نوع مقاله: مقاله پژوهشی

چکیده

در این پژوهش، اثر سه محیط کشت مختلف (MS، WP و QL) بر تکثیر در شیشه­ی گل محمدی از طریق کشت قطعات جداکشت گره واجد جوانه­ی جانبی بررسی شد و اثر این محیط­های پایه بر تکثیر نوشاخه و قهوه­ای شدن محیط کشت پایه ارزیابی شد. به­منظور تکثیر نوشاخه،‏‏ قطعات جداکشت گره واجد جوانه­ی جانبی به محیط­های کشت فوق، واجد BAP یا Kin (1 و 3 میلی‌گرم در لیتر) منتقل شدند. بیشترین تعداد شاخه و تعداد برگ سبز در قطعه­ی جداکشت در محیط کشـت QL در تیمار mg/l3 BAP بـه­دست آمد. به­علاوه نوشاخه­های تشکیل شده در محیط QL شاداب­تر بوده و پایداری بیشتری داشتند. بنابراین محیط اخیر برای ریزازدیادی گل محمدی از سایر محیط­ها مناسب­تر بود. در بررسی ریشه­زایی، شاخه­های پرآوری شده در محیط کشت WP حاوی 2/0 میلی­گرم در لیتر NAA ریشه­دار شدند.

کلیدواژه‌ها

عنوان مقاله [English]

The effect of basal media and hormonal treatment on Damask rose (Rosa damascene Mill.) micropropagation.

چکیده [English]

In vitro propagation of Damask rose via single nod explants was investigated on 3 different basal media, Murashige and Skoog (MS), Lioyl and Cown (WP) and Quoirin and Lepoivre(QL). The effect of different basal media on shoot proliferation and media browning was studied. The highest percentage of proliferation was achieved on QL medium. Explants grown in the above media were transferred to the same media supplemented with BAP and Kn (1.3 mg/l) for shoot proliferation. The highest shoot proliferation response and shoot growth was recorded when shoots were cultured in QL medium with 3 mg/l BAP. Comparison of different media (MS, WP, QL) based on number of shoot, leaves, leaflet number and shoot length indicate that QL medium was the best compared to other media for Damask rose in vitro micropropagation. Rooting of the regenerated shoots was induced on WP medium supplemented with 0.2 mg/l NAA.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Damask rose
  • micropropagation
  • basal media
  • browning

بررسی اثر محیط­های کشت پایه و تیمارهای هورمونی مختلف بر ریزازدیادی گل محمدی (Rosa damascene Mill.)

فاطمه قلی زاده، لیلا غلامی و خدیجه کیارستمی‏*

تهران، دانشگاه الزهراء، دانشکده علوم پایه، گروه زیست‌شناسی

تاریخ دریافت: 30/6/89                                             تاریخ پذیرش: 15/5/91 

چکیده

در این پژوهش، اثر سه محیط کشت مختلف (MS، WP و QL) بر تکثیر در شیشه­ی گل محمدی از طریق کشت قطعات جداکشت گره واجد جوانه­ی جانبی بررسی شد و اثر این محیط­های پایه بر تکثیر نوشاخه و قهوه­ای شدن محیط کشت پایه ارزیابی شد. به­منظور تکثیر نوشاخه،‏‏ قطعات جداکشت گره واجد جوانه­ی جانبی به محیط­های کشت فوق، واجد BAP یا Kin (1 و 3 میلی‌گرم در لیتر) منتقل شدند. بیشترین تعداد شاخه و تعداد برگ سبز در قطعه­ی جداکشت در محیط کشـت QL در تیمار mg/l3 BAP بـه­دست آمد. به­علاوه نوشاخه­های تشکیل شده در محیط QL شاداب­تر بوده و پایداری بیشتری داشتند. بنابراین محیط اخیر برای ریزازدیادی گل محمدی از سایر محیط­ها مناسب­تر بود. در بررسی ریشه­زایی، شاخه­های پرآوری شده در محیط کشت WP حاوی 2/0 میلی­گرم در لیتر NAA ریشه­دار شدند.

واژه‌های کلیدی: ریزازدیادی، قهوه­ای شدن، گل محمدی‏، محیط­های پایه

* نویسنده مسئول، تلفن: 88058912-021  ، پست‌الکترونیکی: su_ kiarostami@alzahra.ac.ir

مقدمه

 

گل محمدی، از مشهورترین گیاهان در تاریخ باغبانی است که به­علت رایحه­ی فوق­العاده و تنوع ارقام در بسیاری از نقاط دنیا کشت می­شود. گل محمدی، علاوه بر این که یک گیاه زینتی است مصارف دارویی متعددی نیز دارد. اسانس حاصل از این گیاه، برای درمان افسردگی، ‏‏‏فشارهای عصبی، جریان خون پائین، آسم، سرفه‏، کم­خونی و اگزما استفاده می­شود. گلاب مهمترین فرآورده حاصل از این گیاه است که علاوه بر اثرات دارویی در صنایع غذایی نیز کاربرد دارد. میوه­ی آن، حاوی ویتامین C است و در تولید چای و نوشابه­های میوه­ای به­عنوان طعم­دهنده کاربرد دارد (6).

به­رغم اهمیت اقتصادی این گونه برای کشور ایران،‏‏ تکثیر و بهره­برداری از آن با مشکلات چندی همراه است. این گیاه، به­طور معمول از طریق خوابانیدن، قلمه­زدن و پاجوش تکثیر می­شود. روش­های معمول تکثیر با مشکلاتی مانندکم بودن سرعت تکثیر‏‏، کم یا در دسترس نبودن گیاهان مادری و ‏طولانی بودن زمان تکثیر همراه است. در صورتی که بتوان گیاه را به­روش کشت در شیشه تکثیر نمود ضمن کاهش هزینه، تکثیر با سرعت بیشتری انجام خواهد شد. به­علاوه، به کمک این روش می­توان گیاهان مطلوب و عاری از پاتوژن را در مقیاس وسیع تولید نمود و گیاهانی یکسان به­دست آورد که از نظر تولید گلاب و سایر فرآورده­ها تنوعی نشان ندهند. گزارش­های چندی از تکثیر در شیشه­­ی گل‌محمدی از طریق قطعات گره واجد جوانه­ی جانبی وجود دارد، ازجمله شاخه­زایی مستقیم از جداکشت­های برگ (26)، تشکیل کالوس از برگ و قطعات ساقه برای برخی از ارقام گل محمدی (8، 21 و 3)، کشت نوشاخه­ها در محیط  MSدر حضور TDZ (15)، مقایسه­ی محیط مایع و محیط جامد (16 و 26)، همچنین حذف یا کاهش میزان آمونیوم در محیط MS  (11 و 19)، بررسی اثر منابع مختلف نور و عامل ژله­ای بر ریزازدیادی گل محمدی(16)، استفاده از ترکیبات آنتی اکسیدان یا قرار دادن کشت­ها در تاریکی (17). باوجوداین کشت گل محمدی بر روی محیط MS  با غلظت­های مختلف IAA، Kin،  BA، TDZ و NAA چندان موفقیت­آمیز نبوده است. کلروز برگ­ها، قهوه­ای شدن محیط و نکروزه شدن جداکشت­ها در نتیجه اکسیداسیون پلی فنل­ها، فراوانی کم شاخه­زایی، موفقیت کم در ریشه­دار کردن نوشاخه­ها و وابسته بودن پاسخ جداکشت­ها به ژنوتیپ، برخی از عمده­ترین عوامل کاهش موفقیت در ریزازدیادی این گیاه هستند (17، 28 و 3). بنابراین پژوهش حاضر بر اثر محیط­های پایه­ی و هورمون­های مختلف بر ریزازدیادی گل محمدی متمرکز شده است.

مواد و روشها

تهیه­ی نمونه- نمونه­های مورد نظر از پایه­های کشت شده­ی گل محمدی در محوطه دانشگاه الزهرا(س) تهیه شد.

سترون­سازی جداکشت­ها: نو شاخه­های جوان، پس از برداشت و انتقال به آزمایشگاه ابتدا با صابون مایع و آب جاری شستشو داده شدند و پس از سترون­سازی برای کشت مورد استفاده قرار گرفتند. به این منظور، پس از جدا کردن برگ­ها و دمبرگ­ها از شاخه، قطعات 1-5/1 سانتیمتری از نمونه­ها تهیه شدند. جهت سترون­سازی، نمونه­ها به­مدت 2 دقیقه در الکل 70 درجه قرار گرفتند. سپس به مدت 15دقیقه در محلول هیپوکلریت سدیم 2/1%  قرار داده شدند؛ و در پایان 3-4 مرتبه با آب مقطر سترون، شستشو داده شده و برای کشت مورد استفاده قرار گرفتند. 

کشت قطعات جداکشت ساقه، دارای جوانه­ی جانبی پس از سترون­سازی در محیط­های پـایه

Murashige and Skoog (MS)، Lioyl and Cown (WP)  وQuoirin and Lepoivre (QL)

 به تعداد 4-5 عدد در هر پتری کشت شد. کشت­ها در دمای C°2±25 در دوره­ی نوری 8 ساعت تاریکی و 16 ساعت روشنایی با شدت نور 4000 لوکس قرار گرفتند. به­منظور کاهش اثر ترکیبات فنلی، کشت­ها حداقل به­مدت 3 روز در تاریکی قرار گرفتند. 21 روز پس از انتقال به محیط شاخه‌زایی، وضعیت نمونه­ها از نظر تعداد برگ، ارتفاع گیاه، تعداد شاخه و سایر پارامترها بررسی شد.

همچنین با استفاده از دستگاه کلروفیل متر، عدد کلروفیـل متـر برگ­ها در دو محیط کشت QL و WP اندازه­گیری شد. سپس با استفاده از فرمول (µmol m-2) = 10 (M^0/265), میزان کلروفیل محاسبه شد(18)

ریشه‌زایی: الف: برای ریشه زایی از محیط­های MS½، QL½ یا محیط کامل MS، QL و WP به همراه غلظت­های مختلف NAA (1/0، 2/0 و 5/0 میلی­گرم در لیتر) استفاده شد.

ب: روش quick dip : به­‌منظور ریشه­زایی گیاهچه­ها، ته گیاهچه­های حاصل از مرحله شاخه‌زایی در محلول­های استریل IAA و IBA با غلظت­های 1000 و 2000 میلی­گرم در لیتر به مدت 10 ثانیه قرار گرفت و بعد گیاهچه­ها به محیط کشت MS و QL بدون هورمون منتقل شدند.

ج: همچنین برای بررسی ریشه­زایی شاخه­های تازه تولید شده در محیط QL حاوی L/mg 5/2 D-4 و2، به­مدت 2 هفته قرار گرفتند و بعد نمونه­ها به­ محیط QL½ فاقد هورمون منتقل شدند.

بعد از سه هفته گیاهچه­های ریشه­دار شده از محیط کشت خارج شدند. پس از شستشوی آگار ریشه­ها، گیاهچه­ها به خاک استریل شده، شامل مخلوطی از کود گیاهی و پرلیت با نسبت 1:1 منتقل شدند.

بررسی­های آماری: آزمایش در قالب طرح بلوک­های کاملاً تصادفی با 4 تکرار انجام شد. میانگین­ها به­روش دانکن مقایسه شدند و داده­ها به­کمک نرم افزار 5/11SPSS  آنالیز شدند. رسم نمودارها توسط نرم­افزار Excel انجام شد.

 

 

 

شکل 1- شاخه­زایی قطعات جداکشت گره واجد جوانه جانبی در محیط­های کشت واجد سیتوکینین. A. نوشاخه پرآوری شده در محیط کشت QL واجد  mg/l3.BAP  B. برگ­زایی در محیط کشت QL محتوی  mg/l3 BAP . C. نوشاخه پرآوری شده در محیط کشت MS حاوی  BAP3 mg/l D. شاخه­زایی در محیط کشت WP واجد BAP3 mg/l


نتایج 

بررسی درصد قهوه­ای شدن قطعات جدا کشت: دو هفته پس از کشت، درصد قطعات جداکشت واجد جوانه جانبی متأثر از ترکیبات فنلی (قهوه­ای شده) بررسی شد. 85 درصد از این قطعات در محیط پایه MS تحت تأثیر ترکیبات فنلی،  رشد نکردند. 60/81 درصد از قطعات جداکشت در محیط پایه WP  قهوه­ای شده و از بین رفتند. در حالی که فقط 21 درصد از قطعات جداکشت در محیط پایه QL قهوه­ای شدند و بیشتر جوانه‌های جداکشت‌ها رشد کرده و تولید برگ نمودند. برگ­های حاصل در این محیط کشت، درشت‌تر، سبزتر و شاداب‌تر از برگ­های تولید شده در سایر محیط‌های پایه بودند. از نظر درصد برگ­زایی و کاهش اثر ترکیبات فنلی بین این محیط و سایر محیط­های پایه تفاوت معنی­دار در سطح اطمینان 01/0 وجود داشت (جدول1). 

جدول 1- اثر محیط­های کشت مختلف بر میانگین درصد برگ­زایی و درصد قهوه­ای شدن قطعات جداکشت گره واجد جوانه جانبی (گروه­بندی داده­ها براساس آزمون دانکن (05/0 P< ) صورت گرفته است).

میانگین درصد برگ

میانگین درصد جداکشت­های قهوه­ای شده

محیط کشت

8/5 d

33/83a

MS

67/47 a

9/20 c

QL

67/11 c

67/81 a

WP

حروف مشابه در هر ستون بیانگر عدم وجود اختلاف معنی­دار می­باشد.

اثر هورمون سیتوکینین بر رشد و شاخه‌زایی: سه هفته پس از انتقال قطعات جداکشت، ساقه­ی رشد کرده در محیط MS، QL و WP پایه بدون هورمون به محیط‌های کشت MS، QL وWP محتوی هورمونهای BAP یا Kin (1 و 3 میلی‌گرم در لیتر) انتقال یافت. بررسی­های آماری نشان داد، میانگین رشد طولی در دو تیمار mg/l3Kin و mg/l1BAP در محیط MS تفاوت معنی­داری با سایر تیمارها داشت. تعداد شاخه­ها در تمام محیط‌های کشت با هورمون mg/l3BAP از سایر تیمارهای هورمونی بهتر بود. بیشترین تعداد برگ سبز در محیط QL با هورمون mg/l3BAP مشاهده شد. براساس نتایج به­دست آمده، میانگین طول برگ تفاوت معنی­داری را بین محیط­های کشت و تیمارهای هورمونی مختلف نشان نداد. در بررسی میانگین تعداد برگچه‌ها، تفاوت معنی­داری در دو تیمار mg/l1 Kinو mg/l3Kin در محیط MS مشاهده شد. نتایج میانگین طول برگچه­ها، تنها در تیمار mg/l1Kin در محیط QL، تفاوت معنی­داری را نشان داد (جدول 2). این مشاهدات پیشنهاد می‌کند که محیط کشت QL واجد هورمون mg/l3BAP برای ریزازدیادی گل محمدی است و در مقایسه با محیط­های MS و WP مناسب­تر است (شکل 1).

 

 

جدول 2- اثر محیط­های کشت مختلف بر رشد طولی، تعداد شاخه، تعداد برگچه، تعداد برگ سبز، طول ساقه، طول برگ و طول برگچه حاصل از قطعات جداکشت واجد جوانه جانبی(گروه­بندی داده­ها براساس آزمون دانکن(P<0/05) صورت گرفته است)

 

 

.

محیط کشت

تیمار هورمونی

رشد طولی گیاه

تعداد شاخه

طول ساقه

تعداد برگ سبز

طول برگ

تعداد برگچه

طول برگچه

MS

Kin 1

a 50/4

cd 25/1

ab 25/2

cd25/3

ab63/2

b75/3

abc88/0

Kin 3

c 69/2

bcd 63/1

a 00/3

e00/1

a38/3

c00/3

d65/0

BAP 1

bc 25/3

bcd 50/1

bcd44/1

cde63/2

b88/1

a50/4

cd75/0

BAP 3

ab 88/3

bc 00/2

ab25/2

cde88/2

ab56/2

a50/4

bcd83/0

QL

Kin 1

a 83/4

d 00/1

cd 21/1

de89/1

a56/3

a78/4

a06/1

Kin 3

a 50/4

d 00/1

bcd30/1

cde00/2

a10/3

a00/5

abc94/0

BAP 1

a 80/4

bcd 80/1

bc 84/1

cd00/3

a96/2

a00/5

ab96/0

BAP 3

a 56/4

a 25/4

bcd75/1

a75/14

ab75/2

a00/5

bcd79/0

WP

Kin 1

ab 92/3

d 00/1

d 78/0

cde67/2

a03/3

a00/5

abc93/0

Kin 3

abc 61/3

d 00/1

cd 92/0

cde56/2

ab56/2

a78/4

bcd79/0

BAP 1

a 54/4

d 00/1

bcd29/1

bc92/3

a13/3

a83/4

abc88/0

BAP 3

abc 64/3

b 19/2

cd 92/0

b19/5

ab56/2

a00/5

bcd83/0

 حروف مشابه در هر ستون بیانگر عدم وجود اختلاف معنی­دار می‌باشد.

 

 

 

نمودار 1- مقایسه اثر محیط کشت و تیمارهای مختلف بر میزان کلروفیل قطعات جداکشت گره حاوی جوانه جانبی

 

 

شکل 2- A. ریشه­زایی در محیط کشت WP حاوی mg/l 2/0 NAA سه هفته پس از انتقال به محیط ریشه­زا. شکل B و C انتقال گیاهان ریشه­دار به خاک

 


بررسی میزان کلروفیل در دو محیط QL و MS : مقایسه­ی میانگین میزان کلروفیل نشان می­دهد، میزان کلروفیل در محیط کشت WP با تیمار هورمونی mg/l3Kin بیشتر از سایر محیط­ها بود (جدول 3). در محیط کشت QL حاوی mg/l3BAP کمترین میزان کلروفیل به­دست آمد. در سایر محیط­های کشت، تفاوت چندانی مشاهده نشد (جدول 3). بررسی­های آماری نشان داد که از نظر میزان کلروفیل تفاوت معنی­داری میان دو محیط WP و QL با تیمارهای هورمونی مختلف وجود داشت (جدول3).

 

جدول3- اثر محیط­های کشت مختلف بر میزان کلروفیل در قطعات جداکشت گره حاوی جوانه جانبی (گروه­بندی داده­ها براساس آزمون دانکن (0.05> P) صورت گرفته است). 

محیط کشت 

تیمار هورمونی 

میزان کلروفیل (2-molmµ) 

QL

Kin 1

b34/423

Kin3

bc 55/408

BAP1

cd 25/326

BAP3

d 52/268

WP

Kin 1

b 11/417

Kin3

a 09/532

BAP1

b 73/434

BAP3

bc 36/368

حروف مشابه در هر ستون بیانگر عدم وجود اختلاف معنی دار می باشد.

اثر محیط­های کشت و هورمون­های مختلف بر ریشه­زایی: استفاده از محیط­های کشت مختلف (MS، MS½، QL، QL½ و WP) با غلظت­های مختلفی از اکسین نتایج رضایت­بخشی ایجاد نکرد؛ البته تعداد کمی از گیاهچه­ها ریشه­دار شدند. ریشه­های حاصل کوتاه و تعداد آنها کم بود.

به همین ترتیب تولید ریشه­ها (با روش quick-dip) با به­کار بردن mg/l 2000 – 0 محلول اکسین (IAA و IBA) استریل شده نیز موفق نبود.

سرانجام، در میان محیط­های کشت مختلف با تیمارهای هورمونی مختلف، محیط کشت WP حاوی mg/l 2/0NAA باعث ریشه­دار شدن گیاهچه­ها شد(شکل 2).

بحث

مشکل اثر ترکیبات فنلی بر محیط کشت، معمولاً در طی ریزازدیادی گیاهان چند ساله چوبی رخ می‌دهد که منجر به تجمع مواد بازدارنده­ی رشد به­ویژه در مراحل اولیه کشت می­شود. قهوه­ای شدن محیط کشت نتیجه اکسیداسیون ترکیبات فنلی خارج شده از سطح برش جداکشت­ها است که می‌توان به­وسیله­ی افزودن موادی مثل PVP (پلی وینیل پیرولیدن)، سیتریک اسید، آسکوربیک اسید یا انجام واکشت­های مکرر و یا نگهداری کشت­ها به­مدت یک یا دو روز در تاریکی مطلق این مشکل را کاهش داد (25). در این پژوهش، نگهداری کشت­ها در تاریکی تأثیر مثبتی بر بقا و استقرار جداکشت‌های گره واجد جوانه داشت، زیرا نور موجب القای فعالیت آنزیم پلی فنل اکسیداز و افزایش تأثیر ترکیبات فنلی می­شود (23 و 22). به­رغم اثر مثبت برخی از عوامل مذکور بر کاهش اثر ترکیبات فنلی، میزان بقا و استقرار جداکشت­ها به دلیل وجود ترکیبات فنلی پائین بود؛ اما نوع محیط پایه­ی به­کار رفته بر میزان قهوه­ای شدن مؤثر بود. کمترین میزان اثرات ترکیبات فنلی در محیطQL  و بیشترین میزان اثرات، در محیط MS مشاهده شد. بنـابراین بـا استـفاده از این محیط کشت و قرار دادن کشت­ها در تاریکی می­توان اثر منفی ترکیبات فنلی را به میزان زیاد کاهـش داد که بـه­دنبال آن بقا و پایداری جداکشت­ها افزایش می­یابد. 

چندین عامل تکثیر در شیشه را در رز تحت تأثیر قرار می­دهند. از مهمترین این عوامل می­توان به ژنوتیپ و نوع هورمون­های به­کار رفته اشاره کرد (17). Bressan و همکاران در ریزازدیادی دو رقم  R.hybrida در حضور BAP پاسخ متفاوتی مشاهده نمودند (7). به­عنوان مثال در غلظت­های پایین ) BAP بین 03/0 تا 3/0 میلی­گرم در لیتر) نمو جوانه­های جانبی در کولتیوار Gold Glow تحریک شد اما کولتیوار  Improved Blaze تحت تأثیر قرار نگرفت. در گل محمدی نیز تکثیر به ژنوتیپ وابسته است (17، 28 و 3).

Rout  و همکاران گزارش کردند که تکثیر اندام هوایی و ازدیاد رز به­طور عمده در محیط­های کشت‌ دارای سیتوکینین انجام می‌شود (25). همچنین Kornova و Michailova بهترین نتایج رشد ساقه و شاداب و سبز ماندن آن را در محیط کشت MS توسط هورمون BAP به­دست آوردند(14). در این پژوهش از یک رقم استفاده شد اما پاسخ نسبت به هورمون­های مختلف یکسان نبود و بهترین پاسخ برای تکثیر اندام هوایی در حضور BAP با غلظت (mg/l3( مشاهده شد که بالاترین میانگین تعداد شاخه در هر جداکشت (در محیط  QL) را ایجاد نمود که مؤید مطالعات قبلی است. Bressan و همکاران با مقایسه­ی اثر BAP و  2-ipدر تکثیر رز بیشترین اثر تحریک‌کنندگی را برای BAP گزارش نمودند(7). براساس نتایج به­دست آمده توسط پیوندی و همکاران هورمون BAP مناسب­ترین هورمون برای ریزازدیادی Chrysanthemum morifolium Ramat L. می­باشد (1).

محیط کشت MS متداول­ترین محیط کشت مورد استفاده برای تکثیر رز است. Davies گزارش نمود که محیط کشت MS استاندارد بهترین القاء­کننده در تکثیر اندام هوایی در ارقام مختلف رز است(8). استفاده از سایر محیط‌های کشت نیز گزارش شده است(17).  PittetوMoncousin  از محیط کشت  (LinsmairL, skoog) LSبا تیمار 1/0mg/l IBA و 5/0 mg/l BAP برای القای نوشاخه استفاده نمودند (22).Norton  و Boe نیز از محیط LS استفاده کردند و تکثیر با سرعت بالاتر  را با (mg/l BAP1/2- 5/2) به­دست آوردند(20). محیط‌های کشتی مانند Gamborg و Lee و محیط کشت Fossaol de توسط Alekhno و Vysotskii نیز استفاده شدند(5). محیط کشت QL (Quorine and Lepoiver) و (Woody Plant) WPM برای ریز ازدیادی R.hybrida با رقم Moneyway مورد استفاده قرار گرفتند(17). اما برای گل محمدی از محیط‌های کشت محدودتری استفاده شده است (27 و 6).

براساس نتایج به­دست آمده در این پژوهش رشد طولی گیاه، تعداد برگ­های تولید شده، اندازه برگ­ها و مدت بقا گیاه در محیط کشت QL بهتر از محیط­های کشت WP و  MS بود. همچنین میانگین تعداد برگ و تعداد برگچه‌ در هر قطعه جدا کشت، طول برگچه‌ها و درصد و مدت بقا در محیط کشت QL بیشتر از محیط کشت WP و  MS بود. به عبارتی بهترین نتایج برای رشد ساقه و تازه و سبز ماندن آنها از محیط QL حاصل شد.

زرد شـدن برگ و نکـروزه شدن انـدام­های هـوایی را می­توان با دو برابر نمودن یون کلسیم کنترل نمود (24). با توجه به این­که محیط کشت QL دارای محتوی میزان کلسیم بیشتری است شاید دلیل سبز ماندن برگ­ها وجود کلسیم در این محیط کشت باشد. در بررسی­های انجام شده استفاده از یونوفورهای کلسیم باعث افزایش تعداد جوانه­ها در قطعات کشت شده گل محمدی شد (11). در محیط کشت QL میزان آمونیوم کاهش یافته است. کاهش آمونیوم در محیط کشت موجب سبزتر شدن برگ­ها می‌شود (11 و 19). شاید بقای بیشتر نوشاخه­ها در محیط کشت QL کاهش قابل توجه میزان آمونیوم، افزایش کلسیم و حذف تقریباً کامل کلر از محیط کشت باشد. از محیط کشت QL در ریزازدیادی گل محمدی تاکنون به­طور معمول استفاده نشده است. این محیط کشت برای ممانعت از شیشه‌ای شدن در Rosa hybrida استفاده شده است و به رز اختصاص دارد. گزارش­هایی در استفاده از این محیط در سایر گونه­ها وجود دارد. به گزارش Freire و همکاران استفاده از این محیط برای ریزازدیادی گلابی موجب افزایش میزان نمو و وزن نوشاخه­ها شد(9). براساس نتایج این مطالعه محیط کشت QL برای ریزازدیادی گل محمدی نسبت به سایر محیط­هایی که تا به­ حال آزمون شده­اند، محیط کشت بسیار مناسب­تری است و به­نظر می­رسد در صورتی که این محیط در تلفیق با سایر عوامل مؤثر بر بقای نوشاخه­های گل محمدی آزمون شود به نتایج بهتری منجر شود.

نتایج ریشه­زایی شاخه­ها نشان داد که ریشه­زایی گل محمدی به سختی صورت می­گیرد. محققان در تحقیق با ژنوتیپ­های مختلف این نتیجه را گزارش کردند (12 و 4). Khush-Khui و Sink بیان کردند که ریشه­زایی رزهـای قدیمی ازجمله گل محمدی از رزهای جدید مشکل­تر می‌باشد(13).

در بین محیط­­های آزمون شده برای ریشه­زایی تنها در محیط کشت WP حاوی mg/l 2/0 NAA ریشه تشکیل شد (25%). شرفی و همکاران برای ریشه­دار کردن گیاه Artemisia annua از هورمون NAA استفاده کردند که نتایج رضایت‌بخشی را به­دست آوردند(1). عدم تشکیل ریشه در سایر محیط­ها را می­توان به تیمار هورمونی به­کار رفته یا تیمار هورمونی مرحله شاخه­زایی ارتباط داد. به گزارش Huetteman و Preece محیط پایه بر روی ریشه­زایی اثر دارد (10). Huetteman و Preece عنوان کردند که امکان دارد ریشه­زایی شاخه­هایی که تحت تأثیر TDZ هستند به­سختی صورت بگیرد که این نتیجه با نتایج ما مطابقت دارد. بنابراین برای افزایش توان ریشه­زایی پیشنهاد می­شود که تیمارهای هورمونی در مرحله شاخه­زایی نیز مد نظر قرار گیرد.

  1. پیوندی، م.، مراد تهرانی، م. و مجد. ا.، 1390. ریزازدیادی گیاه داوودی Chrysanthemum morifolium Ramat L.. مجله زیست شناسی ایران. 24(2): 239-244.
  2. شرفی، ع.، هاشمی سهی، ه. و جورابچی، ع. 1387. بهینه­سازی شرایط باززایی گیاه دارویی Artemisia annua. مجله زیست شناسی ایران. 21(4): 565-573.
  3. طبائی عقدائی، س.ر.، میرجانی، ل.، امام، م.، عصاره، م و قمری زارع، ع.1386. تأثیر ژنوتیپ و تنظیم کننده­های رشد بر کال­زائی در گل محمدیRosa damascene Mill. . فصلنامه­ی تحقیقات ژنتیک و اصلاح گیاهان مرتعی و جنگلی ایران. 15(3): 230- 222.
  4. کافی، م.، نیکبخت، ع.، بابالار، م. و میرمعصومی، م.، 1383. اثر تنظیم کننده­های رشد گیاهی بر شاخص­های رشدی گل محمدی در شرایط درون شیشه­ای. مجله علوم و فنون باغبانی، 5(3): 166-157.

 

5. Alekhno,GD., Vysotskii, AV., 1989, Clonal micropropagation of Roses, Fiziol Biokhim Kul,t Rast. 18(5):489-93.

6. Boomsiri,C and Masomboon,N., 2003, Multiple shoot induction and plant regeneration of Rosa damascene.Sil.Uni.Inter.J, 3(2):229-237

7. Bressan, PH., Kim, YJ., Hyndman SE., Hasegawa, PM., Bressan , RA.,1982. Facrors affecting in vitro propagation of rose , J Am Soc Hortic Sci 107:979-90.

8.  Davies, DR., 1980.Rapid propagation of roses, in vito.Sci Hortic, 13:385-9.

9. Freire.I.C.G.,Coelho.,C.P.S.,Barros.,M.T.F., 2002. Improved culture media for the in vitro establishment of pear from nodal cuttings. Act. Hortic. 596:457-761.

10. Huetteman, C.A. and Preece, J.E. 1993; Thidiazuron: A potent cytokinin for woody plant tissue culture, cell, tissue and organ culture, 33:105-119.

11. Ishioka,N.,Tanimoto,Sh.,1990. Plant regeneration from Bulgarian rose callus. Plant cell tissue and organ culture, 22:3.197-199.

12. Jabbarzadeh, Z. and Khosh-Khui, M.,2005; Factor affecting tissue culture of Damask Rose (Rosa damascena Mill.), Scientia Horticulturae, 105:475-48

13. Khosh-khui, M.,Sink, K.C.,1982a. Micropropagation of new and old rose species.J.Hor.Sci, 57:315-319.

14. Kornova, K.M., Michailova,J., 1994. Study of the in vitro rooting of  Kazanlak oil bearing rose ( Rosa damascene Mill).J. Essen. oil.Res., 6(5):485-492.

15. Kumar, A., Sood,A., Palni, U.T., Gupta. A.K and Palni, L.M,S., 2001. Micropropagation of Rosa damascene Mill from mature bushes using thidiazuron. J.Hort.Sci.Biotech, 76(1): 30-34.

16. Kumar, A., Palni, L. M.S., Nandi, S. K., 2003. The effect of light source and gelling agent on micropropagation of Rosa damascene. J Hort.Sci and Bio, 78)5): 786-792.

17. Kumar, P., Prasad, S., Sharma, M., Sood, A and  Ahuja, S., 2006. In vitro propagation of rose a review. Biotech.Adv, 24:94-114.

18. Markwell, J., Osterman, J., Mitchell, J., 1995. Calibration of the Minolta SPAD-502 leaf chlorophyll meter. Photosynthesis Research, 46: 467-472.

19. Nikbakht, A., Kafi, M., Mirmasoumi, M., Babalar, M. 2005. Micropropagation of Damask rose genotypes from East and West Azarbaygan provinces. Inter. J. Agri. Biol, 7(4):535-538.

20. Norton, ME., Boe,AA., 1982. In vitro propagation of ornamental Rosaceous plants.Hortic Sci , 17:190-1

21. Pati, P.K., Sharma, M., Ahuja,P.S., 2001. Micropropagation protoplast culture and its implications in the improvement of scented rose. Act.Hor, 547:147-158.

22. Pittet, H., Monocousin, C., 1981. Multiplication novella due rosier. Rev Hortic Suisse, 54:169-73.

23. Pittet.H., Moncousin, C., 1982. Rose in vitro micropropagation .Rev Hortic Suisse, 55(3):67-9.

24. Podwyszynska, M., Olszewski, T., 1995. Influence of gelling agents on shoot multiplication and the uptake of macroelements by in vitro culture of rose. Sci Hortic, 64:77-84.

25. Rout, G.R., Samantaray, S., Mottley, J., Das, P., 1999. Biotechnology of the rose: a review of recent progress. Scien .Hort, 81:201-228.

26. Sharma, M., Kumar, P.,  Sood, A and Ahuja, S., 2004. Direct shoot regeneration from leaf explants of Rosa damascene. In vitro cell .develop. Biol-plant, 40(2): 192-195.

27. Theo, P.M.Van der salm., Caroline G.G.Van der Toorn., CharlotteH. Hanisch ten Cate., Lidwien A.M. Dubois., Dik p.De Vries and Hanvs J.M.Dond., 1994. Importance of the iron chelate formula for micropropagation of Rosa Hybrida. Plant cell tissue and organ culture. 37(1):73-77.

28. Zare, A.G., Assare, M.H., Shahrzad, S and Mamaghani, B.A., 2006. Culture of two Damask rose genotypes from East and West Azarbayjan provinces. Ind.J.pl.Br. gen. Res, 14(3):155-162.