm/explant) was obtained in medium containing 1 mg l-1 KIN (without NAA). The largest number of shoots (with average of 2.800 and 2.550/explant) was produced in medium containing 1 and 0.5 mg l-1 KIN (without NAA). The highest number of node (with average of 8.358/explant) was obtained in medium supplemented with 0.5 mg l-1 (without NAA). Maximum number of roots (with average of 2.650/explant) was produced in medium containing 0.5 mg l-1 NAA along with 2 mg l-1 KIN. Regenerated plants showed 100% survival in ex vitro conditions.

کلیدواژه‌ها [English]

  • plant growth regulators
  • apical and axillary buds
  • Eustoma grandiflorum
  • micropropagation

اثر غلظت­های مختلف نفتالن ­استیک ­اسید و کینتین روی ریزازدیادی گیاه زینتی لیسیانتوس (Eustoma grandiflorum) 

بهزاد کاویانی1* و سارا غفاری ایسی­زاد2

1 رشت، دانشگاه آزاد اسلامی، واحد رشت، دانشکده کشاورزی، گروه باغبانی

2 رشت، دانشگاه گیلان، دانشکده کشاورزی، گروه باغبانی

تاریخ دریافت: 7/3/91                  تاریخ پذیرش: 14/6/92 

چکیده

یکی از مهم­ترین و کاربردی­ترین فنون کشت بافت گیاهی، ریزازدیادی است. لیسیانتوس (grandiflorum Eustoma) یک گیاه زینتی است که مطالعه کمی بر روی ریزازدیادی آن انجام شده است. هدف از این پژوهش، بررسی اثر غلظت­های مختلف نفتالن ­استیک ­اسید (NAA) و کینتین (KIN) بر روی ریزازدیادی لیسیانتوس بود. به این منظور، ریزنمونه­ها در محیط موراشیگ و اسکوگ (MS) با غلظت­های مختلف NAA و KIN (0، 5/0، 1 و 2 میلی­گرم در لیتر) کشت شدند. نتایج نشان داد که بیشترین طول نوشاخه (با میانگین 325/2 سانتی­متر در ریزنمونه)، در محیط کشت حاوی 1 میلی­گرم در لیتر KIN (فاقد NAA) حاصل شد. بیشترین تعداد نوشاخه (با میانگین 800/2 و 550/2 در ریزنمونه)، در محیط­های دارای 1 و 5/0 میلی­گرم در لیتر KIN (فاقد NAA) تولید شد. بیشترین تعداد گره (با میانگین 358/8 عدد در ریزنمونه) در محیط حاوی 5/0 میلی­گرم در لیتر KIN (فاقد NAA) به­دست آمد. بیشترین تعداد نوریشه (با میانگین 650/2 در ریزنمونه)، در محیط کشت دارای 5/0 میلی­گرم در لیتر NAA همراه با 2 میلی­گرم در لیتر KIN تولید شد. گیاهان باززایی­شده در شرایط خارج از آزمایشگاه، 100 درصد بقا را نشان دادند.

واژه­های کلیدی: تنظیم کننده­های رشد گیاهی، جوانه­های رأسی و محوری، لیسیانتوس، ریزازدیادی  

* نویسنده مسئول، تلفن: 09111777482، پست الکترونیکی: b.kaviani@yahoo.com  

مقدمه

 

لیسیانتوس یکی از گونه­­های زینتی تیره­ی جنتیاناسه (Gentianaceae) است که گل­هایی به رنگ­های متنوع آبی، سفید، صورتی، زرد، قرمز، بنفش، ارغوانی و ترکیبی از رنگ­ها دارد (3). این گیاه بومی ایالات متحده جنوبی، نبراسکا، لویزیانا و مکزیک است و به­عنوان گل شاخه­بریده و گلدانی مورد استفاده قرار می­گیرد (22 و 27). روش معمول تکثیر لیسیانتوس با بذر است و با توجه به­اینکه بذر آن بسیار ریز است، تولید با این روش در سطح وسیع، با ناهمسانی ژنتیکی و احتمال آلودگی گیاهچه همراه است (6). روش­های پیشرفته­ای در اختیار تولیدکنندگان گیاهان زینتی و دارویی قرار دارد که می­توانند نیازهای بازارهای جهانی را در قرن آینده فراهم کنند (2). ریزازدیادی، ابزار مؤثری در تکثیر گیاهان زینتی در مقیاس وسیع است. برای توسعه­ی تجارت گل­های شاخه­بریده در سطح جهانی، روش­های جدیدی به­کار گرفته می­شود (23). این روش­ها بر اساس سطوح بهینه­ی کربوهیدرات، ترکیبات آلی، مواد معدنی، عوامل محیطی و تنظیم­کننده­ها بوده است و مقادیر بالایی از باززایی را در شرایط درون­شیشه­ای پدید ­آورده­اند (2). بنابراین، استفاده از روش ریزازدیادی، یکی از راه­های دستیابی به تعداد زیادی نشای لیسیانتوس با ساختار ژنتیکی یکسان و کاهش هزینه­های تولید می­باشد و امکان تولید مداوم و سریع را در پی دارد (26). همچنین لیسیانتوس به عنوان یک محصول تقریبا جدید در بازار بین­المللی، به سرعت به­عنوان یکی از ده گل شاخه­بریده برتر جهان معرفی شده است. از علت­های این انتخاب، می­توان به داشتن گل­های شبیه گل ­سرخ، رنگ­های متنوع گل و عمر پس از برداشت طولانی اشاره کرد. رشد و نمو این گیاه در طبیعت بسیار کند است و ناهمسانی زیادی در کیفیت گل، زمان گلدهی، تعداد گل و ارتفاع گیاه مشاهده می­شود (6). تلاش­هایی برای ریزازدیادی لیسیانتوس با استفاده از هورمون­های مختلف از جمله NAA، KIN، IBA و BA انجام شده است (13، 21، 22، 23، 26، 27، 30). هدف از این پژوهش، بررسی اثر غلظت­های مختلف NAA و KIN بر روی ریزازدیادی لیسیانتوس در شرایط درون­شیشه­ای می­باشد.

مواد و روشها

گیاه مادری لیسیانتوس از گلخانه­ای در مشهد تهیه شد. ریزنمونه­ی مورد استفاده، جوانه­ی راسی بود. برای ضدعفونی، ریزنمونه­ها ابتدا به­مدت 20 دقیقه در آب جاری حاوی چند قطره مایع ظرفشویی غوطه­ور گردیدند. پس از سه بار شستشو با آب مقطر سترون، به­مدت 30 ثانیه با اتانول 70 درصد و سپس محلول سدیم هیپوکلریت 2 درصد به­همراه 2 قطره تویین 20 درصد به­مدت 15 دقیقه ضدعفونی گردیدند. در مرحله بعد پس از سه بار شستشو با آب مقطر سترون، ریزنمونه­ها به محیط کشت موراشیک و اسکوگ (MS) (17) با نصف غلظت به همراه غلظت­های مختلف NAA و KIN هر یک در چهار سطح (0، 5/0، 1 و 2 میلی­گرم در لیتر) منتقل شدند. قبل از سترون­سازی،pH  محیط کشت روی 8/5-6/5 تنظیم شد، همچنین میزان آگار 8/0-7/0 درصد و میزان ساکارز 3 درصد بود. محیط­های کشت در اتوکلاو با دمای 121 درجه سانتی­گراد و فشار یک اتمسفر به­مدت 30 دقیقه سترون شدند. محیط­های کشت حاوی ریزنمونه­ها در اتاق رشد تحت فتوپریود 16 ساعت روشنایی و 8 ساعت تاریکی، دمای 28-26 درجه سانتی­گراد، رطوبت نسبی 80-75 درصد و جریان تراکم فتون فتوسنتزی 50 میکرومول بر متر مربع بر ثانیه نگهداری شدند. پس از 40 روز،  پارامترهایی مانند طول نوشاخه، تعداد نوشاخه، تعداد گره و تعداد نوریشه اندازه­گیری شد. گیاهچه­های بالغ با آب مقطر سترون، شسته شدند و به گلدان­های پلاستیکی حاوی پیت و پرلیت به نسبت 1 به 1 منتقل گردیدند. گلدان­ها در یک گلخانه با دمای 26-24 درجه سانتی­گراد و رطوبت نسبی 70 درصد با آبیاری دوره­ای نگهداری شدند. این آزمایش در قالب طرح کاملا" تصادفی با 16 تیمار و 5 تکرار انجام شد. تجزیه و تحلیل داده­ها با استفاده از نرم­افزار SAS و مقایسه میانگین­ها با نرم­افزار MSTATC و رسم نمودارها با برنامه EXCEL انجام گرفت.

نتایج

نتایج تجزیه واریانس نشان داد که اثر هورمون NAA بر طول نوشاخه در سطح 1 درصد و اثر متقابل NAA و KIN بر روی این صفت در سطح 5 درصد معنی­دار بود. غلظت­های مختلف KIN بر روی طول نوشاخه اثر معنی­داری نداشتند (جدول 1). مقایسه میانگین صفات (جدول 2) نشان داد که بیشترین طول نوشاخه­ی لیسیانتوس مربوط به تیمار 1 میلی­گرم در لیتر KIN بدون NAA با میانگین 325/2 سانتی­متر در ریزنمونه و کمترین طول نوشاخه در حضور تیمار 2 میلی­گرم در لیتر NAA همراه با 1 میلی­گرم در لیتر KIN با میانگین 888/0 سانتی­متر در ریزنمونه مشاهده گردید (شکل 1). استفاده از سیتوکینین KIN در محیط کشت، افزایش طول نوشاخه را باعث گردید و از تأثیر بیشتری نسبت به NAA برخوردار بود (شکل 2).

نتایج تجزیه واریانس نشان داد که اثر هر یک از هورمون­های NAA و KIN به­تنهایی بر روی تعداد نوشاخه در سطح 1 درصد و اثر متقابل آنها بر روی این صفت در سطح 5 درصد معنی­دار بود (جدول 1). مقایسه­ی میانگین صفات (جدول 2) نشان داد که بیشترین میانگین تعداد نوشاخه، مربوط به ریزنمونه­های رشدیافته در محیط حاوی 1 میلی­گرم بر لیتر KIN (فاقد NAA) و 1 میلی­گرم بر لیتر KIN (فاقد NAA) با میانگین 550/2 و 800/2 عدد در ریزنمونه بود. کمترین تعداد نوشاخه، در تیمار دارای 5/0 میلی­گرم بر لیتر NAA (فاقد KIN)، 2 میلی­گرم بر لیتر NAA (فاقد KIN) و 2 میلی­گرم بر لیتر NAA همراه با 5/0 میلی­گرم بر لیترKIN  (با میانگین 470/0 در ریزنمونه) مشاهده گردید. در محیط کشت دارای 1 میلی­گرم بر لیتر NAA (فاقد KIN)، 2 میلی­گرم بر لیتر  NAAو 1 میلی­گرم بر لیتر KIN نوشاخه تولید نشد (شکل 1). استفاده از سیتوکینین KIN در این محیط کشت، افزایش تعداد نوشاخه را باعث گردید. این موضوع حاکی از آن است که پرآوری گیاهچه، نیاز به غلظت بالای سیتوکینین دارد (شکل 3).

 

جدول 1- نتایج تجزیه واریانس اثر غلظت­های مختلف NAA  و KIN  بر صفات اندازه­گیری­شده گیاهچه لیسیانتوس

منابع تغییرات

درجه آزادی

 

میانگین مربعات

 

 

طول نوشاخه

تعداد نوشاخه

تعداد گره

تعداد نوریشه

NAA

3

**30/1

**24/1

**07/35

ns28/0

KIN

3

ns05/0

**14/1

**64/10

ns06/0

NAA × KIN

9

*28/0

*21/0

**55/9

ns37/0

خطای آزمایشی

64

13/0

10/0

68/0

23/0

CV (%)

 

65/25

15/20

80/25

86/36

** و *: به ترتیب معنی­دار بودن میانگین­ها در سطح 1 و 5 درصد، ns: غیرمعنی­دار بودن میانگین­ها

جدول 2- مقایسه­میانگین اثر متقابل NAA و KIN بر صفات اندازه­گیری­شده (میانگین(SD ±  در گیاهچه­های باززایی­شده­لیسیانتوس

تیمارهای هورمونی

)میلی­گرم در لیتر(

طول نوشاخه (سانتی­متر)

تعداد نوشاخه در گیاهچه­های باززایی­شده

تعداد گره در گیاهچه­های باززایی­شده

تعداد نوریشه در گیاهچه­های باززایی­شده

T1 (0 NAA + 0 KIN)

b-d 10/0 ± 355/1

d 02/0 ± 000/1

d 15/0 ± 000/2

650/0 ±07/0 c

(KIN 5/0 +  NAA0) T2

bc 14/0 ± 333/1

a 22/0 ± 550/2

a 20/0 ± 358/8

720/1 ±15/0 c

(KIN 1 +  NAA0) T3

a 22/0 ± 325/2

a 32/0 ± 800/2

bc 10/0 ± 480/4

000/0c

(KIN 2 +  NAA0) T4

b 10/0 ± 504/1

b 20/0 ± 000/2

b 12/0 ± 500/4

c000/0

(KIN 0 + NAA 5/0) T5

b-d 15/0 ± 280/1

de 04/0 ± 470/0

cd 16/0 ± 140/3

c000/0

(KIN 5/0 +  NAA5/0) T6

b-d 17/0 ± 260/1

b-d 12/0 ± 550/1

cd 14/0 ± 800/2

c000/0

(KIN 1 +  NAA5/0) T7

b-d 10/0 ± 384/1

b-d 08/0 ± 290/1

cd 13/0 ± 800/2

640/0 ± 05/0c

(KIN 2 +  NAA5/0) T8

b-d 13/0 ± 350/1

a-c 33/0 ± 000/2

cd 22/0 ± 000/3

650/2 ± 25/0a

(KIN 0 +  NAA1) T9

d 08/0 ± 982/0

e000/0

de 10/0 ± 300/2

c000/0

(KIN 5/0 +  NAA1) T10

cd 10/0 ± 100/1

a-c 30/0 ± 000/2

cd 10/0 ± 280/3

c000/0

(KIN 1+  NAA1)T11

d 05/0 ± 920/0

b-d 08/0 ± 270/1

d 11/0 ± 520/2

300/2 ± 25/0b

(KIN 2 +  NAA1) T12

d 04/0 ± 960/0

ab 13/0 ± 490/2

de 09/0 ± 740/1

c 000/0

(KIN 0 +  NAA2) T13

b-d 12/0 ± 222/1

de 05/0 ± 470/0

de 10/0 ± 500/2

c 000/0

(KIN 5/0 +  NAA2) T14

cd 10/0 ± 116/1

de 06/0 ± 470/0

de 08/0 ± 440/2

c 000/0

(KIN 1 +  NAA2) T15

d 05/0 ± 888/0

e000/0

e 10/0 ± 300/1

c 000/0

(KIN 2 +  NAA2) T16

cd 19/0 ± 100/1

b-d 22/0 ± 550/1

cd 13/0 ± 320/3

c 000/0

میانگین­هایی که در هر ستون با حروف متفاوت نشان داده شده­اند، بر اساس آزمون چند دامنه­ای دانکن در سطح 5 درصد تفاوت معنی­دار داشتند

 

شکل 1– ریزازدیادی گیاه زینتی لیسیانتوس (Eustoma grandiflorum) با استفاده از تنظیم­کننده­های رشد گیاهی (NAA و KIN). a: دانه­رست­های درون­شیشه­ای برای تکثیر نوشاخه؛ b: تیمار حاوی یک میلی­گرم در لیتر KIN بدون NAA (دارای بیشترین میانگین طول نوشاخه)؛ c: تیمار حاوی دو میلی­گرم در لیتر NAA بدون KIN (دارای کمترین میانگین طول نوشاخه)؛ d: تیمار حاوی 5/0 میلی­گرم در لیتر KIN بدون NAA (بیشترین میانگین تعداد گره)؛ e: تیمار حاوی دو میلی­گرم در لیتر KIN همراه با 5/0 میلی­گرم در لیتر NAA (بیشترین میانگین تعداد نوریشه)؛ f: گیاهچه در حال سازگاری در بستر حاوی پیت و پرلیت به نسبت یک به یک (مقیاس= 10 میلی­متر).    

 

شکل 2- اثر متقابل NAA و KIN بر میانگین طول نوشاخه ریزنمونه لیسیانتوس. بالاترین طول نوشاخه (058/2 سانتی­متر) در ریزنمونه­های تیمار شده با 1 میلی­گرم در لیتر KIN  بدون NAA به­دست آمد (نوع تیمارها که به­صورت کد آورده شده­اند، در جدول 2 مشخص شده­اند)

 

 

شکل 3- اثر متقابل NAA و KIN بر تعداد نوشاخه ریزنمونه لیسیانتوس. بیشترین تعداد نوشاخه­های بازایی­شده بر روی ریزنمونه (620/2 در ریزنمونه) در گیاهچه­های تیمار شده با 1 میلی­گرم در لیتر KIN بدون NAA به­دست آمد (نوع تیمارها که به­صورت کد آورده شده­اند، در جدول 2 مشخص شده­اند)

 

در این آزمایش، اثر هر یک از دو هورمون NAA و KIN به­تنهایی و اثر متقابل آنها بر تعداد گره در سطح 1 درصد معنی­دار بود (جدول 1). مقایسه میانگین صفات (جدول 2) نشان داد که بیشترین میانگین تعداد گره، مربوط به تیمار 5/0 میلی­گرم بر لیتر  KIN(فاقد NAA) (با میانگین 358/8 عدد در ریزنمونه) بود و کمترین تعداد گره در تیمار دارای 2 میلی­گرم بر لیتر NAA و 1 میلی­گرم بر لیتر KIN (با میانگین 300/1 عدد در ریزنمونه) تولید شد (شکل 1). تیمار فاقد NAA و دارای KIN، اثر مثبتی بر تعداد گره ریزنمونه داشت (شکل 4).

نتایج تجزیه واریانس نشان داد که اثر هر یک از هورمون­های NAA و KIN به­تنهایی و اثر متقابل آنها بر تعداد نوریشه، معنی­دار نشده است (جدول 1)، که نتیجه آن عدم رشد مناسب ریزنمونه، تولید کالوس در قاعده ریزنمونه و عدم تولید نوریشه در اکثر ریزنمونه­ها بود (شکل 1). مقایسه­ی میانگین صفات (جدول 2) نشان داد که بیشترین تعداد نوریشه در تیمار 5/0 میلی­گرم در لیتر NAA همراه با 2 میلی­گرم در لیتر KIN (با میانگین 650/2 عدد در ریزنمونه) و کمترین تعداد نوریشه در تیمار شاهد و تیمار 5/0 میلی­گرم در لیتر NAA همراه با 1 میلی­گرم در لیتر KIN (با میانگین 640/0 در ریزنمونه) تولید شد.

نتایج مراحل سازگاری نشان داد که 100 درصد از گیاهچه­ها طی انتقال از شرایط درون­شیشه­ای به شرایط برون­شیشه­ای بقا داشتند و در شرایط گلخانه رشد کردند. این گیاهچه­ها از نظر مورفولوژیکی شبیه گیاه مادری بودند (شکل 1). مخلوطی از خاک سبک با زهکشی خوب برای سازگاری گیاه لیسیانتوس مناسب است.

 

 

 

شکل 4- اثر متقابل NAA و KIN بر میانگین تعداد گره ریزنمونه­ی لیسیانتوس. بالاترین تعداد گره (860/8 در ریزنمونه) در گیاهچه­های تیمارشده با 5/0 میلی­گرم در لیتر KIN  بدون NAA به­دست آمد (نوع تیمارها که به­صورت کد آورده شده­اند، در جدول 2 مشخص شده­اند)

 


بحث

تنظیم­کننده­های رشد گیاهی نقش مهمی در ریزازدیادی دارند. سیتوکینین­ها معمولا در محیط­های کشت ریزازدیادی، برای تکثیر سرشاخه استفاده می­شوند (12، 19). مطالعه­ی حاضر، نقش مهم کینتین را بر روی ریزازدیادی لیسیانتوس نشان داد. همانند یافته­های این تحقیق، بسیاری از محققان نشان دادند که کینتین، تشکیل و رشد طولی سرشاخه را تحریک می­کند (8، 15، 16، 25). مطالعه­ی پک و هان (22) بر روی لیسیانتوس نشان داد که ترکیب BA و KIN در غلظت­های بالا، تشکیل نوشاخه را تحریک می­کند. غلظت­های بالای NAA به­تنهایی بر روی تشکیل نوریشه اثر نامناسب داشته و منجر به تشکیل کالوس می­شود. نتایج حاصل از مطالعه­ی ما، نتایج به­دست­آمده توسط پک و هان (22) را تایید می­کند. غلظت­های استفاده­شده­ی NAA در مطالعه­ی ما اثر معنی­داری بر روی القای نوریشه­ی لیسیانتوس نداشت و تشکیل کالوس بر روی پایه­ی سرشاخه­ها تحریک شد. بنابراین، با توجه به نقش اکسین­ها در تحریک نوریشه­زایی، غلظت­های پایین­تر NAA باید مورد آزمایش قرار گیرند. مطالعه­ی فوکای و همکاران (4) نشان داد که محیط حاوی 5/0 میلی­گرم بر ­لیتر BA همراه با 1/0 میلی­گرم بر ­لیتر NAA بالاترین تعداد سرشاخه را در ریزنمونه­های لیسیانتوس تولید کرد. ریزنمونه­های سرشاخه­ی لیسیانتوس بر روی محیط حاوی 3 میلی­گرم بر ­لیتر BA همراه با 2/0 میلی­گرم بر ­لیتر NAA به­خوبی تکثیر شدند (26). نتایج حاصل از آزمایش ما، نتایج اوردوق و همکاران (21) که بیشترین طول نوشاخه­ی گیاهچه­های لیسیانتوس را در محیط کشت MS با 25/0 میلی­گرم بر لیتر  BA بدست آوردند، تأیید می­کند. در پژوهشی دیگر،  کی­دونگ و همکاران (13) نشان دادند که استفاده از BA با غلظت 1/0 میلی­گرم در لیتر در ترکیب با 05/0 میلی­گرم در لیتر NAA در افزایش طول نوشاخه و رشد گیاهچه­ی لیسیانتوس نقش داشته است. طبق گزارش اسکرزیپکزاک و همکاران (27)، بیشترین تعداد گره در محیط کشت لیسیانتوس همراه با 1 میلی­گرم در لیتر BA به­دست آمد.

مطالعه بر روی ریزازدیادی سایر گیاهان زینتی، اهمیت سیتوکینین­ها به­ویژه کینتین را نشان داده است. نورتن و بو (20)، تکثیر سرشاخه را در میان 12 گونه­ی گیاه زینتی با استفاده از BA و بدون اکسین نشان دادند. گومز و همکاران (8) دریافتند که KIN در تحریک رشد سرشاخه­ی آربوتوس (Arbutus unedo L.) نسبت به سایر سیتوکینین­ها موثرتر است. در مطالعه­ی ما، ریزنمونه­های کشت­شده در محیط حاوی 5/0 و 1 میلی­گرم در لیتر KIN بدون NAA، بیشترین تعداد سرشاخه را تولید کردند. این نتیجه، یافته­های گومز و همکاران (8) را تایید می­کند. این محققان نشان دادند که NAA قادر به اصلاح میزان تکثیر نیست و بهترین نتایج بر روی محیط­های کشت بدون NAA به­دست آمدند. برخی گونه­ها به غلظت پایین اکسین همراه با غلظت­های بالای سیتوکینین برای افزایش تکثیر سرشاخه، نیاز دارند (11، 28). برخلاف نتایج ما، فولر و فولر (5) نشان دادند که بیشترین درصد شاخه (3/88 ) در کلم (Brassica spp.) در محیط حاوی 2 میلی­گرم بر ­لیتر IBA همراه با 4 میلی­گرم بر ­لیتر KIN به­دست آمد. همانند نتیجه حاصل از مطالعه حاضر، مطالعه تاتاری­ورنوسفادرانی و همکاران (1) بر روی ریزازدیادی ژربرا
(Gerbera jamesonii) با استفاده از تنظیم­کننده­های رشد مختلف نشان دادند که بیشترین طول گیاهچه در محیط حاوی 2 میلی­گرم بر ­لیتر KIN به­دست آمد. بر خلاف نتایج ما، مطالعه بر روی بامبو (Bambusa arundinacea) نشان داد که بالاترین درصد تکثیر، در محیط بدون KIN مشاهده شد (18).

یافته­های ما نشان داد که افزایش NAA به محیط­های کشت، برای افزایش تعداد و طول نوریشه­ها موثر نبود. برخی مطالعات، اثر مثبت NAA را بر روی نوریشه­زایی نشان دادند (7، 9، 12، 14، 29). نوریشه­زایی، یک مرحله بحرانی برای موفقیت ریزازدیادی است. برخی مطالعات، اثر مثبت سیتوکینین­ها بر روی نوریشه­زایی را نشان دادند (8، 12). هارتمن و همکاران (10) حضور مقادیر کم اکسین­ برای القای نوریشه، نه برای رشد آن­را توسعه کردند.

نتایج بررسی­های حاضر نشان داد که می­توان از KIN به­تنهایی در محیط کشت، به­عنوان یک تنظیم­کننده­ی رشد گیاهی مناسب برای ریزازدیادی لیسیانتوس استفاده کرد. این هورمون قابلیت القای نوشاخه و نوریشه را بر روی ریزنمونه­های لیسیانتوس دارد. نتایج ما مشخص کرد که بیشترین طول و تعداد نوشاخه در محیط کشت حاوی 1 میلی­گرم در لیتر KIN و بیشترین تعداد گره در محیط کشت حاوی 5/0 میلی­گرم در لیتر KIN به­دست آمد. همچنین نوع و غلظت تنظیم­کننده­ها (KIN و NAA) باعث تشکیل نوشاخه و نوریشه در محیط­های کشت لیسیانتوس می­شود. حضور 5/0 میلی­گرم در لیتر NAA همراه با 2 میلی­گرم در لیتر KIN، بیشترین تعداد نوریشه را در پایه نوشاخه­های تولیدشده در محیط کشت، القا کرد. نتیجه کاربردی تحقیق حاضر این است که، ریزازدیادی لیسیانتوس با استفاده از غلظت­های 5/0 و 1 میلی­گرم در لیتر KIN امکان­پذیر است. اگرچه بالاترین تعداد نوریشه در پایه شاخه­ها (650/2) در حضور 5/0 میلی­گرم در لیتر NAA همراه با 2 میلی­گرم در لیتر KIN به­دست آمد، اما تعداد نوریشه­های به­دست­آمده در محیط حاوی 5/0 میلی­گرم در لیتر KIN بدون NAA (720/1)، برای ریزازدیادی موفقیت­آمیز لیسیانتوس، کافی است.

1-      تاتاری ورنوسفادرانی، م.، عسکری رابری، ن. و نصرتی، س.ض. (1388). بهینه­سازی کشت درون­شیشه­ای برای ژربرا رقم Tropic Blend. مجله به­زراعی نهال و بذر، 25 (2): 389-401.

2- صباغ­نیا، ن.، آل­ابراهیم، م. و وجودی، م. (1389). ریزازدیادی گیاهان زینتی و دارویی. ص 8-1.

 

3. Armitage A.M. and Laushman J.M. (1993). Specialty cut flowers: The production of annuals‚ perennials, bulbs, and woody plants for fresh and dried cut flowers. Timber Press, 279-289.

4. Fukai S., Miyata H. and Goi M. (1996). Factors affecting adventitious shoot regeneration from leaf explants of prairie gentian (Eustoma grandiflorum (Raf.) Shinners). Technical Bulletin of Faculty of Agriculture-Kagawa University, 48 (2): 103-109.

5. Fuller M.P. and Fuller F.M. (1995). Plant tissue culture using Brassica seedlings. Journal of Biology Education, 20 (1): 53-59.

6. Furukawa H., Matsubara C. and Shigematsu N. (1990). Shoot regeneration from the roots of prairie gentian (Eustoma grandiflorum (Griseb.) Schinners). Plant Tissue Culture Letters‚ 7 (1): 11-13.

7. Gautam V.K., Mittal A., Nanda K. and Gupta S.C. (1983). In vitro regeneration of plantlets from somatic explants of Matthiola incana. Plant Science Letters, 29: 25-32.

8. Gomes F., Simões M., Lopes M.L. and Canhoto M. (2010). Effect of plant growth regulators and genotype on the micropropagation of adult trees of Arbutus unedo L. (strawberry tree). New Biotechnology, 45 (1): 72-82.

9. Hammaudeh H.Y., Suwwan M.A., Abu-Quoud H.A. and Shibli R.A. (1998). Micropropagation and regeneration of Honeoye strawberry. Dirasat Agricultural Science, 25: 170-178.

10. Hartmann H.J., Kester D.E., Davies F.T. and Geneve R.T. (1997). Plant Propagation: Principle and Practices. 6th edition, Prentica-Hill, Englewood Cliffs, NJ.

11. Hashemabadi D. and Kaviani B. (2010). In vitro proliferation of an important medicinal plant Aloe-A method for rapid production. Australian Journal of Crop Science, 4 (4): 216-222.

12. Jain S.M. and Ochatt S.J. (2010). Protocols for in vitro propagation of ornamental plants. Springer Protocols, Humana Press.

13. Ke-dong D., Song Z.‚ Yun-xiang Z., Zhi-gue Z. and Lue-ping W. (2003). Study on adventitious shoot regeneration and micro-propagation from leaves of lisianthus (Eustoma grandiflorum). Journal of Shandong Agriculture University, Abstract.

14. Lee-Epinosa H.E., Murguia-Gonzalez J., Garcia-Rosas B., Cordova-Contreras A.L. and Laguna C. (2008). In vitro clonal propagation of vanilla (Vanilla planifolia Andrews). HortScience, 43: 454-458.

15. Luo J.P., Wawrosch C. and Kopp B. (2009). Enhanced micropropagation of Dendrobium huoshanense C.Z. Tang et S.J. Cheng through protocorm-like bodies: the effects of cytokinins, carbohydrate sources and cold pretreatment. Scientia Horticulturae, 123: 258-262.

16. Mathai M.P., Zacharia J.C., Samsudeen K., Rema J., Nirmal Babu K. and Ravindran P.N. (1997). Micropropagation of Cinnamomum verum (Bercht and Presl.). Proceedings of the National Seminar on Biotechnology of Spices and Aromatic Plants, April 24-25, Calicut, India, pp 35-38.

17. Murashige T. and Skoog F. (1962). A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue culture. Physiology Plant, 15: 473-497.

18. Nayak S., Hatwar B. and Jain A. (2010). Effect of cytokinin and auxins on meristem culture of Bambusa arundinacea. Der Pharmacia Letter, 2 (1): 408-414.

19. Nitsch J.P., Nitsch C., Rossini L.M.E. and Ha D.B.D. (1967). The role of adenine on bud differentiation. Photomorphology, 17: 446-453.

20. Norton M.E. and Boe A.A. (1982). In vitro propagation of ornamental rosaceous plants. HortScience, 17: 190-191.

21. Ordogh M.‚ Jambor-Benczur E. and Tilly-Mandy A. (2006). Micropropagation of Echo cultivars of Eustoma grandiflorum (ISHS) Acta Horticulture: V International Symposium on In Vitro Culture and Horticultural Breeding, 725: 457-460.

22. Paek K.Y. and Hahn E.J. (2000). Cytokinins, auxins and activated charcoal affect organogenesis and anatomical characteristics of shoot-tip cultures of lisianthus [Eustoma grandiflorum (Raf.) Shinn]. In Vitro Cell. Dev. Biol-Plant, 36: 128-132.

23. Rout G.R. and Jain S.M. (2004). Micropropagation of ornamental plant-cut flowers. Propagation of Ornamental Plants, 4 (2): 3-28.

24. Ruffoni B., Damiano C.‚ Massabò F. and Esposito P. (1990). Organogenesis and embryogenesis in Lisianthus russellianus Hook. (ISHS) Acta Horticulture: I International Symposium on In Vitro Culture and Horticultural Breeding, 280: 83-88.

25. Sajina A., Geetha S.P., Minoo D., Rema J., Nirmal Babu K., Sadanandan A.K. and Ravindran P.N. (1997b). Micropropagation of some important herbal species. In: Biotechnology of Spices, Medicinal and Aromatic Plants, Edison S, Ramana AV, Sasikumar B, Nirmal Babu K, Santhosh JE (eds.). Indian Society for Spices, Calicut, India, pp 79-86.

26. Semeniuk P. and Griesbach R.J. (1987). In vitro propagation of praire gentian. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 8: 249-253.

27. Skrzypczak L.‚ Wesolowska M. and Budsianowski J. (1993). Eustoma grandiflorum Shinn (Texas bluebell): Callus culture‚ micropropagation, and the production of gentiopiside and other secondary metabolites. Biotechnology in Agriculture and Forest, 24: 192-201

28. Van Staden D., Zazimalora E. and George E.F. (2008). Plant growth regulators, II: cytokinins, their analogues and inhibitors. In: Plant Propagation by Tissue Culture (edition 3) (George EF, et al. editions), pp 205-226, Springer.

29. Xilin H. (1992). Effect of different cultivars and hormonal conditions on strawberry anther culture in vitro. Journal of Nanjing Agriculture University, 15: 21-28.

30. Xue-hua J., Wei Y.‚ You-lin L., Xiang-ying K. and Xiu-chun P. (2009). Aseptic seeding and establishment of plantlet regeneration system in Eustoma grandiflorum. Northern Horticulture, Abstract.

31. Yuan-rong M., Qian L. and Gen-yu Z. (2004). Establishment of leaf regeneration system in Eustoma Russellianum. Journal of Shanghai Teachers University, Abstract.