نوع مقاله: مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 دانش آموخته کارشناسی ارشد دانشگاه تهران

2 دانشگاه تهران

3 استاد دانشگاه تهران

4 استاد دانشگاه شهید بهشتی

5 مربی دانشگاه تهران

چکیده

مرزه خوزستانی (Satureja khuzistanica) یک گیاه دارویی با ارزش متعلق به تیره نعناعیان می باشد که در مناطق گرم و خشک جنوب غربی ایران می روید. در پژوهش حاضر اثر غلظت های 0، 50، 100، 150 و 200 میلی مولار شوری(NaCl) و غلظت های 0، 5/0 و 0/1 میلی مولار سالیسیلیک اسید (SA) در طرح فاکتوریل و به صورت کاملا تصادفی با 8 تکرار در کشت گلخانه ای روی پارامترهای بیوشیمایی و فیزیولوژیکی این گونه در بخش های هوایی بررسی و مقایسه شد. داده ها بوسیله نرم افزار SPSS و با آزمون دانکن آنالیز شدند. براساس نتایج؛ وزن تر (FW) و مالون دی آلدهید (MDA) تحت تنش شوری کاهش و مقدار پرولین افزایش یافت ولی تیمار SA تغییر معنی داری روی آنها نداشت. محتوای پروتئین تحت تنش شوری و تیمار SA تغیر معنی داری نشان نداد. فعالیت زیمایه سوپر اکسید دیسموتاز (SOD) و پلی فنول اکسیداز (PPO) ابتدا افزایش و سپس کاهش یافت و تحت تیمار SA کاهش نشان داد. . فعالیت زیمایه پراکسیداز (POX) و مقدار پراکسید هیدروژن تحت تنش شوری و تیمار SA کاهش یافت. در کل نتایج نشان داد که دامنه مقاومت این گونه تا شوری 100mM بوده و سالیسیلیک اسید تا حدی موجب بهبود اثرات تنش شد.

کلیدواژه‌ها

موضوعات

عنوان مقاله [English]

Analysis of the effect of salt stress and salicylic acid on some physiological and biochemical features of Savory (Satureja khuzistanic .Jamzad)

نویسندگان [English]

  • Zahra Aryan 1
  • Mohammad javad Merati 2
  • Hasan Ebrahimzadeh mabood 3
  • Javad Hadian 4
  • Masoud Mirmasoumi 5

1 Plant Biology Dept., School of Biology, College of Science, University of Tehran, Tehran, I.R. of Iran

2 university of Tehran

3 Academic Staff of Plant Biology Dept., School of Biology, College of Science, University of Tehran, Tehran, I.R. of Iran

4 Medicinal Plants and Drugs Research Institute, Shahid Beheshti University, Tehran, I.R. of Iran

5 Plant Biology Dept., School of Biology, College of Science, University of Tehran, Tehran, I.R. of Iran

چکیده [English]

Savory (Satureja khuzistanica) is an important medicinal plant of the Labiatae family. This species grows in warm and dry areas of the southwest in Iran. In present study, the effect of salinity consist of 0, 50, 100, 150 and 200 (Mm) (NaCl) with SA treatments consist of 0, 0.5 and 1.0 (mM) in Factorial plan and quite random in 8 repeat was cultured in greenhouse to investigate and to compare activity of some biochemical and physiological features of this species in aerial parts. Data was analysed by SPSS statistic software and Duncan test. Results showed that fresh weight (FW) and malondialdehyde (MDA) decreased by sodium chloride but treatment of salicylic acid (SA) was not significantly changed. The amount of protein content was not significantly. The proline content increased by NaCl. The first, SOD and PPO activities enhanced significantly up to 100 Mm NaCl and then decreased and POX activity and H2O2 content decreased by NaCl and SA treatment. Totally results showed that range of tolerance this species was up to 100 mM NaCl and SA treatment decreased effect of stress and partly improve them.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Satureja khuzistanica
  • Salt stress
  • Antioxidant enzymes
  • Total protein
  • Proline

تحلیل اثر تنش شوری و سالیسیلیک اسید بر برخی ویژگی‌های بیوشیمیایی و فیزیولوژیکی

مرزه خوزستانی (Satureja khuzistanica .Jamzad)

زهرا آریان1*، محمد جواد مرآتی1، حسن ابراهیم‌زاده 1، جواد هادیان2 و مسعود میرمعصومی 1 

1 تهران، دانشگاه تهران، پردیس علوم، دانشکده زیست شناسی

2 تهران، دانشگاه شهید بهشتی، پژوهشکده گیاهان و مواد اولیه دارویی 

تاریخ دریافت: 9/10/93                تاریخ پذیرش: 27/12/95 

چکیده

مرزه خوزستانی (Satureja khuzistanica) یک گیاه دارویی با ارزش متعلق به تیره نعناعیان می‌باشد که در مناطق گرم و خشک جنوب‌غربی ایران می‌روید. در این پژوهش اثر غلظت‌های 0، 50، 100، 150 و 200 میلی‌مولار شوری (NaCl) و غلظت‌های 0، 5/0 و 0/1 میلی‌مولار سالیسیلیک اسید (SA) در طرح فاکتوریل و به‌صورت کاملا تصادفی با 8 تکرار در کشت گلخانه‌ای روی پارامترهای بیوشیمایی و فیزیولوژیکی این گونه در بخش‌های هوایی بررسی و مقایسه شد. داده‌ها بوسیله نرم‌افزار SPSS و با آزمون دانکن آنالیز شدند. براساس نتایج؛ وزن تر (FW) و مالون دی آلدهید (MDA) تحت تنش شوری کاهش و مقدار پرولین افزایش یافت ولی تیمار SA تغییر معنی‌داری روی آنها نداشت. محتوای پروتئین تحت تنش شوری و تیمار SA تغییر معنی‌داری نشان نداد. فعالیت زیمایه سوپر اکسید دیسموتاز (SOD) و پلی فنول اکسیداز (PPO) ابتدا افزایش و بعد کاهش یافت و تحت تیمار SA     کاهش نشان داد. فعالیت زیمایه پراکسیداز (POX) و مقدار پراکسید هیدروژن تحت تنش شوری و تیمار SA کاهش یافت. در کل نتایج نشان داد که دامنه مقاومت این گونه تا شوری Mm 100 بوده و سالیسیلیک اسید تا حدی موجب بهبود اثرات تنش شد.

واژه‌های کلیدی: مرزه خوزستانی، تنش شوری، زیمایه‌های پاداکساینده، پروتئین، پرولین

* نویسنده مسئول، تلفن: 09196514277، پست الکترونیکی: zahra_aryan2002@yahoo.com

مقدمه 

 

مرزه خوزستانی Satureja khuzistanica)) گیاهی دارویی از تیره نعناعیان و بومی مناطق گرم و خشک جنوب غرب زاگرس می باشد. این گیاه ابتدا در سال 1994 جمع آوری و به‌عنوان گونه جدید از سرده مرزه در ایران نام گذاری شد (17). این گیاه به علت غنی بودن از ترکیبات فنولی به‌ویژه کارواکرول و رزمارینیک اسید دارای اثرات دارویی متعدد ازجمله خاصیت ضد قارچ، ضد میکروب، ضد اسپاسم و ضد اسهال، پایین آورنده تری گلیسرید، پاداکساینده و غیره می باشد که این اثرات دارویی با بررسی های علمی اخیر بخوبی به اثبات رسیده است (15).

در سال های اخیر اهلی سازی و کشت مرزه خوزستانی برای تأمین مواد اولیه مورد نیاز صنعت آغاز شده است. با توجه به رویش این گیاه در مناطق خشک، به نظر می رسد مقاومت مناسبی به شرایط تنش داشته و گزینه ای مناسب برای کشت در مناطق تحت تنش از جمله مناطق شور و خشک باشد (15).

شوری خاک یکی از مهمترین تنش های غیر زیستی برای گیاهان و مهمترین عامل محیطی محدود کننده رشد و تولید گیاهی محسوب می‌شود. شوری بیش از 60% کل مناطق خشکی جهان را تحت تأثیر خود قرار داده است. این تنش بر فرایندهای فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی متعددی اثر می‌گذارد که از آن‌ جمله می توان تنظیم اسمزی، سنتز پروتئین ها، اسمولیت های سازگار، سنتز و فعالیت برخی زیمایه‌ها را نام برد. تنش های محیطی باعث خسارت های اکسایشی به غشا می شوند. این خسارتها ناشی از تجمع گونه های فعال اکسیژن (ROS) همانند رادیکال سوپراکسید، پراکسید هیدروژن و رادیکال های هیدروکسیل می باشد. به‌منظور مقابله با این اثرات زیان بار ترکیبات ROS ، سلول های گیاهی سیستم های پاداکساینده ای را ایجاد کرده اند که زیمایه‌های پاداکساینده مانند سوپر اکسید دیسموتاز (SOD)، کاتالاز (CAT) و پراکسیداز (POX) از جمله آنها می باشند (8 و 9). سالیسیلیک اسید (SA) ترکیب فنولی است که جزء فیتوهورمون ها به شمار می آید و در میان ترکیبات فنولیک مشتقات بنزوئیک و سینامیک اسیدها دارای اثراتی بر روی متابولیسم و بیوسنتز و همچنین فعالیت های اکسایشی فعالیت های زیستی مانند رشد و نمو، فتوسنتز، تنفس، جذب و انتقال یون ها، تغییر فعالیت برخی زیمایه های مهم و ساختار کلروپلاست می باشد (12، 13، 19). سالیسیلیک اسید زمانی که گیاه تحت تنش قرار می گیرد به‌عنوان بهبود دهنده اثراث منفی تنش را کاهش داده و گیاه را برای مقابله با تنش آماده می کند. مطالعه مشابهی روی درمنه کوهی توسط رضایتمندی و همکاران انجام شده است. در این تحقیق تأثیر تنش شوری و سالیسیلیک اسید بر فرایندهای فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی مرزه خوزستانی بررسی شده است.

مواد و روشها

نشاهای مرزه خوزستانی از شرکت داروسازی خرمان واقع در شهرستان خرم آباد تهیه شدند. تمام نمونه‌های مورد آزمایش از کلون A78 این گیاه بودند. نشاها در گلدان هایی با قطر 18 سانتیمتر و ارتفاع 28 سانتی متر  و بستر کشت  پرلیت  کشت شدند و به‌منظور به دست آوردن مقدار زی توده مناسب به مدت دو ماه، یک روز در میان با محلول غذایی هوگلند یک چهارم غلظت تیمار شدند. شرایط رشد گیاهان شامل روشنایی طول روز، شدت خورشید که به وسیله سایه بان در اطراف گلخانه تعدیل شد، دمای شب/روز 22/23 درجه سانتی گراد و 40-45% رطوبت بود. سپس گیاهان به مدت یک ماه، یک روز در میان تحت تنش شوری NaCl  با غلظت های 0، 50، 100، 150 و 200 میلی مولار قرار گرفتند. مقدار 150 میلی لیتر محلول هوگلند و (NaCl) به هر گلدان داده شد. همچنین تیمار SA با سه غلظت 0، 5/0 و 0/1 میلی مولار در دو هفته آخر تنش شوری به تعداد دو بار و با فاصله زمانی ده روز اعمال شد و چهار روز پس از آخرین تیمار گیاهان برای بررسی برداشت شدند. وزن تر اندام های هوایی اندازه گیری شد و به‌منظور انجام آنالیزها، نمونه ها در فریزر 70− درجه سانتی گراد نگهداری گردیدند.

استخراج پروتئین: 5/0 گرم ماده گیاهی در 4 میلی لیتر بافر (Tris-HCl) با 8/6=pH ساییده و بعد سانتریفیوژ شد. پس از جدا کردن روشناور،  حجم آن اندازه گیری شد.

سنجش میزان پروتئین: به‌منظور تعیین محتوای پروتئین از روش برادفورد استفاده گردید (12). بدین منظور عصاره پروتئینی استخراج و از هر محلول روشناور  سه تکرار تهیه شد، بدین صورت که در هر لوله مقدار 1/0  سی سی عصاره ریخته و بدان 5  میلی لیتر محلول برادفورد اضافه شد. سپس لوله ها به مدت 10 ثانیه  ورتکس و پس از گذشت 20 تا 25 دقیقه جذب آنها در nm 595 خوانده شد. برای تهیه منحنی استاندارد از آلبومین سرم گاوی استفاده شد.

اندازه‌گیری میزان پراکسیداسیون لیپیدی: پراکسیداسیون لیپیدی با اندازه گیری محتوای MDA  تعیین می­شود (13). 2/0 گرم از ماده گیاهی در 5 میلی لیتر از تری کلرو استیک اسید (TCA) 1/0 درصد وزنی- حجمی ساییده شده و بعد در 10000 دور در دقیقه به مدت 20 دقیقه سانتریفیوژ شد­. به 1 میلی لیتر از روشناور، 4 میلی لیتر از تیوباربیوتیک اسید (TBA)  5 درصد در TCA 20 درصد اضافه گردید. مخلوط واکنش در 95 درجه سانتیگراد به مدت 30 دقیقه حرارت داده شد. پس از سانتریفیوژ در 10000 دور در دقیقه به مدت 15 دقیقه، جذب روشناور در 532 و 600 نانومتر توسط دستگاه اسپکتروفتومتر Shimadzu مدل UV-160 و مد Photometric خوانده شد. برای محاسبه غلظت MDA از ضریب خاموشی برابر 1mM-cm-1­155 استفاده شد و در نهایت مقدار مالون دی آلدهید که محصول پراکسیداسیون لیپیدها است براساس میکرومول در گرم وزن تر محاسبه گردید.

سنجش فعالیت سوپراکسید دیسموتاز: فعالیت این زیمایه با قابلیت آن در بازدارندگی واکنش احیایی فتوشیمیایی نیتروبلوتترازولیوم NBT)) تعیین گردید. محلول واکنش بر اساس سنجش فعالیت زیمایه شامل بافر فسفات mM 50 با 5/7pH= ، متیونین mM13، Na-EDTA mM 1/0 ، نیتروبلو تترازولیوم (NBT)μM75، ریبوفلاوین μM75 و مقدار 100 میکرولیتر از عصاره می‌باشد. این روش بر اساس تبدیل NBT به فورمازان در حضور نور و تشکیل رنگ است. در صورتی که سوپراکسید دیسموتاز در محیط وجود داشته باشد، از انجام واکنش مذکور ممانعت کرده و تشکیل و ظهور رنگ را کاهش می‌دهد. پس از 16 دقیقه جذب آنها توسط دستگاه اسپکتروفتومتر Shimadzu مدل UV-160 در مد Photometric و طول موج 560 نانومتر خوانده شد (14).

سنجش هیدروژن پراکسید: براساس روش Velikova و همکاران (2000)، 1 گرم بافت تر در حمام یخ با 5 میلی لیتر TCA 1/0% (w/v) هموژنیزه شد و بعد بر حسب گرم در  rpm 12000 به مدت 15 دقیقه سانتریفوژ شد. 5/0 میلی لیتر از محلول روشناور به 5/0 میلی لیتر بافر پتاسیم فسفات  mM10  با 7=pH و 1 میلی لیتر پتاسیم یدید اضافه شد و بعد جذب آن در 390 نانومتر خوانده شد. منحنی استانداردی با استفاده از پراکسید هیدروژن رسم شد. در نهایت محتوای پراکسید هیدروژن نمونه ها با ضریب خاموشی mM-1cm-1  28/0 براساس میکرومول پراکسید هیدروژن به ازای گرم وزن تر محاسبه ­گردید.

سنجش فعالیت پراکسیداز: سنجش فعالیت سینتیکی پراکسیداز طبق روش Abeles, (1991)Biles  انجام شد. بدین منظور 4 میلی لیتر بافر استات (8/4=pH، M2/0) ، 400 میکرولیتر آب اکسیژنه و 200 میکرولیتر بنزیدین در یک لوله آزمایش با هم مخلوط شده و بعد 10 میکرولیتر عصاره زیمایه‌ای به آن اضافه شد. تغییرات جذب به وسیله دستگاه اسپکتروفوتومتر مدل Shimadzu، مد  kineticو طول موج 530 نانومتر خوانده شد. فعالیت پراکسیداز بر حسب واحد زیمایه ای در میلی گرم پروتئین محاسبه گردید.

سنجش فعالیت زیمایه پلی فنول اکسیداز: به‌منظور سنجش فعالیت سینتیکی زیمایه پلی فنل اکسیداز از روش Raymond و همکاران (1993) استفاده شد. در این روش 5/2 میلی لیتر بافر فسفات M2/0 (8/6=pH)، 0/2 میلی لیتر پیروگالول (M2/0) و 100 میکرولیتر عصاره زیمایه ای را در یک لوله آزمایش که در دمای 40 درجه سانتی گراد قرار داشت، مخلوط کرده و بلافاصله تغییرات جذب به وسیله دستگاه اسپکتروفتومتر Shimadzu مدل UV-160 در مد Kinetic و طول موج 430 نانومتر رسم گردید (Raymond و همکاران، 1993). در نهایت میزان فعالیت زیمایه بر حسب واحد زیمایه ای در میلی گرم پروتئین ((Unit mg-1 protein محاسبه گردید. برای زیمایه پراکسیداز و پلی فنل اکسیداز واحد زیمایه ای بیانگر مقدار زیمایه ای است که بتواند گهرمایه را به محصول تبدیل نماید.

بررسی‌های آماری: داده های حاصل از بررسی ها بوسیله نرم افزار آماری SPSS (نسخه20) مورد تحلیل قرار گرفت. مقایسه میانگین داده ها در سطح خطای 5% (5%>p) با آزمون دانکنDuncans Multiple) Range Test  ) انجام شد. همچنین برای یافتن ضریب همبستگی بین تیمارهای شوری و سالیسیلیک اسید با پارامترهای مذکور، داده ها پس از ثبت و مرتب سازی به روش های اسپیرمن، کندال و پیرسون آنالیز شدند که بهترین نتایج از روش پیرسون حاصل شد.

نتایج

پارامترهای فیزیولوژیکی: با افزایش غلظت NaCl، وزن تر گیاه کاهش پیدا کرد و در غلظت 200 میلی مولار به کمترین میزان خود رسید که همبستگی منفی و معنی داری بین این دو نشان داد (جدول 1)، همچنین سالیسیلیک اسید تغییر معنی داری در مقدار وزن تر گیاه ایجاد نکرد (شکل 1.A) (جدول 2).

پارامترهای بیوشیمیایی: پراکسیداسیون لیپید: براساس مقدار مالون دی آلدهید اندازه گیری شد که میزان پراکسیداسیون لیپیدی با غلظت های مختلف NaCl همبستگی منفی و معنی داری نشان داد ولی  تحت تأثیر SA تغییر چندانی نکرد (شکل 1.B) (جدول 1 و 2).

محتوای پروتئین: محتوای پروتئین با بالا رفتن سطح شوری و حتی با اعمال تیمار SA تغییر معنی داری نشان نداد ( شکل 2. A) (جدول 1 و 2).

محتوای پرولین: تحت تیمار شوری مقدار پرولین همبستگی مثبت و معنی داری نشان داد اما غلظت های مختلف SA باعث تغییر معنی داری در آن نشد (شکل 1. C) (جدول 1 و 2).

میزان پراکسید هیدروژن H2O2: مقدار آن با میزان شوری و تحت تیمار SA همبستگی مثبت و معنی داری نشان داد ( شکلD.1) (جدول 1 و 2).

فعالیت زیمایه‌های پاداکساینده: فعالیت زیمایه پلی فنول اکسیداز ( PPO ) با افزایش شوری تا غلظت   mM100 نمک افزایش و بعد کاهش یافت و SA نیز آن را کاهش داد (شکل 2. C). اما در کل همبستگی معنی داری نشان ندادند (جدول 1). فعالیت زیمایه پراکسیداز (POX) با افزایش غلظت نمک کاهش یافت که بیانگر همبستگی منفی و معنی دار بین این دو است (جدول1) و تیمار SA این کاهش را تا حدودی افزایش داد ( شکل. D 2). فعالیت زیمایه سوپراکسید دیسموتاز (SOD) با افزایش شوری تغییر چندانی نداشت اما تحت تیمار SA با غلظت mM5/0 کاهش و با غلظت mM0/1 افزایش یافت (شکل . C2) (جدول 2) که در کل حاکی از همبستگی غیر معنی دار است (جدول 1).

بحث 

شوری خاک، یک تنش غیر زیستی و متداول برای گیاهان است. مهار رشد یک پاسخ رایج به شوری بوده و یکی از مهمترین شاخص های کشاورزی در تحمل شوری است (25). گونه های فعال اکسیَژن عامل اصلی پراکسیداسیون لیپیدی هستند (29).

رادیکالهای سوپر اکسید ایجاد شده تحت تنش شوری باعث پراکسیداسیون ­لیپیدهای غشاء (26) و افزایش میزان MDA و در نتیجه­ ­آسیب­ غشاء سلولی در طی ­تنش ­شوری ­می­شود (15). پراکسیداسیون لیپیدها که باعث آسیب رساندن به عملکرد غشاء می شود، می توان آن را انداره گیری کرد (27). شواهد نشان می دهد که  مالون دی آلدهید محصول تجزیه اسیدهای چرب غیر اشباع است که به‌عنوان یک نشانگر زیستی برای اندازه گیری  پراکسیداسیون لیپیدها مورد استفاده قرار می گیرد (24). پراکسیداسیون لیپیدی از طریق اندازه گیری محتوای مالون دی آلدهید در بخش های هوایی سنجیده شد. نتایج جدول 1 نشان داد همبستگی منفی و معنی داری میان مقدار پراکسیداسیون لیپیدی و تنش شوری دیده شد. اما تحت تیمار SA همبستگی معنی داری یافت نشد (22)( شکل 2. A). این نتیجه می تواند بیانگر این باشد که گونه های فعال سوپراکسید تأثیری بر پراکسیداسیون لیپیدی نداشته است. همچنین افزایش فعالیت زیمایه سوپراکسید دیسموتاز تا سطح شوری mM 100 دلیلی بر کاهش غلظت گونه های فعال اکسیژن می باشد.  

 

 

جدول 1- تعیین ضریب همبستگی با روش 2-tailed  

ضریب همبستگی 

Parameters

Salt

SA

PPO activity

POX  activity

SOD  activity

H2O2 content

Proline  content

MDA content

Protein  content

FW

Salt

Pearson Correlation

1

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Sig. (2-tailed)

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

SA

Pearson Correlation

.000

1

 

 

 

 

 

 

 

 

Sig. (2-tailed)

1.000

 

 

 

 

 

 

 

 

 

PPO  activity

Pearson Correlation

-.046

-.193

1

 

 

 

 

 

 

 

Sig. (2-tailed)

.764

.204

 

 

 

 

 

 

 

 

POX activity

Pearson Correlation

-.298*

-.074

-.307*

1

 

 

 

 

 

 

Sig. (2-tailed)

.047

.629

.040

 

 

 

 

 

 

 

SOD  activity

Pearson Correlation

.010

-.010

.791**

-.034

1

 

 

 

 

 

Sig. (2-tailed)

.948

.947

.000

.822

 

 

 

 

 

 

H2O2  content

Pearson Correlation

-.414**

-.327*

-.271

.485**

-.216

1

 

 

 

 

Sig. (2-tailed)

.005

.028

.072

.001

.153

 

 

 

 

 

Proline  content

Pearson Correlation

.909**

.264

-.162

-.251

-.096

-.460**

1

 

 

 

Sig. (2-tailed)

.000

.080

.289

.097

.532

.001

 

 

 

 

MDA  content

Pearson Correlation

-.442**

.101

-.257

-.180

-.480**

.108

-.369*

1

 

 

Sig. (2-tailed)

.002

.507

.089

.236

.001

.480

.013

 

 

 

Protein  content

Pearson Correlation

-.175

.087

-.554**

-.165

-.726**

.223

-.116

.562**

1

 

Sig. (2-tailed)

.250

.572

.000

.279

.000

.141

.449

.000

 

 

FW

Pearson Correlation

-.485**

-.256

-.060

.326*

-.042

.605**

-.585**

.047

.259

1

Sig. (2-tailed)

.001

.090

.695

.029

.784

.000

.000

.759

.086

 

 

* همبستگی در سطح 0.05 (P<0.05) معنی دار می باشد.

** همبستگی در سطح 0.01 (P<0.01) معنی دار می باشد.

- نشان دهنده همبستگی منفی و + نشان دهنده همبستگی مثبت بین پارامترهای مختلف می باشد.

 

جدول 2- تغییرات وزن تر، محتوای مالون دی آلدهید، پرولین، آب اکسیژنه، پروتئین کل و میانگین فعالیت سوپراکسیددیسموتاز، پلی فنوا اکسیداز و پراکسیداز در غلظت های مختلف شوری، SA1، SA2  و SA3  به ترتیب نمایانگر غلظت های 0، 0.5 و 1 میلی مولار سالیسیلیک اسید می باشد. 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

شکل 1- تغییرات وزن تر، محتوای مالون دی آلدهید (MDA)، محتوای پرولین و محتوای H2O2 در غلظت های مختلف NaCl.

SA1، SA2 و SA3 به ترتیب غلظت های 0، 0.5 و 1 میلی مولار سالیسیلسک اسید را نشان می دهند.

 

پرولین یک آمینو اسید قابل حل در آب بوده که دارای دو نقش اساسی در شرایط تنش است. 1: افزایش سنتز و تجمع آن به‌عنوان یک پاسخ متابولیسمی در گیاهان در شرایط تنش می باشد. 2: افزایش پرولین محلول به‌عنوان یک نشانه برای سازگاری و افزایش مقاومت گیاهان به شرایط نامساعد است. همچنین پرولین در تنظیم روابط آب درون سلولی نقش دارد. در شرایط تنش غلظت پرولین نسبت به سایر اسیدهای آمینه افزایش می یابد، پرولین به‌عنوان مخزن ذخیره ای نیتروژن و یا ماده محلولی که پتانسیل اسمزی سیتوپلاسم را کاهش می دهد عمل می نماید و گیاه را در تحمل به تنش یاری می کند (9). پرولین، پروتئین ها و غشاهای سلولی را از آسیب غلظت های زیاد یون ها محافظت می نماید. در این تحقیق محتوای پرولین با شوری افزایش یافته است (جدول 1) که با نتایج مطالعات مشابه مطابقت دارد (10 و28) و احتمالا نشان دهنده این است که با افزایش مقدار پرولین و کاهش پتانسیل اسمزی سیتوپلاسم، گیاه را در تحمل تنش یاری کرده است (شکل 1. C).

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

شکل 2- تغییرات محتوای پروتئین و فعالیت سوپر اکسید دیسموتاز (SOD)، پلی فنول اکسیداز (PPO) و پراکسیداز در غلظت های مختلف شوری.  (POX)؛ SA1، SA2 و SA3 به ترتیب نمایانگر غلظت های 0، 0.5 و 1 میلی مولار سالیسیلیک اسید می باشد.

 

 

اشرف و علی (7) مشاهده نمودند که تنش شوری سبب افزایش فعالیت پراکسیداز در برگ کلزا و کاهش اثرات مخرب تنش شوری شد. ملونی و همکاران (20) با مطالعه پنبه در شرایط تنش شوری مشاهده نمودند که افزایش فعالیت پراکسیداز تحت تأثیر تنش شوری منجر به کاهش تخریب غشاهای سلولی و آسیب‌دیدگی گیاه پنبه شد.

در شرایط تنش شوری یکی از ترکیبات سمی تولید شده ناشی از رادیکال های آزاد اکسیژن، پراکسید هیدروژن است (25). با توجه به نتایج این بررسی، تحت تنش شوری و تیمار SA، مقدار آن کاهش یافت (26) ( شکل 1. D) که طبق نتایج جدول 1 همبستگی منفی و معنی داری را نشان داد.

آنیون های سوپر اکسید به وسیله تنش شوری در سلول تولید می شود، زیرا مهمترین تأثیر تنش شوری اخلال در وضعیت آب سلولی است که در نتیجة آن رشد کاهش می یابد. همچنین افزایش تنفس در این شرایط سبب تولید این یون های مخرب در میتوکندری سلول می شود. در چنین شرایطی فعالیت سوپر اکسید دیسموتاز به‌عنوان یک زیمایه از بین برنده یون سوپر اکسید، مشابه نتایج به دست آمده، افزایش می یابد. با افزایش فعالیت این زیمایه سمیت زدایی یون سوپراکسید افزایش و آسیب های حاصل از آن در گیاه کاهش می یابد، چون کاربرد خارجی سالیسیلیک اسید مقاومت به تنش شوری و خشکی را در گیاهان افزایش می دهد (30). در این مطالعه فعالیت زیمایه های سوپراکسید دیسموتاز و پراکسیداز و مقدار پراکسید هیدروژن تا سطح شوری mM100 افزایش (به جز شاهد) و بعد کاهش یافته است (شکل 2. B و D). با توجه به مقدار کم پراکسید هیدروژن و فعالیت پایین زیمایه پراکسیداز، مقدار رادیکال های آزاد تبدیل شده به پراکسید هیدروژن توسط زیمایه سوپراکسید دیسموتاز کم بوده، کما اینکه فعالیت آن تغییر چندانی نداشته است. تیمار سالیسیلیک اسید بر فعالیت این دو زیمایه أثر معنی داری نشان نداد اما همبستگی منفی و معنی داری با مقدار پراکسید هیدروژن داشت (جدول 1). بنابراین چنین به نظر می رسد که هر دو غلظت 5/0 و mM100 سالیسیلیک اسید از طریق تأثیر در سیستم آنپاداکسایندگی سبب کاهش اثر سمی و مخرب تنش شوری شده است. دانشمندان معتقدند که پراکسیداز در فریندهای متابولیکی مانند کاتابولیسم هورمون، دفاع در برابر عوامل بیماری‌زا، اکسیداسیون فنل، ایجاد پیوند با پروتئین های ساختاری سلول و پلی ساکاریدهای دیواره سلولی نقش دارد (11).

قهوه ای شدن بافت های گیاهی اغلب به دنبال صدمه دیدن آنها ایجاد می گردد و عموماً نتیجه آن نیز از بین رفتن نمونه مورد کشت می باشد. به طورکلی قهوه ای شدن در گیاهان به وسیله پلی فنل اکسیداز (PPO) انجام می شود (17) که در پلاست های سلول های گیاهی قرار دارد. پیش ماده فنولی این زیمایه در واکوئل های سلول های گیاهی ذخیره می شود و بدین وسیله حضور جداگانه این مواد در واکوئل ها از واکنش قهوه ای شدن جلوگیری می نمایند. در صورت آسیب دیدن سلول های گیاهی، این زیمایه و پیش ماده آن با هم مخلوط می‌شوند و قهو ه ای شدن در بافت رخ می دهد. اگر میزان این زیمایه کاهش یابد، از میزان قهوه ای شدن بافت های گیاهی نیز کاسته می شود. در اینجا فعالیت این زیمایه تا سطح شوری mM100 افزایش (23) و بعد کاهش یافت، که با هر دو تیمار سالیسیلیک اسید کاهش یافته است (شکل 2. C). این نتیجه می تواند بیانگر این باشد که رادیکال های آزاد توسط این زیمایه به سمت اکسیداسیون ترکیبات فنلی در جهت سنتز لیگنین و مقاوم سازی دیواره سلولی به کار رفته باشد (12).

1-       زرگری، ع. 1368. گیاهان داروئی جلد دوم. انتشارات دانشگاه تهران.

2-       میر حیدر، ح. 1373. معارف گیاهی و کاربرد گیاهان در پیشگیری و درمان بیماری ها. دفتر نشر فرهنگ اسلامی.

3-       زرگری، ع. 1368. گیاهان داروئی جلد سوم. انتشارات دانشگاه تهران.

4-       مجاب، ف .، جاوید نیا، ک .، رزقی، ا. و یار محمدی، م .، 1381. بررسی ترکیبات شیمیائی اسانس گیاه به. 41-45 . فصلنامه گیاهان داروئی

 

5-       Abeles. F.B., Biles. C.L. 1991. Characterization of peroxidase in lignifying peach fruit endocarp. Plant Physiology. 95: 269-273.

6-       Ariano, S., Bartolomeo, D., Cristos X. and Andras, M. 2005. Antioxidant defenses in Olive trees during drought stress: changes in activity of some antioxidant enzymes. Functional Plant Biology. 32: 45-53.

7-       Ashraf, M., and Q. Ali. 2008. Relative membrane permeability and activities of some antioxidant enzymes as the key determinants of salt tolerance in canola (Brassica napus L.). Environmental and Experimental Botany. 63: 266– 273.

8-       Benedetti, C.E. and P. Arruda. 2002. Altering the expression of the chlorophyllase gene ATHCOR1 in transgenic Arabidopsis caused changes in the chlorophyll-to-chlorophyllide ratio. Plant Physiol. 128: 1255–1263.

9-       Bian, Y. M., S.Y. Chen, S. K Liu and MY. Xie. 1988. Effects of HF on praline of some plants. Plant Physiol. Commun. 6: 19-21.

10-   Celic, O., Atak. C. 2012. The effect of salt stress on antioxidative enzymes and proline content of two Turkish tobacco varieties. Turk J. Biol. 36: 339-356; 2012.

11-   Christensen J.H., Bauw G., Welinder K.G., Montagu M.V., and Boerjan W. 1998. Purification and characterization of peroxides correlated with signification in poplar xylem. Plant Physiology. 118: 125-135.

12-   Flott, BE., Mberschbacher, BM., Resener, H. 1989. Peroxidase isoenzyme patterns of resistant and susceptible wheat leaves following stemrust infection. New Phytologist 111: 413-421

13-   Glass, A. D. M. 1973a. Influence of phenolic acids on ion uptake I. inhibition of phosphate uptake. Plant Physiology. 51, 1037-1041.

14-   Glass, A. D. M. 1973b. Influence of phenolic acids on ion uptake II. Depolarization of membrane potentials. Plant Physiology. 54, 855-858

15-   Gunes, A, Inal, A, Alpaslan, M, Eraslan, F, Bagci, EG, Cicek, N, 2007, Salicylic acid induced changes on some physiological parameters symptomatic for oxidative stress and mineral nutrition in maize (Zea mays L.) grown under salinity, J Plant Physiol 164:728-736.

16-   Hadian J., Mirjalili M.H., Kanani M.R., Salehnia A., Ganjipoor P., 2011. Phytochemical and morphological characterization of Satureja khuzistanica Jamzad populations from Iran. Chemist. And Biodiver. 8, 902–915 19,308–310

17-    Jagtap, V. and S. Bhargava. 1995. Variation in the antioxidant metabolism of drought tolerant and drought susceptible varieties of Sorghum bicolor (L.) Moench. exposed to high light, low water and high temperature stress. J. Plant Physiol. 145: 195-197.

18-   Jamzad, Z. 1994: A new species of the genus Satureja (Labiatae) from Iran.- Iran. Journ. Bot. 6 (2): 215-218.

19-   Marks, T., and Simpson, S. 1990. Reduced phenolic oxidation at culture initiation in vitro following the exposure of field-grown stockplants to darkness or low levels of irradiance. J. Hortic. Sci. 65: 103-111.

20-   Mateo, A., Funck, D., Mühlenbock, P., Kular, B., Mullineaux, P. M. and Karpinski, S. 2006. Controlled levels of salicylic acid are required for optimal photosynthesis and redox homeostasis. Journal of Experimental Botany. 57, 1795-1807.

21-   Meloni, D. A., M. A. Oliva, C. A. Martinez and J. Cambraia. 2003. Photosynthesis and activity of superoxide dismutase, peroxidase and glutathione reductase in cotton under salt stress. Brazilian Journal of Plant Physiology. 15 (2): 12-21.

22-   Hassanuzzaman, M., Alamm, M., Nahar, K. 2014. Exogenous salisilic acid alleviates salt stress-induced oxidative damage in Brassica napus by enhancing the antioxidant defense and glyoxalase systems. AJCS 8(4): 631-639.

23-   Merati, M.J., Niknam, V., Hassanpour, H., Mirmasoumi, M. 2015. Comprative effects of salt stress on groth and and antioxidative responses in different organs of pennyroyal(menthe pulegium L.). Iranian Journal of Biology. 28: 1097-1107.

24-   Mittler, R. 2002. Oxidative stress, antioxidants and stress tolerance. Trends Plant Science. 7:405–410.

25-   Nazar, R., Iqbal, N., Syeed,S. A., Khan, N. 2010. Salicylic acid alleviates decreases in photosynthesis under salt stress by enhancing nitrogen and sulfur assimilation and antioxidant metabolism differentially in two mungbean cultivar, Plant Physiology. 168 (2011) 807–815.

26-   Noctor, G. and CH. Foyer. 1998. Ascorbate and glutathione: Keeping active oxygen under control. Annu. Rev of Plant Physiol and Plant Mol. Biol. 49: 249-279.

27-   Parida A.K., Das A.B. 2005. Salt tolerance and salinity effect on plants: a review. Ecotoxicol. Environ. Saf., 60: 324–349

28-   Rahimi-Tashi, T., Niknam, V. 2015. Evalution of salicylic acid pretreatment and salinity stress on some physiological and biochemical parameters in Triticum aestivum. Iranian Journal of Biology.28: 297-306.

29-   Raymond, J., Pakariyathan, N., Azanza, J.L. 1993. Purification and some properties of polyphenol oxidase from sunflowers seeds. Phytochemistry. 34: 927-931.

30-     Sairam, R. K., Deshmukh, P. S. and Saxena, D. C. 1998.  Role of antioxidant systems in wheat genotypes tolerance to water stress. Biological Plantarum. 41: 384-394.

31-   Sairam, R. K., Rao, K. V. and Srivastava, G. C.  2002. fferential response of wheat genotypes to long term salinity stress in relation to oxidative stress, antioxidant activity and osmolyte concentration. Plant Science. 163: 1037-1046.

32-   Tari, I, Csiszár J, Szalai G, Horváth F, Pécsváradi A, Kiss G, Szepesi Á, Szabó M, Erdei L  2002. Acclimation of tomato plants to salinity stress after a salicylic acid pre-treatment. Acta Biol Szeged. 46(3-4):55-56.

33-   Upadhyaya, H. and S.K Panda. 2004. Responses of Camellia sinensis to drought and rehydration. Biologiae Plantarum. 48: 597-600.

34-   Velikova V, Yordanov I, Edreva A .2000. Oxidative stress and some antioxidant systems in acid rain-treated bean plants. Plant Sci., 151: 59-66.