The effects of nanosilicon on morphological and biochemical characteristics of rice cultivars (Oryza sativa L.) at flowering stage in saline paddies

Document Type : Research Paper

Authors
Sakineh Esmaeily Kenary 1
monir hosseinzadeh namin 2
khadijeh Kiarostami 3
Allahyar Fallah 4
1 Department of Plant Sciences, Faculty of Sciences, University of Alzahra, Tehran, Iran.,
2 Department of Plant Sciences, Faculty of Biological Sciences, University of Alzahra, Tehran, Iran
3 Plant Sciences Dept., Faculty of Biological Sciences, Alzahra University
4 Assistant Professor of the Rice research institute of Iran, Mazandaran Branch, Agricultural research, Education and Extension Organization (AREEO), Amol, Iran.
10.22034/jpr.2024.2353
Abstract
Rice (Oryza sativa L.) is important staple food of Asia. The present study was designed to investigate the effect of nanosilicon solution (6 g L-1) on salinity tolerance of three varieties of Tarommahalli, Tolerant ­FL478 and Barekat rice in saline paddy (EC=5-8) at flowering stage in order to study their morphological and biochemical traits. The experiment was conducted in 2020 and 2021 in the form of factorial design on a completely random basis with three replications in Mazandaran province in Iran. The results showed that nanosilicon solution caused height of plant to be decreased (138.83 cm) and increased diameter of the root crown (10.17 cm) of the Tarommahalli grown in saline paddy compared to other varieties, compared to control (Tarommahalli grown in non-saline paddy) and to salinity (Tarommahalli grown in saline paddy). The dry weight of shoot and root (88.04 and 7.075 g respectively) were increased compared to the control (P≤0.05). In treated Tarommahalli, the amount of proline (0.584 mg g-1 (FW)) and SOD, CAT, POD, and PPO (0.536 % ml-1 mg-1 g (FW), 1.184, 18.06 and 388.18 µmol min-1 mg-1 protein respectively) significantly increased but the amount of H2O2 (0.160 μmol g-1 (FW)) and MDA (0.004 μmol g-1 (FW) significantly decreased. The results showed that the application of nanosilicon solution effected on height of plant to be reduced and also increased strengthen of Tarommahalli rice againt salinity which was facilitated rice harvesting. 

Keywords

Subjects

تاثیر محلول­پاشی نانوسیلیکون بر صفات مورفولوژی و بیوشیمیایی ارقام برنج (Oryza sativa L.) در مرحله گلدهی در زمین ­شور

سکینه اسمعیلی کناری1، منیر حسین زاده نمین1*، خدیجه کیارستمی1 و الهیار فلاح2

1ایران، تهران، دانشگاه الزهرا (س)، دانشکده علوم زیستی، گروه زیست­شناسی

2 ایران، آمل، سازمان تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی، معاونت مازندران، مؤسسه تحقیقات برنج کشور

تاریخ دریافت: 12/07/1402          تاریخ پذیرش: 07/10/1402

چکیده

برنج (Oryza sativa L.) محصول غذایی اصلی از جمله در آسیا می­باشد. تحقیق حاضر بمنظور بررسی تاثیر محلول نانوسیلیکون (شش گرم در لیتر) در تحمل به شوری سه رقم گیاه برنج طارم­محلی، متحمل ­ FL478و برکت در زمین شور (با  ECبین 8- 5) در مرحله گلدهی جهت مطالعه صفات مورفولوژی و بیوشیمیایی آن­ها طراحی شد. آزمایش در سال­های 1399 و 1400 در قالب طرح فاکتوریل بر پایه کاملا تصادفی با سه تکرار در استان مازندران در ایران صورت گرفت. نتایج نشان داد که محلول نانوسیلیکون موجب کاهش ارتفاع بوته (83/138سانتی­متر) و افزایش قطر طوقه ریشه (17/10 سانتی­متر) طارم­محلی رشد­یافته در زمین شور، در مقایسه با سایر ارقام، نسبت به شاهد (طارم­محلی درزمین غیر شور) و شوری (طارم­محلی در زمین شور) شد. وزن­های خشک اندام هوایی و ریشه (به ترتیب 04/88 و 075/7 گرم) نسبت به شاهد افزایش یافتند که همگی معنی­دار شدند (P≤0.05). در طارم­محلی تیمار­شده میزان پرولین (584/0 میلی­گرم بر گرم وزن تر)، سوپراکسید دیسموتاز، کاتالاز، پراکسیداز و پلی­فنل ­اکسیداز (به ترتیب 536/0 درصد میلی­لیتر در میلی­گرم گرم وزن تر، 184/1، 06/18 و 18/388 میکرومول در دقیقه در میلی­گرم پروتئین) افزایش معنی­دار و مقدار H2O2 (160/0 میکرو­مول در گرم وزن تر) و MDA (004/0 میکرومول بر گرم وزن تر) کاهش معنی­داری یافتند. نتایج نشان داد محلول نانوسیلیکون با کاهش ارتفاع و قوی­کردن برنج طارم­محلی در برابر تنش شوری، سبب افزایش استحکام آن و در نهایت تسهیل برداشت برنج ­گردید.

واژه­های کلیدی: آنزیم­های آنتی­اکسیدانی، اوریزا، پراکسید هیدروژن، پرولین، مالون­دی­آلدئید

* نویسنده مسئول، تلفن: 09121349726، پست الکترونیکی: m.namin@alzahra.ac.ir

مقدمه

 

برنج (Oryza sativa L.) یک محصول غذایی اصلی و مهم است که در بسیاری از مناطق جهان به ویژه آسیا، آمریکای لاتین و آفریقا رشد می‌کند [36]. برنج دومین محصول مهم کشت­شده در جهان است و کشورهای آسیایی تقریباً 90 درصد برنج را تولید می­کنند. 20 درصد از انرژی غذایی جهان توسط برنج تامین می­شود که نشان­دهنده اهمیت محصول برنج است. با این حال، عملکرد و کیفیت برنج تحت تأثیر عوامل غیرزیستی مختلف از جمله تنش شوری قرار می‌گیرد [46].

رقم طارم­محلی جزو ارقام محلی، با دانه­های بلند و قلمی، معطر و حساس به پدیده ورس (خوابیدگی در برابر باد و باران) است. ارقام شیرودی و فجر جزو ارقام اصلاح­شده (حاصل دورگه­گیری) و پر­محصول، دارای دانه­های بلند و قلمی و معطر و مقاوم به ورس هستند [1]. رقم متحمل­ FL478 رقم اصلاح­شده و متحمل به شوری خارجی است [18]. رقم جدید برکت (H5) رقم اصلاح­شده و پر­محصول داخلی، متحمل به شوری و مقاوم به ورس می­باشد [5].

تنش شوری بر فرآیندهای مورفولوژیکی، فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی گیاهان تأثیر می­گذارد. شوری بالا نه تنها باعث کاهش رشد گیاه، زیست توده، عملکرد، فتوسنتز و راندمان مصرف آب می­شود، بلکه منجر به خشکی فیزیولوژیکی و سمیت یونی در گیاهان شده و در نتیجه بهره­وری و عملکرد کشاورزی را کاهش می­دهد [56]. تنش شوری همچنین باعث عدم تعادل یونی و اسمزی، کمبود مصرف آب و مواد مغذی شده که در نهایت منجر به تنش اکسیداتیو در گیاهان می­شود [29،47]. در شرایط تنش، گیاه گونه­های فعال اکسیژن (ROS) مانند پراکسید هیدروژن (H2O2) و سوپراکسید را تولید می­کند [19]. با این حال، تولید بیش از حد ROS منجر به آسیب اکسیداتیو به پروتئین­ها، لیپیدها، اسیدهای نوکلئیک و غشای پلاسمایی سلول می­شود. در طی متابولیسم سلولی طبیعی، گیاه چندین آنزیم آنتی­اکسیدانی مانند سوپراکسید دیسموتاز (SOD)، کاتالاز (CAT) و پراکسیداز (POD) [29] و آنتی­اکسیدان­های غیر آنزیمی مانند پرولین [19] را برای سم­زدایی ROS تولید می­کند. SOD یک جاروب­کننده قوی سوپراکسید است و برای از بین بردن سوپراکسید، پراکسید هیدروژن تشکیل می­دهد که در مرحله بعد توسط CAT و POD از بین می­رود. پلی­فنل اکسیدازها (PPOs) آنزیم­های اکسیداتیو و دفاعی گیاهی رایج هستند [51]. پلی­فنل اکسیدازها گروهی از آنزیم‌های حاوی مس هستند که هیدروکسیلاسیون مونو­فنل‌ها به o- دیفنول‌ها و همچنین اکسیداسیون o- دیفنول‌ها را در حضور اکسیژن به کینون‌ها کاتالیز می‌کنند. بسیاری از ژن‌های PPO با تنش زیستی (پاتوژن) تنظیم می‌شوند و بهترین مشخصه برخی از آن­ها، دفاع از گیاه در برابر حشرات و عوامل بیماری­زاست [14]. علاوه بر تولید ROS بالا، تنش شوری بطور قابل توجهی جذب فسفر (P) و پتاسیم (+K) را کاهش می­دهد، در حالی که جذب عناصر سمی مانند سدیم (+Na) و کلر (-Cl) را افزایش می­دهد که اثرات منفی روی رشد و بهره­وری گیاه دارند. غلظت بالای +Na باعث ایجاد تنش اسمزی شده که منجر به مرگ سلولی می­شود [9]. دستگاه فتوسنتزی نیز تحت تأثیر تنش شوری قرار می­گیرد که به دلیل کاهش سطح برگ، هدایت روزنه­ای، سطوح کلروفیل و بمیزان کمتر به دلیل کاهش کارایی فتوسیستم II است [29].

از آنجایی که نانوذرات (NPs) دارای ویژگی‌های فیزیکی- شیمیایی متمایز از ذرات حجیم مانند سیلیکون (Si) هستند توجه محققان را به خود جلب کردند [39]. نانوسیلیکون (NPs-Si) بدلیل اندازه کوچک­شان (در حد 100-1 نانو­متر) خواص منحصر به فردی از خود نشان می­دهند و بدلیل افزایش سطح، حلالیت و واکنش­پذیری سطحی آن­ها بیشتر است [26،17]. محلول­پاشی نانو­ذرات با کاهش اثرات تنش غیرزیستی، نقش حیاتی را در تولید غذا در سراسر جهان نشان دادند [44]. نانو­کودها در واقع به عنوان کودهای کارآمد با افزایش در دسترس­بودن عناصر ضروری برای گیاهان عمل می‌کنند که منجر به استفاده کارآمد از مواد مغذی می‌شوند که منجر به کاهش اثرات منفی تنش شوری می­گردد [12]. علاوه بر این، نانوذرات می‌توانند سریع‌تر و کامل‌تر از روش‌های مرسوم توسط گیاهان جذب شوند [22]. بنابراین، نانو­کودهای گیاهی را می­توان بطور موثر در غلظت­های بسیار کم برای افزایش تولید محصولات زراعی از جمله برنج استفاده کرد [11،48].

نانوسیلیکون با کاهش اثرات شوری در گیاه نخود، سبب افزایش قابل توجه طول ساقه و ریشه و وزن خشک اندام هوایی و ریشه در مقایسه با سطح شوری مربوطه شد [26]. استفاده از نانوسیلیکون، باعث افزایش کیفیت نمو در گیاهچه­هایLarix  و بهره­وری در گیاهان توت فرنگی تحت تنش خشکی شد [26]. محلول‌پاشی نانوسیلیکون در گیاهان برنج با تعدیل فرآیندهای مهم فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی از جمله افزایش عملکرد فتوسنتز، تنظیم فعالیت‌ آنزیم­های آنتی‌اکسیدانی و پرولین و کاهش ROSها از جمله H2O2 و نیز کاهش MDA اثرات تنش شوری را کاهش داد [32]. علاوه بر این، کاربرد سیلیکون به‌ عنوان نانوذرات می‌تواند سبب کاهش جذب Na+ و افزایش انتقال K+ گردد و در عین حال تنش اکسیداتیو را کاهش دهد [11،50].

نانوسیلیکون در گیاهان برنج سبب افزایش تحمل شوری می‌شود [32]. هدف تحقیق حاضر تیمار با محلول نانوسیلیکون 3 رقم گیاه برنج طارم­محلی، برکت و متحمل­FL478 در مراحل پنجه­زنی و گلدهی است تا صفات مورفولوژی و بیوشیمیایی آن­ها در مراحل مختلف از جمله در مرحله گلدهی مطالعه شود و سپس با نمونه‌های تیمارنشده در مراحل مشابه مقایسه شوند و در نهایت متحمل‌ترین رقم‌ برنج به تنش شوری گزینش شده و علت و دامنه افزایش به تحمل شوری در رقم برنج متحمل بررسی تا در آینده به کشت وسیع آن‌ها مبادرت نمود.

مواد و روشها

در سال اول تحقیق، آزمایش­های مقدماتی بر روی چهار رقم برنج طارم­محلی، شیرودی، فجر و متحمل ­ FL478 در مراحل پنجه­زنی، گلدهی و رسیدن دانه جهت غربالگری نمونه­ها انجام شد. در سال دوم، دو رقم برکت و متحمل ­FL478 (به عنوان ارقام شاهد) و رقم طارم­محلی گزینش­شده از سال اول (رقم مد نظر این تحقیق) جهت انجام آزمایش­های بعدی در مراحل مختلف انتخاب شدند.

طرح آزمایش: این تحقیق در مرحله گلدهی برنج، ارقام زراعی طارم­محلی، برکت و متحمل ­FL478 در قالب طرح فاکتوریل در پایه کاملا تصادفی با سه تکرار انجام شد. در این پژوهش، نمونه­های رشد­یافته در زمین غیر­شور بعنوان شاهد، نمونه­های رشد­یافته در زمین ­شور به عنوان شوری و نمونه­های تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون در زمین شور، بعنوان تیمار با نانوسیلیکون در زمین شور (شالیزار شور) می­باشند. محلول نانوسیلیکون توسط شرکت پدیده شمس ایرانیان تهیه شد (جدول1).

جدول1- مشخصات محلول نانوسیلیکون

کد

پتانسیل زتا (ζ)

(میلی­ولت)

PSI 1399 01 30

25-

 

منحنی DLS توسط دستگاه آنالیز اندازه ذرات نانو (مدل Zetasizer Nano S، شرکت مالورن (Malvern) کشور انگلستان) رسم شد که بر­اساس بازتابش نور، تعداد ذرات نانوسیلیکون (SiO2) موجود در محلول نانوسیلیکون، 40 درصد و قطر آن­ها 87/2 نانومتر (~3 نانومتر) تعیین شد (منحنی1).

 

منحنی1- منحنی DLS رسم­شده برای ذرات نانوسیلیکون توسط دستگاه آنالیز اندازه ذرات نانو

 

منحنی XRD توسط دستگاه طیف­سنج پراش اشعه ایکس (مدل Xpert Pro MPD، شرکت مالورن (Malvern)، کشور انگلستان) رسم شد که بر اساس پراش اشعه­های X تابیده شده به نمونه، پیک نانوسیلیکون، در موقعیت 25 تعیین شد. این منحنی نشان می­دهد که ذرات نانوسیلیکون هموژنیزه و کاملا از هم جدا هستند (منحنی2).

 

 

منحنی2- منحنی XRD رسم­شده برای ذرات نانوسیلیکون توسط دستگاه طیف­سنج پراش اشعه ایکس

 

 

از محلول نانوسیلیکون با کمک میکروسکوپ TEM (مدل Zeiss-EM10C-100Kv، کشور آلمان) در مقیاس 60 نانومتر عکس گرفته شد. دانه­های سیاه، ذرات 3 نانومتری نانوسیلیکون هستند که بصورت کلوئیدی در آب پخش شده­اند و پراکندگی یکنواختی دارند (شکل1).

شکل1- تصویر میکروسکوپی ذرات نانوسیلیکون در مقیاس 60 نانومتر توسط TEM

 

آماده­سازی نمونه: در خزانه زمین‌های موسسه تحقیقات برنج مازندران- آمل بذرهای سه رقم برنج طارم­محلی، متحمل ­FL478  و برکت کاشته شدند. پنج روز بعد از بذر­پاشی، بذرها جوانه زده و با گذراندن 30 تا 37 روز (مدت زمان خزانه) به نشاهای چهار الی پنج برگی (مرحله گیاهچه‌ای) تبدیل شدند. در سال­های 1399 و 1400 نشاهای سه رقم برنج مد­نظر از موسسه تحقیقات برنج آمل به زمین‌های تحقیقاتی (شالیزار) غیر­شور و شور شهرستان فریدونکنار (متوسط حداکثر دما ۵/۲۱+، متوسط حداقل دما ۷/۱۳+ و متوسط روزانه ۶/۱۷+ درجه سانتی­گراد) در استان مازندران انتقال یافت و سه تا چهار نشا در هر نقطه با فاصله 20 سانتی­متر از نقطه مجاور در قطعات 1 متر مربع (میکروپلات) کاشته شدند. زمین­های غیر­شور و شور با شخم­زدن، مسطح­کردن زمین، وجین­کردن علف‌های هرز [مانند اویارسلام (Cyperus difformis L.) و سوروف (Echinochola cruss- galli L.)] و آب­بستن زمین قبل از نشاکاری، آماده­سازی شدند که در طول تحقیق تنظیم میزان آب زمین و وجین­کردن آن ادامه داشت. وجین­کاری در دو مرحله انجام ­شد مرحله اول 15 روز بعد از نشاکاری (مرحله گیاهچه­ای علف­های هرز) و مرحله دوم، 30 روز بعد از نشاکاری (مرحله پنجه­زنی علف­های هرز) انجام ­شد [6،2].

جهت سنجش ترکیبات خاک و ارزیابی دقیق از میزان کوددهی و تیماردهی به گیاه برنج، نمونه­برداری ازخاک­های غیرشور و شور، بطور جداگانه از یک نقطه به مساحت 100 سانتی­متر مربع و از عمق صفر تا 30 سانتی­متر انجام شد که سیلیکون خاک با روش رنگ­سنجی و فسفر با روش اولسون با دستگاه اسپکتروفتومتر (مدل SECOMAM سری Uvline-R، کشور فرانسه)، پتاسیم با روش استات آمونیم و توسط دستگاه فلیم­فتومتر (مدل Sherwood 410، کشور انگلیس)، نیتروژن با روش ﮐﺠﻠﺪال با دستگاه کجلتیک (مدلFoss, Kjeltec 2100 ، کشور سوئیس) و کربن و آهک با روش تیتراسیون سنجیده شد. سنجش pH خاک­ها با روش گل اشباع با دستگاه pH­متر (مدل Metrohm 691، کشور سوئیس) و EC آن­ها با روش عصاره گل اشباع با دستگاه ای­سی­متر و مولتی­متر (مدل Inolab multi 9420 کمپانی WTW، کشور آلمان) انجام شد (جدول­های2 و 3). pH آب و EC (میزان هدایت یون‌ها و ذرات معلق در آب) آن با دستگاه­های pH­متر (مدل Sartorius PB-11، کشور آلمان) و ای­سی­متر (مدلMetrohm 712 ، کشور سوئیس) هر 10 روز یکبار از اول خرداد به بعد کنترل شد که در زمین شور pH آب باید بین 5/7- 5/6 و EC آن بین 8- 5 باشد که با تعویض آب زمین صورت گرفت.

 

 

جدول2- ویژگی­های فیزیکی و شیمیایی خاک غیر­شور محل آزمایش

pH

(گل اشباع)

EC

(شوری)

(دسی­زیمنس بر متر)

SP

(رطوبت اشباع)

OC

(کربن آلی)

ماده آلی

 

T.N.V.

(آهک معادل)

نیتروژن کل

رس

سیلت

شن

سیلیکون

(پی­پی­ام)

فسفر قابل جذب

پتاسیم قابل

 جذب

بافت خاک

(درصد)

(میلی­گرم بر کیلوگرم)

10/7

8/1

-

95/2

08/5

8/4

30/0

23

50

27

174

4

215

لومی

 

جدول3- ویژگی­های فیزیکی و شیمیایی خاک شور محل آزمایش

pH

(گل اشباع)

EC

(شوری)

(دسی­زیمنس بر متر)

SP

(رطوبت اشباع)

OC

(کربن آلی)

ماده آلی

 

T.N.V.

(آهک معادل)

نیتروژن کل

رس

سیلت

شن

سیلیکون

 

(پی­پی­ام)

فسفر قابل جذب

پتاسیم قابل

جذب

بافت خاک

(درصد)

(میلی­گرم بر کیلوگرم)

36/7

75/5

61

1/4

1/7

34

15/0

17

45

38

154

1/33

175

لومی

 

 

مراحل محلول­پاشی: مقدار 13 لیتر محلول نانو­سیلیکون 6 در هزار (6 گرم در لیتر) (1400 میلی­لیتر به ازای هر میکروپلات) آماده شد و مرحله اول محلول­پاشی نانوسیلیکون 20 روز بعد از نشاکاری (مرحله متوسط پنجه­­زنی) بصورت اسپری بر روی اندام هوایی گیاه برنج انجام شد. مرحله دوم محلول­پاشی 15 تا 20 روز بعد از محلول­پاشی اول (35 تا 40 روز بعد از نشاکاری) (مرحله حداکثر پنجه­زنی) انجام شد. برداشت کپه‌های سه رقم برنج (از هر رقم سه تکرار و از هر تکرار سه کپه) 10 روز بعد از محلول­پاشی دوم (50 روز بعد از نشا­کاری) انجام شد و سپس به آزمایشگاه دانشگاه الزهرا (س) در تهران جهت انجام آزمایش‌های لازم انتقال یافت. مقدار و غلظت نانو­سیلیکون، مراحل و زمان محلول­پاشی و زمان برداشت نمونه­ها بر اساس مطالعات و تجارب قبلی انتخاب شد.

اندازه­گیری صفات مورفولوژی: ارتفاع بوته‌ (طول اندام هوایی)، طول ریشه‌ و قطر طوقه ریشه (قاعده بالایی کل ریشه)، با خط­کش بر حسب سانتی­متر اندازه­گیری شد. جهت اندازه­گیری وزن خشک اندام هوایی و ریشه‌، کپه­های سه رقم برنج پس از بریدن از محل طوقه (حد فاصل ریشه و اندام هوایی) و جدا کردن اندام­های هوایی از بخش ریشه، آن­ها در انکوباتور 70 درجه سانتی­گراد به مدت 72 ساعت قرار داده شدند تا خشک شوند و وزن نمونه­ها ثابت بمانند سپس توسط ترازوی حساس، وزن خشک نمونه­­ها بر حسب گرم اندازه­گیری شد.

سنجش رنگیزه­های فتوسنتزی: جهت سنجش محتوای کلروفیل a، کلروفیل b، کلروفیل کل و کاروتنوئیدها (شامل کاروتن و گزانتوفیل)، ابتدا 1/0 گرم برگ تر1 (برگ پرچمی) (اولین برگ از بالا و در کنار خوشه) با 2 میلی­لیتر استن 80 درصد ساییده شد و پس از رسیدن به حجم 4 میلی­لیتر توسط استن 80 درصد، به مدت 5 دقیقه با دور rpm3000 توسط دستگاه Tixette II BHG سانتریفیوژ شد. سپس جذب روشناورها در طول موج 2/663، 8/646 و 470 نانومتر با استفاده از طیف­سنج SERIES CECIL CE 1021 1000 خوانده شد. غلظت رنگیزه­ها بر حسب میلی­گرم بر گرم وزن تر (mg g-1 (FW)) محاسبه شد [35].

سنجش H2O2: محتوای H2O2 با استفاده از روش Velikova et al., [54] سنجیده شد. 4/0 گرم برگ تر پرچمی در حمام یخ با 4 میلی­لیتر اسید تری­کلرو­استیک 1/0 درصد ساییده شد و با دور rpm12000 به مدت 20 دقیقه توسط دستگاه Tixette II BHG سانتریفیوژ شد. سپس به 1 میلی­لیتر از محلول روشناور 1 میلی­لیتر بافر سدیم فسفات 1/0 مولار (7 =pH) و 2 میلی­لیتر پتاسیم یدید (KI) 1 مولار اضافه گردید و جذب آن در طول موج 390 نانومتر توسط دستگاه طیف­سنج مدل  CECIL CE 1021 1000 SERIES خوانده شد و مقدار H2O2 موجود در بافت­ها بر اساس میکرو­مول در گرم وزن تر mol g-1 (FW)µ محاسبه شد.

سنجش میزان مالون­دی­آلدئید (MDA): ارزیابی MDA با روشHeath and packer  [23] انجام شد. ابتدا 5/0 گرم برگ تر پرچمی در 5 میلی­لیتر محلول اسید ­تری­کلرو­استیک (TCA) 1/0 درصد سائیده شد و عصاره حاصل به مدت 5 دقیقه با سرعت rpm10000 توسط دستگاه Tixette II BHG سانتریفیوژ گردید. سپس به 1 میلی­لیتر از محلول روشناور، 4 میلی­لیتر اسید تری­کلرو­استیک 20 درصد (W/V) که حاوی 5/0 درصد اسید تیو­باربیتوریک (TBA) بود اضافه شد. مخلوط حاصل به مدت 30 دقیقه در دمای 95 درجه سانتی­گراد در بن ماری حرارت داده شد و بلافاصله در یخ سرد گردید. این مخلوط به مدت 10 دقیقه در دمای محیط و با سرعت rpm10000 سانتریفیوژ گردید. جذب محلول رویی حاصل از سانتریفیوژ توسط طیف­سنج CECIL CE 1021 1000 SERIES در طول موج 532 و 600 نانو­متر خوانده شد و مقدار MDA بر حسب میکرومول بر گرم وزن تر (μmol g-1 (FW)) محاسبه گردید.   

سنجش پرولین: 5/0 گرم برگ تر پرچمی با 10 میلی­لیتر اسید سولفوسالیسیلیک 3 درصد حدود 5 دقیقه ساییده شده و با سانتریفیوژ  Tixette II BHGدر دور rpm3500 به مدت 5 دقیقه سانتریفیوژ شد. به 2 میلی­لیتر از محلول روشناور، 2 میلی­لیتر محلول نین­هیدرین و 2 میلی­لیتر اسید استیک گلاسیال اضافه شد. به مدت یک ساعت لوله­ها در بن ماری با دمای 100 درجه سانتی­گراد قرارگرفتند و بعد به حمام یخ انتقال تا به دمای محیط برسند. سپس به هر لوله 4 میلی­لیتر تولوئن اضافه شد و به مدت 20 تا 30 ثانیه ورتکس گردید. جذب فاز فوقانی حاوی محلول رنگی در طول موج 520 نانومتر توسط طیف­سنج مدلCECIL CE 1021 1000 SERIES خوانده شد. در نهایت مقدار پرولین بر اساس میلی­گرم بر گرم وزن تر (mg g-1 (FW)) محاسبه گردید [15].

سنجش پروتئین کل: برای استخراج پروتئین از بافت تر از روشBradford  [16] استفاده شد. برای عصاره­گیری و استخراج پروتئین ابتدا 5/0 گرم از برگ تر پرچمی با 4 میلی­لیتر بافر استخراج پروتئین (بافر پتاسیم فسفات با غلظت 05/0 مولار و 7 =pH) بر روی یخ و در دمای 4 درجه سانتی­گراد ساییده شد تا محلول هموژنیزه بدست آید. سپس عصاره­ها به مدت 30 دقیقه با دستگاه میکرو­سانتریفیوژ (Spectrafuge 240 Labnet International, Inc. EDISON, NJ USA) با دور rpm15000 سانتریفیوژ گردید. جهت سنجش غلظت پروتئین به 100 میکرولیتر از عصاره پروتئینی 1 میلی­لیتر معرف برادفورد اضافه شد. جذب نمونه­ها در طول موج 595 نانومتر توسط دستگاه طیف­سنج CECIL CE 1021 1000 SERIES خوانده شد [30] و در نهایت مقدار پروتئین بر حسب میلی­گرم پروتئین در گرم وزن تر نمونه (mg protein g-1 (FW)) به­دست آمد.

سنجش کمی فعالیت آنزیم SOD: ابتدا 100 میلی­لیتر بافر پتاسیم فسفات 05/0 مولار با 7 =pH، 0021/0 گرم نیترو بلو تترازولیوم (NBT)، 0028/0 گرم ریبوفلاوین و 194/0 گرم متیونین با هم مخلوط شدند و سپس به هر لوله 5/1 میلی­لیتر از بافر مخلوط و 50 میکرو­لیتر عصاره زیمایه­ای اضافه و به اندازه 10 دقیقه در زیر روشنائی قرار گرفت و سپس جذب آن­ها توسط طیف­سنج مدل CECIL 9000 SERIES (CECIL INSTRUMENTS CAMBRIDGE ENGLAND) در طول موج 560 نانومتر خوانده شد. یک واحد زیمایه برابراست با مقدار زیمایه­ای که احیای نوری NBT را بمیزان 50 درصد بازدارندگی کند. فعالیت این زیمایه بر اساس واحد زیمایه در میلی­گرم پروتئین (% ml-1 mg-1 g (FW)) (U mg-1 protein) محاسبه شد [21].

سنجش کمی فعالیت آنزیم CAT: با استفاده از روش Aebi [8] سنجش CAT انجام شد. 7/2 میلی­لیتر بافر پتاسیم فسفات 05/0 مولار با 7 =pH، 1/0 میلی­لیتر عصاره زیمایه­ای و 2/0 میلی­لیتر H2O2 3 درصد در حمام یخ مخلوط شدند و بلافاصله تغییرات جذب در برنامهKinetic  توسط طیف­سنج مدل  CECIL 9000 SERIES(CECIL INSTRUMENTS CAMBRIDGE ENGLAND) و در طول موج 240 نانومتر رسم گردید. فعالیت زیمایه بر حسب میزان جذب در دقیقه در هر میلی­گرم پروتئین (µmol min-1 mg-1 protein) و با استفاده از ضریب خاموشی mM-1 cm-140 برای آب اکسیژنه [49] محاسبه شد. یک واحد زیمایه عبارت از مقدار زیمایه­ای است که یک میکرومول H2O2 را در دقیقه مصرف کند.

سنجش کمی فعالیت POD: ابتدا 95/0 میلی­لیتر بافر سدیم سیترات (1/0 مولار با 6/4 =pH) و 1 میلی­لیتر گایاکول (15 میلی­مولار) و بلافاصله 50 میکرو­لیتر عصاره زیمایه­ای و 1 میلی­لیتر H2O2 (32 میلی­مولار) در حمام یخ مخلوط شدند و تغییرات جذب در برنامهKinetic  توسط دستگاه طیف­سنج مدل CECIL 9000 SERIES (CECIL INSTRUMENTS CAMBRIDGE ENGLAND) و در طول موج 470 نانومتر رسم گردید [37]. فعالیت زیمایه بر حسب میزان جذب در دقیقه به ازای یک میلی­گرم پروتئین (µmol min-1 mg-1 protein) و با استفاده از ضریب خاموشی گایاکول معادل  mM-1 cm-16/26 [13] محاسبه شد. یک واحد POD عبارت است از مقدار زیمایه­ای که نیاز به اکسیداسیون یک میکرو­مول سوبسترا در دقیقه دارد.

سنجش کمی فعالیت آنزیم PPO: دمای بافر در ضمن سنجش بایستی بین 40- 28 درجه سانتی­گراد ثابت نگه ­داشته شود، بدین منظور 5/2 میلی­لیتر بافر پتاسم فسفات (2/0 مولار با 7 =pH) در بن­ماری در دمای 40 درجه سانتی­گراد قرار داده شد و 200 میکرولیتر پیروگالول 02/0 مولار و 20 میکرولیتر عصاره زیمایه­ای به آن اضافه و منحنی تغییرات جذب در طول موج 430 نانومتر در برنامهKinetic  توسط دستگاه طیف­سنج مدل CECIL 9000 SERIES (CECIL INSTRUMENTS CAMBRIDGE ENGLAND) رسم گردید [45]. فعالیت زیمایه بر حسب میزان جذب در دقیقه به ازای یک میلی­گرم پروتئین (µmol min-1 mg-1 protein) و با استفاده از ضریب خاموشی معادل  M-1 cm-140/26 [49] محاسبه شد.

تجزیه و تحلیل آماری: با استفاده از نرم­افزارهای SAS (نسخه 4/9) و MSTATC تجزیه و تحلیل واریانس (میانگین مربعات) صفات صورت گرفت و مقایسه میـانگین­ها براسـاس آزمون چند­دامنه­ای دانکن در سطح 5 در­صد انجام پذیرفت و جدول­های مربوط به مرحله گلدهی رسم شد. نمودارهای لازم با کمک برنامه Graph Pad Prism  (نسخه9) و با استفاده از داده­های وارد شده در2013 Excel (Microsoft Excel Worksheet) رسم گردید.

 

نتایج

اثرات محلول نانوسیلیکون بر صفات مورفولوژی ارقام مختلف برنج: ارتفاع بوته در تمامی ارقام طارم­محلی، متحمل ­FL478 و برکت تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون در زمین شور (بترتیب 83/138، 17/97 و 50/98 سانتی­متر) نسبت به شاهد و شوری کاهش معنی­داری داشت (نمودار A1). طول ریشه در طارم­محلی تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون (67/33 سانتی­متر) در مقایسه با شاهد بطور معنی­داری افزایش یافت. ارتفاع ریشه در متحمل ­FL478 تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون (00/31 سانتی­متر) کاهش معنی­دار و در برکت (17/33 سانتی­متر) افزایش معنی­داری نسبت به شاهد و شوری داشت (نمودار B1). قطر طوقه ریشه در طارم­محلی، متحمل ­FL478 و برکت تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون (بترتیب 17/10، 367/9 و 267/9 سانتی­متر) در مقایسه با شاهد و شوری بطور معنی­داری زیاد شد (نمودار C1).

 

 

       

 

 

 

 

نمودار 1- اثر محلول نانوسیلیکون بر ارتفاع بوته (A)، طول ریشه (B) و قطر طوقه ریشه (C) در مرحله گلدهی ارقام طارم­محلی (Tm)، متحمل ­FL478 (Ft) و برکت (B). نتایج حاصل، میانگین سه تکرار است و حروف متفاوت در هر ستون نشان­دهنده تفاوت معنی­­دار در سطح احتمال 5 درصد است.

 

 

در طارم­محلی تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون در زمین شور وزن خشک اندام هوایی (04/88 گرم) نسبت به شاهد زیاد و در مقایسه با شوری بطور معنی­داری کم شد. این صفت در متحمل ­FL478 و برکت تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون (بترتیب 55/109 و 53/75 گرم) در مقایسه با شاهد و شوری افزایش معنی­داری یافت. وزن خشک ریشه در طارم­محلی و برکت تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون (بترتیب 075/7 و 213/5 گرم) در مقایسه با شاهد افزایش و نسبت به شوری کاهش معنی­داری را نشان داد. در متحمل ­FL478 تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون (68/10گرم) این صفت نسبت به شاهد و شوری بطور معنی­داری زیاد شد (نمودار A2 و B2).

 

 

 

 

 

 

 

 

نمودار 2- اثر محلول نانوسیلیکون بر وزن خشک اندام هوایی (A) و وزن خشک ریشه (B) در مرحله گلدهی ارقام طارم­محلی (Tm)، متحمل ­FL478 (Ft) و برکت (B). نتایج حاصل، میانگین سه تکرار است و حروف متفاوت در هر ستون نشان­دهنده تفاوت معنی­­دار در سطح احتمال 5 درصد است.

 

 

اثرات محلول نانوسیلیکون بر صفات فیزیولوژی ارقام مختلف برنج: میزان کلروفیل a و کلروفیل b، کلروفیل کل و کاروتنوئیدها در طارم­محلی تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون در زمین شور (بترتیب 283/3، 630/1، 913/4 و 328/1 میلی­گرم بر گرم وزن تر) نسبت به شاهد و شوری افزایش معنی­داری یافتند. این صفات در متحمل ­FL478 تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون (بترتیب 433/2، 921/0، 027/3 و 787/0) در مقایسه با شاهد زیاد و نسبت به شوری بطور معنی­داری کم شدند. میزان کلروفیل a و b و کلروفیل کل در برکت تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون (بترتیب 450/2، 037/1 و 487/3) نسبت به شوری افزایش معنی­داری یافتند و میزان کاروتنوئیدهای آن (907/0) در مقایسه با شاهد و شوری بطور معنی­داری زیاد شد (نمودار A3، B3، C3 و D3).

اثرات محلول نانوسیلیکون بر صفات بیوشیمیایی ارقام مختلف برنج: مقدار H2O2 در طارم­محلی تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون در زمین شور (160/0 میکرو­مول در گرم وزن تر) کاهش و در متحمل ­FL478 تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون (153/0) نسبت به شاهد و شوری افزایش معنی­داری نشان داد. این صفت در برکت تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون (074/0) در مقایسه با شاهد و شوری تقریبا برابر شد (نمودار A4). میزان MDA در طارم­محلی، متحمل ­FL478 و برکت تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون (بترتیب 004/0، 003/0 و 002/0 میکرومول بر گرم وزن تر) در مقایسه با شاهد و شوری کاهش معنی­داری یافت (نمودارB 4).

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

نمودار 3- اثر محلول نانوسیلیکون بر محتوای کلروفیل a (A)، کلروفیل b (B)، کلروفیل کل (C) و کاروتنوئیدها (شامل کاروتن و گزانتوفیل) (D) در مرحله گلدهی ارقام طارم­محلی (Tm)، متحمل ­FL478 (Ft) و برکت (B). نتایج حاصل، میانگین سه تکرار است و حروف متفاوت در هر ستون نشان­دهنده تفاوت معنی­­دار در سطح احتمال 5 درصد است.

 

 

 

 

 

 

 

نمودار 4- اثر محلول نانوسیلیکون بر مقدار H2O2 (A) و MDA (B) در مرحله گلدهی ارقام طارم­محلی (Tm)، متحمل ­FL478 (Ft) و برکت (B). نتایج حاصل، میانگین سه تکرار است و حروف متفاوت در هر ستون نشان­دهنده تفاوت معنی­­دار در سطح احتمال 5 درصد است.

 

 

محتوای پرولین در طارم­محلی، متحمل ­FL478 و برکت تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون در زمین شور (بترتیب 584/0، 191/0 و 101/0 میلی­گرم بر گرم وزن تر) نسبت به شاهد و شوری افزایش معنی­داری یافت (نمودار A5). محلول نانوسیلیکون بر مقدار پروتئین طارم­محلی و متحمل ­FL478 تیمار­شده (بترتیب 73/18 و 48/11 میلی­گرم پروتئین در گرم وزن تر نمونه) در مقایسه با شاهد و شوری اثر افزایشی معنی­دار و در برکت تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون (43/14) نسبت به شوری اثر کاهشی معنی­داری داشت (نمودار B5).

 

 

 

 

 

 

 

 

 

نمودار 5- اثر محلول نانوسیلیکون بر مقدار پرولین (A) و پروتئین (B) در مرحله گلدهی ارقام طارم­محلی (Tm)، متحمل ­FL478 (Ft) و برکت (B). نتایج حاصل، میانگین سه تکرار است و حروف متفاوت در هر ستون نشان­دهنده تفاوت معنی­­دار در سطح احتمال 5 درصد است.

 

 

مقدار SOD، CAT، POD و PPO در طارم­محلی تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون در زمین شور (بترتیب 536/0، 184/1، 06/18 و 18/388 واحد زیمایه در میلی­گرم پروتئین) در مقایسه با شاهد و شوری افزایش معنی­داری را نشان دادند. این صفات در متحمل ­FL478 تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون (بترتیب 458/0، 080/0، 652/3 و 85/214) و در برکت تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون (بترتیب 328/0، 652/0، 339/5 و 75/167) نسبت به شاهد و شوری کاهش یافتند که بیشتر آن­ها معنی­دار شدند (نمودار A6، B6، C6 و D6).

 

 

 

 

 

 

 

 

 

نمودار 6- اثر محلول نانوسیلیکون بر مقدار آنزیم­های آنتی­اکسیدانی SOD (A)، CAT (B)، POD (C) و PPO (D) در مرحله گلدهی ارقام طارم­محلی (Tm)، متحمل ­FL478 (Ft) و برکت (B). نتایج حاصل، میانگین سه تکرار است و حروف متفاوت در هر ستون نشان­دهنده تفاوت معنی­­دار در سطح احتمال 5 درصد است.

 

بحث

اثرات محلول نانوسیلیکون بر صفات مورفولوژی مرحله گلدهی ارقام برنج: ارتفاع بوته در تمامی ارقام تیمار­شده از جمله در طارم­محلی نسبت به شاهد و شوری کاهش یافت. طول ریشه در طارم­محلی تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون در زمین شور نسبت به شاهد و در برکت نسبت به شاهد و شوری افزایش یافت ولی در متحمل ­FL478 در مقایسه با شاهد و شوری کاهش یافت. کاربرد نانوسیلیکون قطر طوقه ریشه را در ارقام تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون از جمله طارم­محلی نسبت به شاهد و شوری زیاد کرد (نمودار 1).

محلول نانوسیلیکون وزن خشک اندام هوایی را در طارم­محلی تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون در زمین شور، نسبت به شاهد و در متحمل ­FL478 و برکت تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون در مقایسه با شاهد و شوری افزایش داد. وزن خشک ریشه در طارم­محلی و برکت تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون در مقایسه با شاهد و در متحمل ­FL478 تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون نسبت به شاهد و شوری افزایش نشان داد (نمودار 2). 

نانو­سیلیکون توسط Larkunthod et al., [32] از پوسته برنج استخراج و اثرات آن بر فیزیولوژی برنج تحت تنش شوری بررسی شد. مشخص شد که سیلیکون و نانو­سیلیکون، باعث رشد گیاه و کاهش اثرات نامطلوب تنش می­شوند [32،53]. آن­ها دریافتند که تمام پارامترهای رشد در گیاهان برنج­ تحت تنش تنش شوری مانند طول ساقه و ریشه، بطور قابل توجهی نسبت به گروه شاهد کاهش یافت و با استفاده از نانو­سیلیکون در شرایط تنش شوری، طول آن­ها در بیشتر ارقام برنج، افزایش یافت. تنش شوری وزن خشک اندام هوایی و ریشه را در ارقام برنج کاهش داد و محلول‌پاشی نانو­سیلیکون، سبب افزایش آن­ها در بیشتر ارقام گردید [32]. در گیاه زعفران (Crocus sativus L.)، اعمال شوری، فاکتورهای رشدی را کاهش و مرگ سلولی و اسمولیت­های سازگار را افزایش داد. نتایج نشان داد که محلول­پاشی سیلیکون و نانو دی­اکسید سیلیکون در گیاه زعفران تحت تنش شوری، توانستند با بهبود فاکتورهای رشدی، فیزیولوژیکی و نسبت K+/Na+، در کاهش اثرات منفی شوری در این گیاه موثر واقع شوند [3].

تأثیر یون‌های سیلیکون و نانو­سیلیکون توسط Ismail et al., [26] بر رشد و بهره‌وری گیاهان نخود در شرایط تنش شوری بررسی شد که شوری بر پارامترهای رشد اندازه­گیری­شده از جمله طول اندام هوایی و وزن خشک اندام هوایی و ریشه تأثیر منفی داشت. کاهش رشد گیاه در شرایط شوری بدلیل دسترسی محدود به آب و یا سمیت کلرید سدیم است [41]. کاهش وزن خشک تحت تنش شوری، به ممانعت از تشکیل و جابجایی غذا، مهار فرآیندهای متابولیکی خاص و مهار تشکیل کلروپلاست، تولید اتیلن و اسید آبسیزیک و کاهش جذب مواد مغذی نسبت داده شد [20]. کاهش رشد بدلیل اثر اسمزی ناشی از شوری در تعدادی از گیاهان مانند گندم [27] گزارش شده است. کاربرد خارجی سیلیکون می­تواند رشد بیشتر گونه­های گیاهی را تحریک کند. این افزایش در رشد گیاه در نتیجه کاربرد سیلیکون نه تنها در شرایط رشد نرمال، بلکه در شرایط تنش­زا نیز صورت می­گیرد [26]. سیلیکون با تأثیر بر تعدادی از فرآیندها، از جمله بهبود وضعیت آب گیاه، تغییر در ساختار اندامک­های برگ، تنظیم مثبت سیستم­های دفاعی گیاه و کاهش اثرات یونی شوری، بر رشد گیاه در شرایط تنش، تأثیر می­گذارد [26].

در مطالعه حاضر، محلول نانوسیلیکون، منجر به کاهش ارتفاع اندام هوایی طارم­محلی در شرایط تنش شوری و افزایش طول و قطر ریشه آن و نیز افزایش وزن خشک اندام هوایی و ریشه طارم­محلی گردید که کاهش ارتفاع اندام هوایی با نتایج سایر محققان از جمله Mukarram et al., [40] مغایر است ولی افزایش سایر صفات با این نتایج همخوانی دارد. این محققان گزارش دادند که تحت تنش شوری، ارتفاع و وزن خشک گیاه بادرنجبویه کاهش یافت و نانوسیلیکون سبب افزایش این صفات بترتیب 30 تا 64 درصد و 30 تا 50 درصد گردید.

اثرات محلول نانوسیلیکون بر صفات فیزیولوژی مرحله گلدهی ارقام برنج: استفاده از محلول نانوسیلیکون میزان کلروفیل a و b، کلروفیل کل و کاروتنوئیدها را در طارم­محلی تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون در زمین شور نسبت به شاهد و شوری و در متحمل ­FL478 تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون در مقایسه با شاهد زیاد کرد. در برکت تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون محتوای کلروفیل a و b و کلروفیل کل نسبت به شوری و میزان کاروتنوئیدها در مقایسه با شاهد و شوری افزایش یافت (نمودار 3).

تحریک رشد، آنابولیسم و عملکرد گیاهان برنج کشت شده تحت تنش شوری با استفاده از نانوسیلیکون توسط Alharbi et al.,  [11] بررسی شدند. کاهش رنگیزه‌های فتوسنتزی و ویژگی‌های فیزیولوژیکی تحت تنش شوری خاک عمدتاً به دلیل تنش‌های کلروپلاست است که منجر به کاهش رشد گیاه و بهره‌وری محصول می‌شود [42]. نشان داده شد که نانو­سیلیکون بعد از محلول­پاشی، بسرعت توسط واکوئل­ها جذب می­شود و بیشتر در سیتوزول جمع می­شود. بهمین دلیل­، کاربرد نانو­سیلیکون با یکپارچگی غشا، رشد گیاه را در شرایط شوری خاک افزایش می‌دهد [25]. علاوه بر این، محلول­پاشی با نانو­سیلیکون، پتانسیل قابل توجهی برای افزایش بیوسنتز رنگیزه­های فتوسنتزی مانند کلروفیل a، کلروفیل b و کاروتنوئیدها و دیگر ویژگی­های فیزیولوژیکی، در گیاهان برنج تحت تنش شوری نشان داد  [12]. کاربرد نانوسیلیکون تاثیر مثبتی بر فسفریلاسیون اکسیداتیو، پلی­مریزاسیون پروتئین و فعالیت­های آنزیمی دارد  [11،12].

در این تحقیق، افزایش میزان کلروفیل a و b، کلروفیل کل و کاروتنوئیدها در طارم­محلی تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون با نتایج سایر محققان مانند Mukarram et al., [40] مطابقت دارد که نانوسیلیکون، در گیاهان بادرنجبویه رشد­­یافته تحت تنش شوری، محتوای کلروفیل را تا 55 درصد افزایش داد.

اثرات محلول نانوسیلیکون بر صفات بیوشیمیایی مرحله گلدهی ارقام برنج: میزان H2O2 در طارم­محلی تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون در زمین شور کاهش و در متحمل ­FL478 تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون نسبت به شاهد و شوری افزایش نشان داد و در برکت تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون در مقایسه با شاهد و شوری تقریبا برابر شد. مقدار MDA در تمامی ارقام تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون از جمله طارم­محلی در مقایسه با شاهد و شوری کاهش یافت (نمودار 4).

در یک مطالعه، Larkunthod et al., [32] دریافتند که تنش شوری باعث تجمع بیش از حد ROS­ها مانند H2O2 می‌شود که بطور فعال ماکرومولکول‌های ضروری از جمله لیپیدها و پروتئین‌های غشایی را اکسید می‌کنند که منجر به آسیب غشا، تخریب پروتئین، تغییر در متابولیسم و در نهایت مرگ سلولی می‌شود [38]. شوری سطوح بالایی از تنش را به گیاهان برنج تحمیل کرد که با افزایش دو تا سه برابری H2O2 در مقایسه با شاهد همراه بود و نانوسیلیکون بطور قابل توجهی میزان H2O2 را کاهش داد. اثرات کاهش‌دهنده نانوسیلیکون بر کاهش تولید H2O2 در گیاهان برنج تحت تنش شوری قبلاً توسط Abdel-Haliem et al., [7] گزارش شده بود. پراکسیداسیون لیپیدی، چندین محصول جانبی از جمله MDA تولید می­کند که بطور گسترده بعنوان شاخصی برای سطح پراکسیداسیون لیپید استفاده می­شود. در گیاهان برنج تحت تنش شوری MDA دو تا چهار برابر افزایش یافت اما نانوسیلیکون بطور قابل توجهی محتوای MDA را کاهش نداد. نتایج مشابهی توسط Abdel-Haliem et al., [7] گزارش شد که نانوسیلیکون منجر به کاهش حداقل MDA در گیاهان برنج تحت تنش شوری شد. در مقابل، Siddiqui et al., [52] دریافتند که نانوسیلیکون در گیاهچه کدو حلوایی (Cucurbita pepo L.) بطور موثری مقدار MDA را کاهش داد. بنابراین، اثربخشی نانوسیلیکون در اصلاح یا کاهش پارامترهای فیزیولوژیکی گیاهان تحت تنش شوری به گونه­های گیاهی، مرحله نمو و غلظت شوری بستگی دارد و روش کاربرد و غلظت نانوسیلیکون بطور موثری باعث کاهش مقدار MDA می­شود [32].

در این تحقیق، محلول نانوسیلیکون موجب کاهش H2O2  و MDA در طارم­محلی تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون گردید که با نتایج محققان دیگر مانندAlharbi et al.,  [11] همخوانی دارد که نانوسیلیکون باعث کاهش H2O2 و MDA در گیاه برنج تحت تنش شوری خاک نسبت به سایر تیمارها شد.

محتوای پرولین در تمامی ارقام تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون در زمین شور نسبت به شاهد و شوری افزایش یافت. محلول نانوسیلیکون مقدار پروتئین طارم­محلی و متحمل ­FL478 تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون را در مقایسه با شاهد و شوری افزایش و در برکت تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون نسبت به شوری کاهش داد. (نمودار 5).

تاثیر نانو­سیلیکون بر آنزیم­های فیزیو- بیوشیمیایی و آنتی­اکسیدانی برنج در شرایط خشکی توسط Raja et al., [43] بررسی شد که در برنج­های تحت تنش خشکی، تیمار با نانوسیلیکون سبب افزایش پرولین و پروتئین­های محلول گردید.

طی یک پژوهش، Larkunthod et al., [32] دریافتند که میزان پرولین در گیاهان برنج تحت تنش شوری، 12 تا 16 برابر گیاهان شاهد گردید. در پاسخ به تنش شوری، گیاهان غلظت‌های بالایی از پرولین را سنتز و انباشته می­کنند که بعنوان یک اسمولیت عالی در تنظیم اسمزی و حفظ وضعیت آب گیاه عمل می‌کند. پرولین همچنین بعنوان یک مولکول آنتی­اکسیدانی، یک کلاتور فلزی، یک مولکول علامت­دهی و یک مولکول محافظت­کننده از فعالیت آنزیم تحت شرایط تنش است [32]. پرولین نقش عمده­ای در از بین­بردن رادیکال­های آزاد تولید­شده در شرایط تنش کمبود آب دارد [43]. کاربرد نانو­سیلیکون با القای فعالیت پرولین باعث کاهش تولید ROS شد [43].

پروتئین محلول برای القای فعالیت آنزیم روبیسکو و همچنین حفظ محتوای اسمولیت در گیاهان، در شرایط کمبود آب مهم است. کاربرد سیلیکون باعث افزایش سطح پروتئین محلول می­شود [28]. همچنین Liang et al., [34] گزارش کردند که سیلیکون بطور مستقیم یا غیرمستقیم در پایداری غشا تحت شرایط تنش غیرزیستی نقش دارد. شرایط کمبود آب، محتوای پروتئین محلول را از طریق کاهش فعالیت آنزیم روبیسکو در گیاهان کاهش می­دهد [33]. استفاده از نانوسیلیکون باعث افزایش محتوای پروتئین محلول در شرایط تنش خشکی می­شود. سیلیکون بطور غیرمستقیم در پایداری غشاهای لیپیدی با کاهش تولید ROS و افزایش سطح پروتئین محلول در شرایط کمبود آب نقش دارد [43].

در مطالعه ما، محلول نانوسیلیکون محتوای پرولین و مقدار پروتئین را در طارم­محلی افزایش داد که با نتایج دیگر محققان از جمله Alam et al., [10] مطابقت دارد که نانوسیلیکون، پیامدهای مضر شوری را در گیاهان گوجه­فرنگی کاهش داد و مقدار پرولین را تا 28 درصد و غلظت پروتئین را 46 تا 69 درصد افزایش داد.

مقدار آنزیم­های SOD، CAT، POD و PPO در طارم­محلی تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون در زمین شور در مقایسه با شاهد و شوری افزایش و در متحمل ­FL478 و در برکت تیمار­شده با محلول نانوسیلیکون نسبت به شاهد و شوری کاهش یافتند (نمودار 6).

اثر نانوسیلیکون بر فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدانی توسطLarkunthod et al.,  [32] بررسی شد. یکی از مهم­ترین استراتژی­های گیاهان برای کاهش اثرات نامطلوب تنش شوری، توسعه سیستم­های آنتی­اکسیدانی آنزیمی برای از بین بردن ROS است [38]. نانوسیلیکون الگوهای متفاوتی از پاسخ‌ها را در رابطه با فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانی در ارقام مختلف برنج تحت تنش شوری نشان داد. در برنج، محتوای کمتر H2O2 در گیاهان تحت تنش شوری تیمار­شده با نانوسیلیکون در مقایسه با گیاهانی که فقط تحت تنش شوری بودند، بدلیل فعالیت بالای CAT و POD بود. همچنین Kim et al., [31] گزارش کردند که گیاهان تیمار­شده با سیلیکون از طریق کاهش تولید ROS با افزایش فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدانی (بویژه CAT) H2O2 را به H2O تبدیل کردند، مقاومت بیشتری در برابر تنش غیرزیستی نشان دادند و در نتیجه MDA و آسیب­های اکسیداتیو را کاهش دادند [32]. در گیاه جو دوسر (Avean sativa L.) فعالیت آنزیم SOD در حضور نانوسیلیکون افزایش یافت [4].

در یک پژوهش توسط Yan et al., [55] سیلیکون با کاهش سمیت یونی و محدودیت اسمزی، سبب بهبود مقاومت در برابر شوری برنج گردید که کاربرد سیلیکون فعالیت آنزیم PPO را در اندام هوایی و ریشه تحت تنش شوری، بطور قابل توجهی افزایش داد. سیلیکون در کاهش آسیب­های اکسیداتیو از طریق تنظیم آنزیم­های آنتی­اکسیدانی مانند PPO در شرایط شوری موثر بود. سیلیکون خارجی می­تواند آنزیم­های آنتی­اکسیدانی را بطور مشخص در پاسخ به اجزای یونی و اسمزی تعدیل کند. اثر سودمند سیلیکونآسیب­های اکسیداتیو به سم­زدایی یونی و حفظ وضعیت آب در ساقه و ریشه کمک می­کند. در ریشه، تثبیت غشایی ناشی از سیلیکون می­تواند جذب آب را تقویت کرده و انتقال Na+ را تنظیم کند. با این حال، در اندام هوایی برنج، سیلیکون می­تواند فتوسنتز و متابولیسم را برای بهبود رشد گیاه با تنظیم آنزیم­های آنتی­اکسیدانی و کاهش آسیب­های اکسیداتیو حفظ کند [55].

در این پژوهش، محلول نانوسیلیکون مقدار SOD، CAT ، POD و PPO را در طارم­محلی زیاد کرد که توسط نتایج سایر محققان مانند Mukarram et al., [40] تایید شد که نانوسیلیکون فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدانی SOD، CAT و POD را برای محدود کردن تجمع ROS و آسیب­های مرتبط در گیاهان بادرنجبویه رشد­­یافته تحت تنش شوری، افزایش می­دهد.

نتیجه‏­گیری

نتایج آزمایش نشان داد که محلول نانو­سیلیکون باعث کاهش ارتفاع بوته برنج طارم­محلی و افزایش طول و قطر طوقه ریشه، وزن­های خشک اندام هوایی و ریشه و نیز افزایش رنگیزه­های فتوسنتزی (کلروفیل a و b، کلروفیل کل و کاروتنوئیدها) طارم­محلی رشد­یافته در زمین­شور، نسبت به سایر ارقام، گردید. از طرفی محلول نانوسیلیکون موجب افزایش مقدار پروتئین شد که سبب تجمع پرولین و افزایش فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدانی SOD، CAT ، POD و PPO گردید و با کاهش ROS­ها از جمله H2O2 و کاهش مقدار MDA، آثار منفی شوری را بر برنج طارم­محلی کاهش داده و باعث افزایش مقاومت به شوری در گیاه برنج ­گردد. این نتایج حاکی از آن است که محلول نانوسیلیکون با کاهش ارتفاع و قوی­کردن گیاه در برابر تنش شوری و صرفه­جویی در مصرف انرژی گیاه، سبب افزایش استحکام برنج طارم­محلی گردید تا برداشت آن آسان شود.

سپاسگزاری

نگارندگان از کارکنان موسسه تحقیقات برنج کشور در استان مازندران (آمل) و شرکت پدیده شمس ایرانیان، به خاطر همکاری با اجرای این طرح، سپاسگزاری می­کنند.

 

  1. اله قلیپور م، حسینی چالشتری م، اقلیدی ا، صیادی م، صیادی م (1401). خصوصیات مهم برخی از ارقام محلی، اصلاح­شده و خارجی برنج. انتشارات نارون دانش.
  2. صداقت ن، بیابانی ع، نصیری م، فلاح ا، فتحی ن (1401). اثر روش­های آبیاری و محلول­پاشی عناصر غذایی بر عملکرد، اجزای عملکرد و صفات کیفی برنج.‎ مجله به زراعی کشاورزی. انتشارات دانشگاه تهران، 24(4): 1051- 1067. DOI: http://doi.org/10.22059/jci.2022.326144.2572
  3. عاصمه م، پوراکبر ل (1401). تاثیر سیلیکون و نانو دی­اکسید سیلیکون بر فاکتورهای رشدی، میزان اسمولیت­ها و محتوای یونی گیاه زعفران (Crocus Sativus L.) تحت تنش شوری.مجله پژوهش‌های گیاهی (مجله زیست شناسی ایران)،35(1): 31-41.‎ DOR: 20. 1001. 1. 23832592. 1401. 35. 1. 1. 5
  4. عسگری ف، مجد ا، جنوبی پ، نجفی ف (1399). اثر کوتاه مدت ذرات نانوسیلیکون بر برخی ویژگی­های بافت شناختی و فیزیولوژیکی گیاه جودوسر (Avean sativa L.) و مقایسه آن با اثر سیلیکات سدیم. مجله پژوهش‌های گیاهی (مجله زیست شناسی ایران)،33(2): 418-431.
  5. کیانی غ (1400). اصلاح و تولید برنج رقم برکت. پنجمین کنگره بین المللی توسعه کشاورزی، منابع طبیعی، محیط زیست و گردشگری ایران. https://civilica.com/doc/1275708
  6. نصیری م، خسروی و، عمواقلی طبری م، محمدیان م، رستمی م، عمرانی م (1400). مدیریت فنی تولید محصول برنج. موسسه تحقیقات برنج کشور (معاونت مازندران). نشریه 60.

 

  1. Abdel-Haliem ME, Hegazy HS, Hassan NS, Naguib DM (2017). Effect of silica ions and nano silica on rice plants under salinity stress. Ecological Engineering, 99: 282-289. DOI:10.1016/j.ecoleng.2016.11.060
  2. Aebi H (1974). Catalase. In: Bergmeyer, H.U., Ed., Methods of Enzymatic Analysis, Verlag Chemie/Academic Press Inc., Weinheim/NewYork, 673-680. http://dx.doi.org/10.1016/b978-0-12-091302-2.50032-3
  3. Ahanger MA, Tomar NS, Tittal M, Argal S, Agarwal R (2017). Plant growth under water/salt stress: ROS production; antioxidants and significance of added potassium under such conditions. Physiology and Molecular Biology of Plants, 23: 731-744. doi: 10.1007/s12298-017-0462-7
  4. Alam P, Arshad M, Al-Kheraif AA, Azzam MA, Al Balawi T (2022). Silicon nanoparticle-induced regulation of carbohydrate metabolism, photosynthesis, and ROS homeostasis in Solanum lycopersicum subjected to salinity stress. ACS omega, 7(36): 31834-31844. https://doi.org/10.1021/acsomega.2c02586
  5. Alharbi K, Osman HS, Rashwan E, Hafez EM, Omara AED (2022). Stimulating the growth, anabolism, antioxidants, and yield of rice plants grown under salt stress by combined application of bacterial inoculants and nano-silicon. Plants, 11(24): 3431. https://doi.org/10.3390/plants11243431
  6. Alharbi K, Rashwan E, Mohamed HH, Awadalla A, Omara AED, Hafez EM, Alshaal T (2022). Application of silica nanoparticles in combination with two bacterial strains improves the growth, antioxidant capacity and production of barley irrigated with saline water in salt-affected soil. Plants, 11(15): 2026.  https://doi.org/10.3390/plants11152026
  7. Almeida SLD, Morais MADS, Albuquerque JRTD, Barros Júnior AP, Simões A, Nascimento D, Fonseca KS (2019). Polyphenol oxidase and peroxidase enzyme assays in sweet potato cultivars harvested at different times. Revista Caatinga, 32(2): 537-542. DOI:10.1590/1983-21252019v32n226rc
  8. Araji S, Grammer TA, Gertzen R, Anderson SD, Mikulic-Petkovsek M, Veberic R, Phu ML, Solar A, Leslie CA, Dandekar AM, Escobar MA (2014). Novel roles for the polyphenol oxidase enzyme in secondary metabolism and the regulation of cell death in walnut. Plant physiology, 164(3): 1191-1203. doi: 10.1104/pp.113.228593
  9. Bates LE, Waldern RP Teare ID (1973). Rapid deter mination of free prolin for water stress studies. Plant and Soil, 39: 205- 207. https://doi.org/10.1007/BF00018060
  10. Bradford MM (1976). A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical biochemistry, 72(1-2): 248-254. doi: 10.1006/abio.1976.9999
  11. Cheng G, Chang TH, Qin Q, Huang H, Zhu Y (2014). Mechanical properties of silicon carbide nanowires: effect of size-dependent defect density. Nano letters, 14(2): 754-758. https://doi.org/10.1021/nl404058r
  12. Cotsaftis O, Plett D, Johnson AA, Walia H, Wilson C, Ismail AM, Close TJ, Tester M, Baumann U (2011). Root-specific transcript profiling of contrasting rice genotypes in response to salinity stress. Molecular Plant, 4(1): 25-41. doi: 10.1093/mp/ssq056
  13. Fatikhasari Z, Rachmawati D (2020). Growth and oxidative defense response to silicon application on rice (Oryza sativa L. ‘Sembada Merah’) under salinity stress. In AIP Conference Proceedings, 2260(1): 030021. AIP Publishing LLC. https://doi.org/10.1063/5.0015863
  14. Ghassemi-Golezani K, Nikpour-Rashidabad N, Zehtab-Salmasi S (2012). Physiological performance of pinto bean cultivars under salinity. International Journal of Plant, Animal and Environmental Sciences, 2: 223-228.
  15. Giannopolitis CN, Ries SK (1977). Superoxide dismutases: II. Purification and quantitative relationship with water-soluble protein in seedlings. Plant physiology, 59(2): 315-318. doi: 10.1104/pp.59.2.315
  16. Hafez EM, Osman HS, Gowayed SM, Okasha SA, Omara AED, Sami R, Abd El-Monem AM, Abd El-Razek UA (2021). Minimizing the adversely impacts of water deficit and soil salinity on maize growth and productivity in response to the application of plant growth-promoting rhizobacteria and silica nanoparticles. Agronomy, 11(4): 676. https://doi.org/10.3390/agronomy11040676
  17. Heat RL, Packer L (1968) Photoperoxidation in isolated chloroplasts: I. Kinetics and stoichiometry of fatty acid peroxidation. Archives of Biochemistry and Biophysics, 125:189-198. doi: 10.1016/0003-9861(68)90654-1
  18. Hiscox JD, Israelstam GF (1979). A method for the extraction of chlorophyll from leaf tissue without maceration. Canadian journal of botany, 57(12): 1332-1334. https://doi.org/10.1139/b79-163
  19. Ibrahim MA, Merwad ARM, Elnaka EA (2018). Rice (Oryza Sativa L.) tolerance to drought can be improved by silicon application. Communications in Soil Science and Plant Analysis, 49(8): 945-957. http://dx.doi.org/10.1080/00103624.2018.1448856
  20. Ismail LM, Soliman MI, Abd El-Aziz MH, Abdel-Aziz HM (2022). Impact of silica ions and nano silica on growth and productivity of pea plants under salinity stress. Plants, 11(4): 494. doi: 10.3390/plants11040494
  21. Kanwal H, Ashraf M, Hameed M (2013). Water relations and ionic composition in the seedlings of some newly developed and candidate cultivars of wheat (Triticum aestivum L.) under saline conditions. Pakistan Journal of Botany, 45(4): 1221-1227. http://142.54.178.187:9060/xmlui/handle/123456789/15878
  22. Karunakaran G, Suriyaprabha R, Manivasakan P, Yuvakkumar R, Rajendran V, Prabu P, Kannan N (2013). Effect of nanosilica and silicon sources on plant growth promoting rhizobacteria, soil nutrients and maize seed germination. IET nanobiotechnology, 7(3): 70-77. https://doi.org/10.1049/iet-nbt.2012.0048
  23. Khan A, Khan AL, Muneer S, Kim YH, Al-Rawahi A, Al-Harrasi A (2019). Silicon and salinity: Crosstalk in crop-mediated stress tolerance mechanisms. Frontiers in plant science, 10: 1429. https://doi.org/10.3389/fpls.2019.01429
  24. Kielkopf CL, Bauer W, Urbatsch IL (2020). Bradford assay for determining protein concentration. Cold Spring Harbor Protocols, 2020(4): pdb-prot102269. doi: 10.1101/pdb. prot102269
  25. Kim YH, Khan AL, Waqas M, Lee IJ (2017). Silicon regulates antioxidant activities of crop plants under abiotic-induced oxidative stress: a review. Frontiers in Plant Science, 8: 510. https://doi.org/10.3389/fpls.2017.00510
  26. Larkunthod P, Boonlakhorn J, Pansarakham P, Pongdontri P, Thongbai P, Theerakulpisut P (2022). Synthesis and characterization of silica nanoparticles from rice husk and their effects on physiology of rice under salt stress. Chilean journal of agricultural research, 82(3): 412-425. http://dx.doi.org/10.4067/S0718-58392022000300412
  27. Li D, Li C, Sun H, Wang W, Liu L, Zhang Y (2010). Effects of drought on soluble protein content and protective enzyme system in cotton leaves. Frontiers of Agriculture in China, 4: 56-62. DOI:10.1007/s11703-010-0102-2
  28. Liang Y, Chen QIN, Liu Q, Zhang W, Ding R (2003). Exogenous silicon (Si) increases antioxidant enzyme activity and reduces lipid peroxidation in roots of salt-stressed barley (Hordeum vulgare L.). Journal of plant physiology, 160(10): 1157-1164. https://doi.org/10.1078/0176-1617-01065
  29. Lichtenthaler FW, Immel S (1994). Cyclodextrins, cyclomannins, and cyclogalactins with five and six (1→ 4)-linked sugar units: A comparative assessment of their conformations and hydrophobicity potential profiles 1. Tetrahedron: Asymmetry, 5: 2045-2060. https://doi.org/10.1016/S0957-4166(00)86283-7
  30. Lou W, Wu L, Chen H, Ji Z, Sun Y (2012). Assessment of rice yield loss due to torrential rain: a case study of Yuhang County, Zhejiang Province, China. Natural Hazards, 60(2): 311-320. DOI: 10.1007/s11069-011-0013-4
  31. Maehly A, Chance B (1954). The assay of Catalases and peroxidases. Methods Biochemical Analysis, 1: 357-424. DOI: 10.1002/9780470110171.ch14
  32. Miller GAD, Suzuki N, Ciftci‐Yilmaz SULTAN, Mittler RON (2010). Reactive oxygen species homeostasis and signalling during drought and salinity stresses. Plant, cell & environment, 33(4): 453-467. doi: 10.1111/j.1365-3040.2009. 02041.x
  33. Monica R C, Cremonini R (2009). Nanoparticles and higher plants. Caryologia, 62(2): 161-165. https://doi.org/10.1080/00087114.2004.10589681
  34. Mukarram M, Khan MMA, Kurjak D, Lux A, Corpas FJ (2023). Silicon nanoparticles (SiNPs) restore photosynthesis and essential oil content by upgrading enzymatic antioxidant metabolism in lemongrass (Cymbopogon flexuosus) under salt stress. Frontiers in Plant Science, 14: 1116769. https://doi.org/10.3389/fpls.2023.1116769
  35. Munns R, Tester M (2008). Mechanisms of salinity tolerance. Annual Review of Plant Biology, 59: 651-681. https://doi.org/10.1146/annurev.arplant.59.032607.092911
  36. Osman HS, Rady AM, Awadalla A, Omara AED, Hafez EM (2022). Improving the antioxidants system, growth, and sugar beet quality subjected to long-term osmotic stress by phosphate solubilizing bacteria and compost tea. International Journal of Plant Production, 1-17. DOI:10.1007/s42106-021-00176-y
  37. Raja RK, Surendar KK, Ravichandran V, Kannan M, Pushpam R (2021). Influence of Nanosilica on Physio-biochemical and antioxidative enzymes in rice under drought. The Pharma Innovation Journal, 10(11): 1318-1323.
  38. Rastogi A, Tripathi DK, Yadav S, Chauhan DK, Živčák M, Ghorbanpour M, El-Sheery NI, Brestic M (2019). Application of silicon nanoparticles in agriculture. Biotech, 9(3): 90. doi: 10.1007/s13205-019-1626-7
  39. Raymond J, Rakariyatham N, Azanza JL (1993) Purification and some properties of polyphenol oxidase from sunflower seeds. Phytochemistry, 34: 927-931. https://doi.org/10.1016/S0031-9422(00)90689-7
  40. Razzaq A, Ali A, Safdar LB, Zafar MM, Rui Y, Shakeel A, Shaukat A, Ashraf M, Gong W, Yuan Y (2020). Salt stress induces physiochemical alterations in rice grain composition and quality. Journal of food science, 85(1): 14-20.  https://doi.org/10.1111/1750-3841.14983
  41. Rehman S, Abbas G, Shahid M, Saqib M, Farooq ABU, Hussain M, Murtaza B, Amjad M, Naeem MA, Farooq A (2019). Effect of salinity on cadmium tolerance, ionic homeostasis and oxidative stress responses in conocarpus exposed to cadmium stress: Implications for phytoremediation. Ecotoxicology and Environmental Safety, 171: 146-153. doi: 10.1016/j.ecoenv.2018.12.077
  42. Rizwan M, Ali S, Ibrahim M, Farid M, Adrees M, Bharwana SA, Zia-ur-Rehman M, Qayyum MF, Abbas F (2015). Mechanisms of silicon-mediated alleviation of drought and salt stress in plants: a review. Environmental Science and Pollution Research, 22: 15416-15431. doi: 10.1007/s11356-015-5305-x
  43. Saad-Allah KM, Ragab GA (2020). Sulfur nanoparticles mediated improvement of salt tolerance in wheat relates to decreasing oxidative stress and regulating metabolic activity. Physiology and Molecular Biology of Plants, 26(11): 2209-2223. doi: 10.1007/s12298-020-00899-8
  44. Salim BBM, Abou El-Yazied A, Salama YAM, Raza A, Osman HS (2021). Impact of silicon foliar application in enhancing antioxidants, growth, flowering and yield of squash plants under deficit irrigation condition. Annals of Agricultural Sciences, 66(2): 176-183. https://doi.org/10.1016/j.aoas.2021.12.003
  45. Sarkar A, Ghosh PK, Pramanik K, Mitra S, Soren T, Pandey S, Mondal MH, Maiti TK (2018). A halotolerant Enterobacter sp. displaying ACC deaminase activity promotes rice seedling growth under salt stress. Research in microbiology, 169(1): 20-32. doi: 10.1016/j.resmic.2017.08.005
  46. Siddiqui MH, Al‐Whaibi MH, Faisal M, Al Sahli AA (2014). Nano‐silicon dioxide mitigates the adverse effects of salt stress on Cucurbita pepo L. Environmental toxicology and chemistry, 33(11): 2429-2437. doi: 10.1002/etc.2697
  47. Siddiqui H, Ahmed KBM, Sami F, Hayat S (2020). Silicon nanoparticles and plants: Current knowledge and future perspectives. Sustainable Agriculture Reviews 41: Nanotechnology for Plant Growth and Development, 129-142. DOI:10.1007/978-3-030-33996-8_7
  48. Velikova V, Yordanov I, Edreva A (2000). Oxidative stress and some antioxidant systems in acid rain-treated bean plants: protective role of exogenous polyamines. Plant science, 151(1): 59-66. https://doi.org/10.1016/S0168-9452(99)00197-1
  49. Yan G, Fan X, Peng M, Yin C, Xiao Z, Liang Y (2020). Silicon improves rice salinity resistance by alleviating ionic toxicity and osmotic constraint in an organ-specific pattern. Frontiers in plant science, 11: 260. https://doi.org/10.3389/fpls.2020.00260
  50. Zaman M, Shahid SA, Heng L, Shahid SA, Zaman M, Heng L (2018). Soil salinity: Historical perspectives and a world overview of the problem. Guideline for salinity assessment, mitigation and adaptation using nuclear and related techniques, 43-53. https://doi.org/10.1007/978-3-319-96190-3
Journal of Plant Research (Iranian Journal of Biology)
Volume 37, Issue 2
Spring 2024
Pages 134-151

  • Receive Date 04 October 2023
  • Revise Date 26 November 2023
  • Accept Date 28 December 2023