Journal of Plant Research (Iranian Journal of Biology)

Investigation of callus and organogenesis of indirect plant (Capsicum annuum L.) under tissue culture condition

Document Type : Research Paper

Authors

2732

Abstract

The study was carried out to determinate the best combination of plant growth regulators during indirect explants regeneration on callogenesis of Capsicum annuum. Effects of different concentrations and combination of auxins (NAA, IBA and 2, 4- D) and cytokinins (BAP and Kin) in MS medium were evaluated on indirect regeneration of cotyledonary, hypocotyle, root and shoot tip explants. Regeneration of cotyledon derived calli and elongation of regenerated shoots showed the best results in MS medium supplemented with 3 mg.l-1 BAP and 1 mg.l-1 IBA. Also elongated shoots were mostly rooted on the same MS medium containing activated charcoal. After acclimatization, 90-95% of the rooted plantlets were transferred to the greenhouse condition and grew normally.

The study was carried out to determinate the best combination of plant growth regulators during indirect explants regeneration on callogenesis of Capsicum annuum. Effects of different concentrations and combination of auxins (NAA, IBA and 2, 4- D) and cytokinins (BAP and Kin) in MS medium were evaluated on indirect regeneration of cotyledonary, hypocotyle, root and shoot tip explants. Regeneration of cotyledon

Keywords

بررسی کالوس زائی و اندام زائی غیرمستقیم گیاه فلفل­دلمه­ای (Capsicum annuum L.) در شرایط کشت درون شیشه ای

محمود اطرشی* و کوثر مرادی

اصـفهان، مدیریت بیوتکنولوژی کشاورزی منطقه مرکزی کشور (ABRII)، بخش کشت بافت گیاهی

تاریخ دریافت: 8/9/91                 تاریخ پذیرش: 19/10/92

چکیده

این پژوهش با هدف تعیین بهترین ترکیب تنظیم کننده­های رشد گیاهی درطول کالوس­زائی ریزنمونه­ها در باززایی غیرمستقیم فلفل­دلمه­ای انجام می­شود. اثر غلظت­های متفاوت و ترکیب اکسین­های NAA، IBA و2,4- D و سیتوکینین­­های ­ BAPو ­ Kin در محیط کشت MS برروی باززائی غیرمستقیم ریزنمونه­های کوتیلدون، هیپوکتیل، ریشه و نوک ساقه مورد بررسی قرار گرفت. بهترین نتیجه در محیط کشت MS حاوی 3 میلی گرم در لیتر BAP و 1 میلی گرم در لیتر IBA از کالوس تولید شده، از ریزنمونه کوتیلدون و رشد طولی شاخساره­ها نشان داده شد. همچنین شاخساره های طویل شده در همان محیط کشت پایه MS حاوی زغال فعال بیشترین ریشه زائی را نشان دادند. بعد ازمرحله مقاوم سازی، 95-90 درصد از گیاهچه ها ریشه دار شده به گلخانه منتقل شده و رشد مناسبی نشان دادند.

واژه های کلیدی: باززائی غیرمستقیم، تولید کالوس، فلفل­دلمه­ای (Capsicum annuum L)، ریزنمونه، تنظیم کننده های رشد

* نویسنده مسئول، تلفن: 2235858-0331 ، پست‌الکترونیکی:  otroshy@yahoo.com

مقدمه

 

فلفل­دلمه­ای با نام علمی ( (Capsicum annum L.گیاهی یکساله متعلق به خانواده Solonaceae می باشد که زیستگاه اصلی آن کشور مکزیک و آمریکای جنوبی است. این گیاه دارای خواص دارویی بسیار ارزشمند بوده و در درمان بسیاری از بیماری­ها از جمله بیماری­های قلبی، فشار خون بالا، چاقی، دیابت و افزایش اشتها کاربرد دارد (15،5.( چندین مطالعه بر روی خواص داروئی این گیاه انجام شده که نتایج مطالعات بر روی خواص دارویی این گیاه حاکی از ان است که فلفل دلمه­ای دارای خواص ضدسرطان می باشد (1).

تکثیر و ازدیاد فلفل در ایران از طریق کاشت بذور وارداتی از دیگرکشورها صورت می گیرد که این بذرها، با قیمت بالا وارد شده و ضمن تحمیل هزینه بر اقتصاد، کشور را با مشکلات و محدودیت های وارداتی نیز مواجه می­کند و دارای معایبی همچون درصد جوانه زنی پایین، هدر رفتن مقدار زیادی بذر همچنین وجود خواب در بذرها، هستند که باعث شده باززائی این گیاه دچار مشکل شود (2). اندام زایی غیر مستقیم به عنوان یک منبع جایگزین تنوع ژنتیکی به منظور بهبود سوماکلون­ها با صفات زراعی و صنعتی جالب، از اهمیت خاصی برخوردار است. اندام زایی غیر مستقیم در فلفل دلمه­ای به ندرت گزارش شده است (15). تشکیل کالوس هنگامی صورت می گیرد که ریزنمونه­ها­ی مختلف شامل: کوتیلدون، هیپوکوتیل، نوک ساقه در محیط کشت و در معرض طیف گسترده ای از تنظیم کننده­های رشد گیاهی قرار می گیرند(18،16،13،7). کالوس­های به وجود آمده از کوتیلدون که معمولا دارای جوانه های کوچک رشد نیافته هستند، در پاسخ به سطوح بالای اکسین به تنهایی یا در ترکیب با سیتوکنین تولید می شوند(13). مطالعات دیگر نشان دادند، تشکیل کالوس از کوتیلدون در فلفل به رقم بستگی دارد (14،6). هدف از اجرای این پروژه، دستیابی به شیوه ای نوین جهت تکثیر گیاه فلفل دلمه­ای با استفاده از تکنیک­های کشت بافت می باشد به طوری که مشکلات تولید و تکثیر این گیاه به شیوه مرسوم را حل نموده و ضمن تولید انبوه آن با هزینه­ای پایین، از خروج ارز از کشور نیز جلوگیری گردد. در این تکنیک با بررسی اثر هورمون های مختلف در باززایی گیاه فلفل دلمه­ای، بهترین ترکیب هورمونی برای باززائی غیرمستقیم مشخص شده و با بهینه سازی تولید کالوس از ریزنمونه­های فلفل دلمه­ای، می توان از آن در جهت برنامه­هایی مانند انتقال ژن و کشت پروتوپلاست استفاده کرد. لذا استفاده ازتکنیک­­های مختلف کشت بافت در جهت تکثیر فلفل می­تواند گامی مهم در جهت تولید گیاهانی با کیفیت بالا و عاری ازعوامل بیماریزا باشد.

مواد و روشها 

منبع ریزنمونه و ضدعفونی: در این تحقیق بذرهای فلفل دلمه­ای که بصورت اکوتیپ هلندی تجاری در بازار موجود می باشند جهت کشت در آزمایشگاه کشت بافت پژوهشکده بیوتکنولوژی منطقه مرکزی کشور استفاده شدند. در ابتدا به منظور ضدعفونی نمودن سطحی، بذرها به مدت 60 ثانیه در الکل 70درصد غوطه­ور گردیده و پس از سه بار شستشو با آب مقطر، به مدت 15 دقیقه در هیپوکلریت سدیم 20 درصد به همراه یک قطره تویین 20  قرار گرفتند. سپس بذرها سه بار با آب مقطر استریل شستشو داده شدند. برای جوانه­زنی، بذرها در یک پتری دیش حاوی30 میلی­لیتر محیط پایه MS (17) استریل کشت داده شده ودر اتاق رشد تحت فتوپریود 16 ساعت نور­­ و 8 ساعت تاریکی با شدت نور 2500 لوکس و دمای c°24 به مدت 15 روز نگهداری شدند.

القای کالوس: ریز­نمونه­های کوتیلدون، هیپوکتیل، ریشه و نوک ساقه حاصل از رشد گیاهچه 15 روزه در شرایط استریل هر کدام به سه قسمت مساوی تقسیم شده )به طول نیم سانتیمتر( و به صورت افقی در ظروف کشت حاوی محیط پایه MS به همراه تنظیم­کننده­های رشد گیاهی شامل اکسین های (NAA) و (2,4-D) با غلظت های (0، 1، 2 و3 میلی گرم در لیتر) به تنهائی و سیتوکینین­های (BAP) ­ (0، 1، 2 ،3 و 4 میلی گرم در لیتر) ،  ­ kinetin (0، 1، 2 ،3 و 4 میلی گرم در لیتر) به همراه اکسین های  NAA(0، 5/0 و 1 میلی گرم در لیتر) و (IBA) (0، 5/0 و 1 میلی گرم در لیتر) و حاوی 3 درصد ساکارز و 8/5 گرم در لیتر آگار ، جهت تولید کالوس کشت شدند. در هر تیمار هورمونی سه تکرار و در هر تکرار پنج ریزنمونه کشت شد. عمل سترون­سازی محیط­های کشت در اتوکلاو با فشار 1 اتمسفر و دمایC °121 برای مدت 20 دقیقه انجام گردید. ریزنمونه­های کشت شده در اتاق رشد تحت فتوپریود 16 ساعت نور­­ و 8 ساعت تاریکی با شدت نور 2500 لوکس و دمای c°24  به مدت چهار هفته نگهداری شدند. میزان کالوس دهی هر ریزنمونه پس از چهار هفته مورد تجزیه و تحلیل قرار گرفت.

باززائی:  کالوس­های تولید شده جهت باززائی به محیط باززائی شامل محیط پایه MS به همراه تنظیم­کننده­های رشد گیاهی شامل سیتوکینین­های KIN و BAPبا غلظت های (0، 1، 2 ،3 و 4 میلی گرم در لیتر) و اکسین های­ IBA و NAA با سه غلظت (0، 5/0 و 1 میلی گرم در لیتر) و حاوی 3 درصد ساکارز و 8/5 گرم در لیتر آگار منتقل شدند. پس از 20 روز جوانه­های باززائی شده به محیط رشد طولی شامل محیط کشت MS به همراه تنظیم­کننده­ های رشد گیاهی1 میلی گرم در لیتر BAP و5/0 میلی گرم بر لیتر ­ IBA  به همراه 3 درصد ساکارز، 6 گرم در لیتر آگار و 4/0 درصد زغال فعال منتقل شدند. گیاهچه­های باززائی شده در همان محیط رشد طولی، ریشه زائی شدند.

سازگار سازی و انتقال به گلخانه: قبل از انتقال و کشت گیاهچه­های حاصل در شرایط  درون شیشه به گلخانه، انجام عمل مقاوم سازی ضروری است. به این منظور ریشه گیاهچه­ها پس از خروج از ارلن­ با آب شستشو داده شدند تا محیط جامد اطراف ریشه به طور کامل حذف گردد. سپس این گیاهچه­ها در گلدان­های حاوی ترکیب پیت­ماس و پرلایت با نسبت  1به 3 کشت گردیده و در اتاق رشد فیتوترون تحت شرایط رطوبت نسبی 75 درصد، دمای C ° 25 و شرایط نوری 3000  لوکس برای مدت 20 روز نگهداری شدند. برای حفظ رطوبت روی گلدان­ها با یک لیوان پلاستیکی شفاف به مدت یک هفته پوشانده شدند. در طول این دوره 20 روزه گیاهان با محلول مغذی یا کود کامل که شامل تمام عناصر غذائی باشد (با غلظت 2 در هزار) آبیاری شدند . پس از دوره 20 روزه مقاوم­سازی گیاهان 10 تا 15 برگی به گلخانه انتقال داده شدند. گیاهچه­های مقاوم سازی شده در گلخانه و با فواصل بین گیاهچه­­ای 50 سانتی­متر کشت شدند. دمای بستر گلخانه بین 18 تا 20 درجه و دمای فضای گلخانه در شب 19 درجه و در روز 21 درجه سانتی­گراد و  بهینه میزان رطوبت نسبی در این شرایط 55 تا 60 درصد بود.

تجزیه و تحلیل داده ها: داده های بدست آمده از این آزمایش با استفاده از نرم افزار کامپیوتری SAS در قالب چند آزمایش فاکتوریل مجزا با طرح پایة کاملاً تصادفی و 3 تکرار به اجرا در آمد. در نهایت با استفاده از برنامه Excel  نمودارهای مربوط به آنها رسم گردید.

نتایج 

در این پژوهش اثر افزودن غلظت­های مختلف تنظیم کننده­های رشد BAP وKIN  به تنهایی یا در ترکیب با اکسین های IBA ،  2,4- Dو NAA در باززائی ریزنمونه های کوتیلدون، هیپوکتیل، ریشه و نوک ساقه مورد بررسی قرار گرفت. بیشترین درصد باززایی در محیط های حاوی غلظت بالای سیتوکنین و غلظت پایین اکسین مشاهده شد. براساس مقایسه میانگین تاثیر ریزنمونه های مورد استفاده در میزان باززایی مشخص شد که میزان باززایی ازریزنمونه ی کوتیلدون بیشتر از ریزنمونه­ی هیپوکوتیل استدر ابتدای آزمایش نشان داده شد. ریزنمونه­های فلفل دلمه­ای در محیط MS حاوی تنظیم کننده­های رشد اکسین 2,4- D و NAA تولید کالوس ترد و شکننده کردند و پس از انتقال کالوس ها به محیط MS حاوی تنظیم کننده­های رشد سیتوکنین BAP وKIN  و اکسین IBA و NAA جهت باززائی، جوانه های باززائی شده مشاهده نگردید و تعدادی از کالوس­ها تولید ریشه نابجا کردند (شکل 1).

 

 
   

 

 

 

 

 

 


شکل 1- تاثیر تنظیم کننده های رشد (a) 2,4-D و NAA (b,c) در نوع کالوس

 

همچنین تعدادی از کالوس ها افزایش حجم داشتند و پس از 25 روز قهوه ای و نکروزه شدند (شکلc1). از طرف دیگر قرار دادن ریزنمونه­ها در محیط MS به همراه هورمون های سیتوکینین BAP و KIN در ترکیب با هورمون­های اکسین IBA و NAA تولید کالوس های با بافت فشرده و سخت کردند و تنها کالوس­هایی که در محیط حاوی تنظیم کننده­های رشد BAP و IBA بودند نتیجه مثبتی در باززائی ریزنمونه­های فلفل دلمه­ای از کالوس را نشان دادند(شکل 3). اما کالوس های تولید شده در محیط حاوی تنظیم کننده­های رشد KIN  و IBA پس از تولید کالوس و واکشت مجدد هیچگونه باززائی را نشان ندادند (شکل 2).

 

 

 

 
   

 

 

 

 

 

 
   

 

 

 

 

 

 

 

 


d
 

 

 
 

شکل 2- کالوس حاصل از ریز نمونه­های کوتیلدون (a) ،  هیپوکوتیل(b)  ، نوک ساقه (c) و ریشه (d) در محیط کشت حاوی تنظیم کننده­های رشد Kin و NAA

 

 

سیتوکنینBAP ، نقش بسزائی در باززائی ریزنمونه­های کوتیلدون فلفل دلمه­ای داشت. نتیجه نشان داد که کالوس های حاصل از ریزنمونه­های کوتیلدون پس از واکشت در محیط MS به همراه هورمون سیتوکینین BAP در ترکیب با هورمون اکسین IBA حاوی درصد بالائی از جوانه های باززائی بودند (شکل 3).

در این آزمایش تاثیر نوع ریزنمونه های مختلف در باززائی غیر مستقیم اختلاف معنی داری را نشان داد (جدول 1 و2)

در حالی که هیپوکتیل، ریشه و نوک ساقه هیچگونه باززائی جوانه نداشتند و فقط تولید ریشه فرعی داشتند که پس از مدتی تبدیل به کالوس سخت و قهوه ای و نکروزه شدند. بیشترین درصد باززائی در محیط­های حاوی غلظت بالای سیتوکنین و غلظت پایین اکسین مشاهده شد.

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

شکل 3- جوانه­های باززائی شده اطراف ریزنمونه کوتیلدون در محیط کشت MS حاوی 3 میلی گرم در لیتر BAP و 1 میلی گرم در لیتر IBA

 

جدول 1- تاثیر هورمون­ها و نوع ریزنمونه در درصد کالوس­زائی، تعداد جوانه باززائی شده و تعداد ریشه در ریز­نمونه­های کوتیلدون، هیپوکتیل، ریشه و نوک ساقه فلفل­دلمه­ای

تعداد جوانه باززائی شده در هر ریزنمونه

 

درصد کالوس زائی

تعداد ریشه در هر ریز نمونه

 

غلظت

(میلی گرم در لیتر)

هورمون های رشد

c 4/0

b 04 /0

b 7 /0

0 

BAP

c 4 /0

d 01/0

b 7 /0

1 

BAP

b 6/0

d 01/0

b 7/0

2 

BAP

a 8/0

d 01/0

a 8/0

3 

BAP

c 4/0

c 02/0

c 6/0

4 

BAP

c 4 /0

b 04/0

d 4/0

0 

IBA

b 5 /0

b 04/0

d 4 /0

5/0 

IBA

b 6/0

bc03/0

d 3 /0

1 

IBA

             میانگین هایی که دارای حداقل یک حرف مشترک هستند تفاوت معنی داری در سطح احتمال 1% ندارند.

جدول 2 - تاثیر نوع ریزنمونه در درصد کالوس­زائی، تعداد جوانه باززائی شده و تعداد ریشه در ریز­نمونه­های کوتیلدون، هیپوکتیل، ریشه و نوک ساقه فلفل­دلمه­ای

تعداد جوانه باززائی شده در هر ریزنمونه

 

درصد کالوس زائی

تعداد ریشه در هر ریز نمونه

 

ریزنمونه

a 8 /0 

a 07/0

d 4 /0

کوتیلدون 

c 4 /0

c 02/0

d 4 /0

هیپوکتیل 

d 2 /0

c 02/0

a 8 /0

ریشه 

b 5 /0

c 02/0

d 5 /0

نوک ساقه 

                               میانگین هایی که دارای حداقل یک حرف مشترک هستند تفاوت معنی داری در سطح احتمال 1% ندارند.

 

در نهایت بهترین تیمار که در آن ریزنمونه­های کوتیلدون بیشترین باززائی­را نشان دادند در محیط کشت MS به همراه هورمون های 3 میلی گرم در لیتر BAP و 1 میلی گرم در لیتر IBA بود(جدول 3 و شکل 3).

 

جدول 3 - تاثیر ترکیب هورمون­های BAP و IBA درپارامترهای ­درصد کالوس­زائی، تعداد جوانه­ باززائی شده و تعداد ریشه در ریز نمونه کوتیلدون فلفل دلمه ای

تعداد ریشه در هر ریز نمونه

 

تعداد جوانه باززائی شده در هر ریزنمونه

 

درصد کالوس زائی

IBA

(میلی گرم در لیتر) 

BAP

(میلی گرم در لیتر) 

c 71/0

b 71/0

b 49/0

0 

0

c 75/0

b 71/0

ab 54/0

5/0 

0 

bc 83 /0

b 71/0

bc 32/0

1 

0 

ab 98/0

b 71/0

c 21/0

0 

1 

ab 01/0

b 71/0

c 25/0

5/0 

1 

a 06/1

b 71/0

d 01/0

1 

1 

b 84/0

b 71/0

cd 12/0

0 

2 

b 86/0

b 71/0

d 09/0

5/0 

2 

b 82/0

b 71/0

d 01/0

1 

2 

c 71/0

ab 92/0

d 09/0

0 

3 

c 71/0

ab 92/0

d 09/0

5/0 

3 

c 71/0 

a 06/1 

a 61/0 

1 

3 

c 76/0

b 71/0

c 23/0

0 

4 

c 76/0

b 71/0

cd 14/0

5/0 

4 

c 78/0

b 71/0

c 27/0

1 

4 

             میانگین هایی که دارای حداقل یک حرف مشترک هستند تفاوت معنی داری در سطح احتمال 1% ندارند.

 

 

نمودار 1- درصد باززائی ریزنمونه های مختلف فلفل دلمه­ای در محیط کشت MS حاوی تنظیم کننده های رشد  3 میلی گرم در لیتر BAP و 1 میلی گرم در لیتر IBA

 

 

در این تحقیق نشان داده شد ریزنمونه کوتیلدون مناسبترین ریزنمونه جهت باززائی فلفل دلمه­ای در بین تمام ریزنمونه ها می باشد (نمودار 1).

پس از گذشت 20 روز از کشت، جوانه­های جانبی باززائی شده به منظور افزایش رشد ساقه به محیط رشد طولی، محیط کشت همان محیط کشت پایه MS حاوی 3 میلی گرم در لیتر BAP و 1 میلی گرم در لیتر IBA و زغال فعال، منتقل شدند و جوانه ها رشد مناسبی از نظر طول ساقه، تعداد میانگره و ریشه­زائی را نشان دادند. همچنین در همین محیط رشد طولی، ریشه­زائی انجام گرفت(شکل 4).

 

 

 

 

 

 

 

(b)                                                                            (a)

شکل 4- رشد ریزنمونه کوتیلدون باززائی شده در محیط رشد طولی 15 روز (a) و 30 روز  (b) پس از کشت

 

جهت واکشت گیاهچه­ها از بهترین محیط جاوی هورمون­های 1 میلی گرم در لیتر BAP  و 5/0 میلی گرم در لیتر IBA به همراه زغال فعال) استفاده گردید. این امر باعث شد که در مدت زمان نسبتاً کوتاهی تعداد زیادی گیاهچه باززایی شده فلفل دلمه­ای تولید شود. این گیاهچه­ها پس از سازگاری­ در اتاق رشد فیتوترون برای سازگار شدن به  محیط طبیعی، به گلخانه منتقل شدند ( شکل 5) . حدود 95-90 درصد از گیاهچه­های تولید شده در شرایط کشت بافت مورد اشاره، در شرایط گلخانه نیز زنده ماندند و رشد مطلوبی از خود نشان دادند.

 

 

 

 

 

 

(b)                                                                (a)

شکل 5- گیاهچه فلفل دلمه­ای حاصل از کشت بافت، سازگار شده در فیتوترون (a) و گیاهچه فلفل دلمه­ای حاصل از کشت بافت در گلخانه (b). 


بحث

تا کنون مطالعات زیادی در زمینه باززایی غیرمستقیم فلفل­دلمه­ای با روش­های متنوع کشت بافت گزارش نشده   است (8،12،19).

در مطالعات و گزارشات، اثر نوع ارقام، هورمون­ها و ریزنمونه­های مختلف بر باززایی غیرمستقیم این گیاه مورد بررسی و مطالعه قرار گرفته است. در این تحقیق نتایج نشان داد که ریزنمونه کوتیلدون درصد بالائی از باززائی غیرمستقیم را در محیط کشت MS حاوی تنظیم کننده­های رشد  3 میلی گرم در لیتر BAP و 1 میلی گرم در لیتر IBA نشان داد،  در حالی که هیپوکتیل ریشه و نوک ساقه باززائی نداشتند و پس از مدتی تبدیل به کالوس سخت و در نهایت نکروزه شدند.

در ابتدای آزمایش استفاده از دو تنظیم کننده رشد 2,4- D و NAA‌ به تنهائی در همه ریزنمونه­های کوتیلدون، هیپوکتیل، ریشه و نوک ساقه منجر به تولید کالوس ترد و شکننده شد که این کالوس­ها پس از انتقال به محیط حاوی اکسین وسیتوکنین هیچکدام باززائی را نشان ندادند و در نهایت قهوه ای شدند. که این نتیجه با نتایج تحقیقات   Dix  و  Street (11) که نشان دادند کشت ریزنمونه­های هیپوکوتیل و کوتیلدون در محیط MS حاوی 2,4-D منجر به تولید دو نوع کالوس قوی و شکننده شد که بعد از کشت دوباره قهوه ای شدند، مطابقت داشت.  بهترین تیمار در این تحقیق که در آن ریزنمونه­های کوتیلدون بیشترین باززائی را نشان دادند در محیط کشت MS به همراه هورمون­های BAP ( 3 میلی گرم در لیتر) و IBA (1 میلی گرم در لیتر) بود که این پاسخ با گزارش  Stripichitt و همکاران (19) که نشان دادند کالوس­های به وجود آمده از کوتیلدون که معمولا دارای جوانه­های باززا شده هستند و در پاسخ به سطوح بالای اکسین به تنهایی یا در ترکیب با سیتوکنین، معمولا BAP تولید می شوند، مطابقت داشت.

در آزمایش حاضر جوانه­های باززائی شده پس از انتقال به محیط کشت حاوی تنظیم کننده های رشد BAP (1میلی گرم در لیتر) و ­ IBA ( 5/0 میلی گرم در لیتر) رشد طولی مناسبی از نظر افزایش طول ساقه و تعداد شاخساره نشان دادند که این گزارش با نتایج منتشر شده توسط Christopher  و  Rajam (9) مطابقت ندارد. در تحقیقات این گروه  در محیط دارای 2,4-D و Kin از جنین های زیگوتی کالوس­هایی به دست آمد که توانایی تولید شاخساره های متعددی، که قادر بودند به گیاه کامل تمایز یابند، را داشتند. در مطالعه دیگر توسط Gunay  و  Rao (12) بر روی  Capsicum annuum نشان داده شد، تولید کالوس و افزایش شاخساره­ها تنها در محیط MS  حاوی BAP بدست آمده و Kin تاثیر چندانی نداشته است.

به عنوان یک نتیجه مهم در این آزمایش مشخص شده که هورمون BAP نقش بسزائی در باززائی داشت این نتیجه، با نتایج سایر مطالعات انجام شده توسط نیکخو و همکاران (2) ، یاری و همکاران (3) و شرفی و همکاران (4) مطابقت دارد. نقش BAP درتحریک فاز جوانه­زنی یا باززائی تایید شده و در این راستا نشان داده شده است که استفاده ازBAP  در غلظت 10 میلی گرم در لیتر بهترین تیمار جهت باززایی فلفل از ریزنمونه­های نوک ساقه می­باشد (10). حدود 95-90 درصد از ریزنمونه­های باززایی شده که پس از ریشه­زایی جهت مقاوم سازی به فیتوترون و سپس به محیط گلخانه منتقل شدند دارای رشد مطلوبی بودند.

تشکر و قدردانی

شایسته است از مدیریت محترم و همچنین عوامل اجرائی پژوهشکده به پاس فراهم نمودن امکان اجرای این طرح همکاری صمیمانه­ای داشتند نهایت سپاس و تشکر را داشته باشیم.     

  1. 1-     دانشور، م. ح. 1379. پرورش سبزی ها. انتشارات دانشگاه شهید چمران.461 صفحه.

    2-     نیکخو، ه. محمدی، ع. رهنما، ح. و عباس زاده، ب. 1390. بهینه سازی محیط کشت گیاه فلفل دلمه ای در شرایط درون شیشه ای. مجله زراعت و اصلاح نباتات. 7(1): 1-11.

    3-     یاری، ف . موسوی، ا . مستوفی، ی . سیدی، س. م. زمانی، ذ. ا.  و لایمر، م. 1392. اثر تنظیم کننده های رشد گیاهی و نوع کلات آهن بر پرآوری و ریشه زایی درون شیشه ای سه رقم گل سرخ شاخه بریده (Rosa hybrida L.). مجله زیست شناسی ایران. جلد 26 ، شماره 1.

    4-     شرفی، ع. هاشمی سهی ، ه. و جورابچی، ع. 1387. بهینه سازی شرایط باززایی گیاه داروییArtemisia annua . مجله زیست شناسی ایران. جلد 21 ، شماره 4.

     

    1. Agrawal, S., Chandra, N. and Kothari, S.L., 1989. Plant regeneration in tissue cultures of pepper (Capsicum annuum L. cv.Mathania), Plant Cell Tiss Organ Cult, 16, 47-55.
    2. Alibert, O. ­1990. Essais de regeneration par organogenes e chez le piment (Capsicum annuumL.), Memoire pour‘l'obtention duD.E.S.S. De Productivite Vegetale. Universite Paris. Stationd'Amelioration des Plantes, , pp. 37.
    3. Arous, S., Boussaïd, M. and Marrakchi, M., 2001. Plant regeneration from zygotic embryo hypocotyls of Tunisian chili (Capsicum annuum L.), J. Appl. Hort, 3, 17-22.
    4. Ashrafuzzaman, M., Hossain, M.M., Razi, I. M., Shahidul H. M., Shahidullah, S.M. and Shahin, z., 2009. Regeneration potential of seedling explants of chilli (Capsicum annuum), Afr. J. Biotechnol, 8,591–596.
    5. Christopher, T., and Rajam, M. V., 1994. In vitro clonal propagation of Capsicum spp. Plant Cell Tiss Organ Cult, 38, 25-29.

    10. Christopher, T., and Rajam, M. V., 1996. Effect of genotype, explant and medium on in vitro regeneration of red pepper, Plant Cell Tissue Organ Culture, 46, 245–250.

    11. Dix, P. J., and Street, H. E., 1975. Sodium chloride resistant cultured cell lines from Nicotiana synastris and Capsicum annuum, Plant Science Letters, 5, 231-237.

    1.      Gunay, A.L., and Rao, P.S., 1978. In vitro plant regeneration from hypocotyl and cotyledon explants of red pepper (Capsicum)', Plant Science Letters, 11, 365-372.
    2. Franck-Duchenne, M., Wang, Y., Ben Tahar, S. and Beachy, R.N., 1998. In vitro stem elongation of sweet pepper in media containing 24-epi-brassinolide, Plant Cell Tissue Organ Culture, 53,79-84.
    3. Jayashankar, S., 1998. Comparison  of  different  In  vitro  regeneration  and  generic transformation  strategies  for  chilli  pepper  (Capsicum  annuum  L.),  Ph.  D. Dessertation, New Mexico State University, Las Cruces.
    4. Kothari, S.L., Joshi, A., Kachhwaha, S. and Ochoa-Alejo, N., 2010. Chilli peppers—a review on tissue culture and transgenesis, Biotechnol Adv, 28, 35–48.
    5. Lee, Y.H., Kim, H.S., Kim, J.Y., Jung, M. Park, Y.S. and Lee J.S., 2004. A new selection method for pepper transformation: callus-mediated shoot formation, Plant Cell Rep, 23, 50–8.
    6. Murashige, T., and Skoog, F., 1962. Revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures, Plant physiology, 15, 473–497.
    7. Sanatombi, K., and Sharma, G.J., 2007. Micropropagation of Capsicum annum L. using axillary shoot explants, Scientia Hort, 113, 96-99.
    8. Stripichitt, P., and Nawata, E., 1987 In vitro shoot-forming capacity of cotyledon explants in red pepper (Capsicum annuum L. cv. Yatsufusa), Japanese J Breeding, 37.
    9. Yeung E., 1984. Histological and histochemical staining procedures. In: Vasil IK. (eds). Cell culture and somatic cell genetics of plants. Orlando Florida: Academics press. 689-697.

Journal of Plant Research (Iranian Journal of Biology)
Volume 27, Issue 3 - Serial Number 3
November 2014
Pages 346-355
  • Receive Date: 28 November 2012
  • Revise Date: 29 December 2013
  • Accept Date: 09 January 2014