The effect of mycorrhizal symbiosis on the water content and antioxidant system of licorice (Glycyrrhiza glabra L.) under water deficit stress

Document Type : Research Paper

Authors
Somayeh Mohammadi 1
Elaheh Vatankhah 2
Setareh Amanifar 3
Zohreh Toghranegar 4
1 Department of Biology, Faculty of Sciences, University of Zanjan, Iran
2 Department of Biology, Faculty of Science, University of Zanjan
3 Department of Soil Science, Faculty of Agriculture, University of Zanjan, Zanjan, Iran
4 Department of Biology, Faculty of Sciences, University of Zanjan, Zanjan, Iran
10.22034/jpr.2025.2268
Abstract
The symbiotic relationship between arbuscular mycorrhizal fungi and the roots of higher plants plays an important role in their tolerance to water stress. To investigate the effect of mycorrhizal symbiosis on water content and antioxidant system of licorice (Glycyrrhiza glabra L.) under water deficit stress, a factorial completely randomized experiment was conducted with two factors: (1) mycorrhizal inoculation with Funneliformis mosseae and without inoculation, and (2) soil moisture levels of 100% (control), 70%, and 50% of field capacity (FC). The results showed that water deficit stress decreased relative leaf water content and plant dry weight and mycorrhizal colonization improved these growth parameters. Biochemical analyses also showed that mycorrhizal symbiosis significantly decreased the contents of proline and malondialdehyde at two stress levels and phenol at FC50% level compared to non-mycorrhizal plants. The flavonoid content of mycorrhizal plants was higher than non-mycorrhizal ones at FC50% level. In addition, F. mosseae symbiosis significantly reduced the activities of ascorbate peroxidase and polyphenol oxidase in shoot and root, and peroxidase in shoot at all moisture levels in comparison with non-colonized plants. Wherease, mycorrhizal symbiosis led to a significant increase in the activities of catalase and peroxidase in root at 50% FC level, and activities of superoxide dismutase and catalase in the shoot at 70% FC level. In general, the results showed that the symbiosis of licorice with F. mosseae mitigated the detrimental effects of water deficit stress by improving plant water content and regulating the response of enzymatic and non-enzymatic antioxidant defense system.

Keywords

Subjects

اثر[A1]  هم­زیستی میکوریزی بر محتوای آبی و سیستم آنتی­اکسیدان گیاه شیرین بیان (Glycyrrhiza glabra L. ) تحت تنش کم­آبی

سمیه محمدی1، الهه وطن خواه1*، ستاره امانی‌فر2 و زهره طغرانگار1

1 ایران، زنجان، دانشگاه زنجان، دانشکده علوم، گروه زیست­شناسی

2 ایران، زنجان، دانشگاه زنجان، دانشکده کشاورزی، گروه علوم و مهندسی خاک

تاریخ دریافت:  21/10/1401         تاریخ پذیرش: 20/1/1402

چکیده

رابطه همزیستی بین قارچ­­های میکوریز آربوسکولار و ریشه­ی گیاهان عالی، یک نقش مهمی را در تحمل گیاهان به تنش آبی ایفا می­کند. بنابراین برای بررسی اثر هم­زیستی میکوریزی بر محتوای آبی و سیستم آنتی­اکسیدان گیاه شیرین بیان (Glycyrrhiza glabra L.) تحت تنش کم­آبی، آزمایشی فاکتوریل در قالب طرح کاملا تصادفی با دو فاکتور شامل (1) تلقیح شده میکوریزی با قارچ Funneliformis mosseae و بدون تلقیح و (2) سطوح کم­آبی 100% (شاهد)،70% و 50% ظرفیت‌زراعی (FC) اجرا شد. نتایج نشان داد که تنش کم‌آبی، محتوای نسبی آب برگ و وزن ­خشک گیاه را کاهش داد و همزیستی میکوریزی موجب بهبود این شاخص­های رشد گردید. بررسی‌های بیوشیمیایی نیز نشان داد همزیستی میکوریزی به­طور معنی­داری  محتوای پرولین و مالون دی­آلدهید در دو سطح تنش و  فنل در سطح FC50% را در مقایسه با گیاهان غیرمیکوریزی کاهش داد.  محتوای فلاوونوئید گیاهان میکوریزی در سطح FC50% بیشتر از گیاهان غیرمیکوریزی بود. همچنین همزیستی با قارچ F. mosseae، فعالیت­های آسکوربات پراکسیداز و پلی­فنل اکسیداز بخش هوایی و زیرزمینی و پراکسیداز بخش هوایی را در تمام سطوح رطوبتی خاک در مقایسه با گیاهان بدون تلقیح به­طور معنی­داری کاهش داد. درحالیکه همزیستی میکوریزی منجر به افزایش معنی­دار فعالیت­های کاتالاز و پراکسیداز ریشه در سطح FC50% و فعالیت­های سوپراکسید دیسموتاز و کاتالاز بخش هوایی در سطح FC70% شد. به­طور کلی نتایج نشان‌ داد که همزیستی گیاه شیرین­بیان با قارچ F. mosseae با بهبود محتوای آبی و تنظیم پاسخ سیستم دفاع آنتی­اکسیدان آنزیمی و غیرآنزیمی موجب کاهش آثار مضر تنش کم‌آبی گردید.

واژه های کلیدی: آنزیم­ها و متابولیت­های آنتی­اکسیدان، تنش کم­آبی، شیرین‌بیان، قارچ میکوریز آربوسکولار،محتوای نسبی آب برگ

* نویسنده مسؤل، پست الکترونیکی: Elahe_vatankhah@znu.ac.ir

مقدمه

 

گیاه شیرین بیان با نام علمیGlycyrrhiza glabra L. ، گیاهی چند ساله از خانواده بقولات (Fabaceae) است که به سبب دارا بودن ترکیبات دارویی و غذایی مهم در ریشه و ریزوم آن، مورد توجه صنایع دارویی، غذایی، آرایشی و حتی دخانیات در سراسر جهان قرار گرفته است. در ایران سالانه بیش از 50 هزار تن ریشه شیرین بیان برای صنایع تبدیلی مورد نیاز است (33). ماده اصلی این گونه، ترکیب ساپونین تری­ترپنوئیدی به­نام اسید گلیسیریزیک یا گلیسیریزین با شیرینی 50 تا 150 برابر ساکارز است. این گیاه کاربردهای درمانی مختلفی نیز داشته و در طب سنتی، از ریشه آن برای درمان زخم معده استفاده می­شود. در مطالعات بالینی و تجربی نیز مواردی نظیر اثرات درمانی در بیماری‌های پوستی و ریوی، نارسایی کبدی و قلبی و خواص ضدالتهابی، ضد ویروس، ضد میکروب، آنتی­اکسیدان، ضدسرطان و تقویت سیستم ایمنی برای این گیاه اثبات شده است (9 و 28). هم‌چنین عصاره شیرین بیان به‌عنوان طعم دهنده در بسیاری از انواع غذاها و نوشیدنی‌ها و یا بعنوان شیرین کننده برخی غذاها استفاده می‌شود (33).

تنش خشکی یکی از تنش­های غیرزیستی جدی و محدود ‌کننده رشد گیاه است که تولید محصول را در سراسر جهان کاهش می­دهد. تخمین زده شده است که نزدیک به یک سوم خاک­ها تحت تنش خشکی قرار می‌گیرند همچنین کشور ایران دارای آب و هوای خشک و نیمه­خشک است (44). کمبود آب که ناشی از عوامل بسیاری از جمله کاهش ظرفیت بارندگی، توزیع نامنظم باران، شدت و طول مدت خشکسالی و میزان پیشرفت تنش می‌باشد (11 و 38) بعنوان یکی از موانع مهم‌ برای رشد گیاهان چندساله محسوب می‌شود (30). تنش خشکی به‌طور معمول باعث کاهش پتانسیل آبی خاک، ایجاد کم­آبی در سلول و در نهایت منجر به مهار توسعه و تقسیم سلولی، کاهش اندازه برگ، جلوگیری از طویل شدن ساقه و تکثیر ریشه، اختلال در نوسانات روزنه­ای، آب گیاه، جذب مواد غذایی معدنی و کارایی استفاده آب می­شود (44). همچنین تنش خشکی با تولید بیش از حد انواع اکسیژن واکنش‌گر (ROS) مانند اکسیژن یکتایی، سوپراکسیدها، هیدروژن پراکسید و رادیکال­های هیدروکسیل موجب آسیب یا مرگ سلولی، دستگاه فتوسنتزی و متابولیسم طبیعی سلول می‌گردد (4). گیاهان با دارا بودن یک شبکه پاسخ پیچیده از ترکیبات و آنزیم­های آنتی­اکسیدان که سلول­های گیاهی را در برابر تولید بیش از حد ROS محافظت می­کند، شناخته می­شوند. تنش اکسیداتیو زمانی اتفاق می­افتد که سیستم دفاعی آنتی­اکسیدان تولید شده قادر به حفظ تعادل ردوکس سلولی مناسب نباشد. سیستم آنتی­اکسیدان شامل هر دو مولکول­های آنزیمی (مانند سوپراکسید دیسموتاز، آسکوربات پراکسیداز و کاتالاز ) و غیرآنزیمی (مانند آسکوربات، گلوتاتیون، فلاوونوئیدها، کاروتنوئیدها، توکوفرول­ها و پرولین) می­باشد. آنتی­اکسیدان­ها نه تنها بعنوان روبشگرهای مستقیم ROS‌، بلکه بعنوان حسگرهای مهم وضعیت ردوکس سلولی نیز عمل می­کنند که موجب راه اندازی برخی وقایع علامت­دهی برای کنترل سطوح ROS سلولی می شوند (32).

استفاده از کودهای زیستی و آلی یکی از مهمترین فعالیت­ها در کشاورزی پایدار است و در عین حال تقاضا برای کودهای معدنی را کاهش می­دهد. یکی از روش‌های اصلاح روابط آبی در گیاهان استفاده از قارچ‌های میکوریزی است (29). قارچ­های میکوریز آربوسکولار (AM) از مهم‌ترین عوامل همزیست اجباری ریشه گیاهان بشمار رفته و تقریباً با 80 درصد گونه­های گیاهی رابطه همزیستی برقرار می‌کنند. این قارچ­ها به شاخهGlomeromycota  از راسته Glomerales تعلق دارند و به‌دلیل پراکنش جهانی و نیز ارتباط گسترده آن­ها با گیاهان، از فراوان‌ترین روابط همزیستی موجود در طبیعت محسوب می­گردند (40). از مهم­ترین منافع حاصل از همزیستی قارچ­های AM با گیاهان می‌توان به افزایش مقاومت گیاهان به تنش‌های غیرزیستی نظیر خشکی و شوری اشاره نمود (21). گزارش‌های زیادی مبنی بر افزایش تحمل گیاهان به خشکی در نتیجه تلقیح با قارچ­های AM وجود دارد (4، 18و 38). سازوکارهای مطرح شده برای افزایش تحمل خشکی در نتیجه همزیستی با قارچ­های AM شامل تنظیم بهبود یافته روابط آبی گیاه، افزایش تنظیم اسمزی، افزایش سیستم دفاعی آنتی­اکسیدان و تولید مولکول­های حفاظتی می­باشند. همچنین میسیلیوم­های بیرونی موجود در خاک ممکن است خاکدانه­ها را تثبیت کنند و با افزایش رطوبت، جذب آب را بهبود ­بخشند (20). مقاومتر کردن گیاهان به تنش از طریق همزیستی با قارچ AM، اغلب در ارتباط با افزایش سطوح یا فعالیت­های آنتی­اکسیدان در گیاهان است که در تحقیقات بسیاری گزارش شده است (18، 25 و 36). اثر افزایشی تلقیح قارچ AM بر محتوای پروتئین کل، اسانس، وزن خشک و طول اندام هوایی و ریشه در گیاهان شیرین­ بیان رشد یافته تحت شرایط تنش آبی توسط Akhzari و همکاران (8) نیز گزارش شده است. همچنین Movahhed Haghighi و همکاران (33) نشان دادند تلقیح قارچ Claroiedoglomus etunicatum و تغذیه سیلیکون در گیاهان شیرین بیان در معرض کمبود آب، موجب بهبود ویژگی‌های مورفو-فیزیولوژیکی، سیستم دفاعی آنزیمی و عملکرد گیاه گردید.

با توجه ‌به بحران کم­آبی در ایران، انتخاب و کشت گیاهان مقاوم به خشکی و هم‌چنین کاربرد قارچ­های AM از استراتژی­های زیستی مهم محسوب می­شود. شیرین بیان یک گیاه دارویی چند ساله با ارزش است که معمولا در مناطقی با آب و هوای نیمه­خشک و خشک رشد می‌کند و می‌تواند شرایط سخت محیطی را تحمل نماید (28). بنابراین در این تحقیق اثر تنش خشکی و هم­چنین نقش قارچ میکوریزی Funneliformis mosseae بر شاخص وضعیت آبی گیاه (محتوای نسبی آب برگ) و تنظیم سیستم آنتی اکسیدانی آنزیمی (سوپراکسید دیسموتاز، پراکسیداز، آسکوربات پراکسیداز، کاتالاز و پلی­فنل اکسیداز) و غیرآنزیمی (پرولین، فنل، فلاوونوئید و کاروتنوئید) گیاه شیرین بیان اندازه­گیری شد و پتانسیل قارچ میکوریزی F. mosseae در القای مقاومت به تنش کم‌آبی در گیاه شیرین بیان و شناخت سازوکار مقاومت القا شده احتمالی در این گیاه بررسی گردید.

مواد و روشها

کشت و تلقیح گیاهان: این تحقیق جهت بررسی سطوح مختلف خشکی روی گیاه شیرین­بیان به‌صورت فاکتوریل در قالب طرح کاملا تصادفی با 4 تکرار در آزمایشگاه تحقیقاتی گروه زیست شناسی دانشگاه زنجان در سال 1398 انجام شد. بذرهای گیاه شیرین بیان (G. glabra L.) تهیه شده از شرکت پاکان بذراصفهان، ابتدا در اتانول 70% به‌مدت 2 دقیقه و هیپوکلریت سدیم 5/0% به‌مدت 15 دقیقه ضدعفونی و سپس با آب مقطر استریل، 3 بار شستشو داده شدند. به‌منظور غلبه بر مشکل جوانه‌زنی، بذرها به‌مدت 2 دقیقه در آب جوش نیز قرار گرفتند. خاک مورد استفاده جهت کاشت از اراضی دانشگاه زنجان با مختصات جغرافیایی 36 درجه و 40 دقیقه عرض شمالی و 48 درجه و 24 دقیقه طول شرقی، از عمق 0 تا 20 سانتی متری سطح خاک جمع‌آوری و از الک 4 میلی‌متری عبور داده شد، برخی از خصوصیات فیزیکی و شیمیایی خاک بستر شامل: بافت خاک، pH (در گل اشباع)، هدایت الکتریکی در عصاره گل اشباع  (ECe)، درصد کربن آلی (OC)، مقدار فسفر قابل جذب با عصاره‌گیر بی‌کربنات سدیم، رطوبت ظرفیت زراعی ­(FC) و درصد اشباع (SP) تعیین گردید (جدول 1). جهت کاشت، نیمی از بذرها در 8/1 کیلوگرم خاک اتوکلاوشده حاوی 50 گرم مایه تلقیح خاکی قارچ F. mosseae (با پتانسیل 20 اسپور در هر گرم مایه تلقیح حاوی اندام‌های قارچی و قطعه‌هایی از ریشه‌های کلنیزه شده و کلنیزه نشده به همراه خاک) و نیمی دیگر از بذرها در 8/1 کیلوگرم خاک اتوکلاو شده حاوی همان میزان مایه تلقیح خاکی اتوکلاو شده در گلدان‌ها کاشته شدند. همچنین، برای ایجاد یک جامعه میکروبی یکنواخت، همه گلدان‌ها 10 میلی‌لیتر عصاره فیلتر شده بدون قارچ AM از مایه تلقیح دریافت کردند. سپس در اتاق رشد تحت شرایط نوری 16 ساعت روشنایی و 8 ساعت تاریکی و دمای 2 ± 25 درجه سانتی‌گراد قرار گرفتند. گلدان‌ها هر روز وزن شده و در صورت کاهش وزن گلدان به اندازه ظرفیت زراعی اولیه با آب مقطر به‌مدت دو ماه آبیاری شدند. در این مدت هر هفته یک بار گلدان‌ها با محلول غذایی لانگ اشتون (27) تغذیه شدند. سپس گیاهچه­های شیرین بیان حاصل از جوانه­زنی بذرها بعد از دو ماه طی مرحله رویشی گیاه در معرض سطوح مختلف رطوبتی شامل سه سطح 100 (S0)، 70 (S1) و 50 (S2) درصد ظرفیت زراعی قرار گرفتند و با توزین روزانه گلدان‌ها میزان تخلیه‌ی رطوبتی خاک کنترل و در صورت نیاز گیاهان آبیاری شدند. 21 روز بعد از اعمال تنش، گیاهان برداشت شده و برخی از شاخص­های رشد، میزان ترکیبات آنتی­اکسیدان غیرآنزیمی و فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدان مورد بررسی و سنجش قرار گرفت.

 

 

جدول 1- برخی خصوصیات فیزیکی و شیمیایی خاک مورد استفاده برای کشت گلدان

بافت

pH

ECe

dS m-1

FC

%

OC

%

P

mg kg-1

K

mg kg-1

N

%

لومی شنی

8/7

62/0

14

14/1

4/5

370

114/0

:ECe قابلیت هدایت الکتریکی در عصاره گل اشباع، FC: رطوبت ظرفیت زراعی، OC: درصد کربن آلی، P: مقدار فسفر قابل جذب، K: مقدار پتاسیم قابل جذب، N: مقدار ازت قابل جذب.

 

 

اندازه گیری شاخص­های رشد: ابتدا 4 بوته‌ از هر گلدان خارج کرده پس از شتشو با آب مقطر، نمونه‌ها به‌مدت 48 ساعت داخل انکوباتور در دمای 70 درجه سانتی‌گراد خشک شدند. توزین وزن خشک هر بوته با ترازوی دیجیتالی انجام و میانگین براساس واحد گرم گزارش شد.

برای اندازه‌گیری محتوای نسبی آب برگ (RWC)، از برگ هر گیاه دیسکی با قطر 1 سانتی­متر تهیه شد و با ترازو (مدل GR200) وزن گردید (FW). سپس دیسک­ها در ظروف پتری حاوی آب مقطر به‌مدت 24 ساعت قرار داده شدند. دیسک­ها پس از این مدت از پتری خارج شده و با استفاده از کاغذ صافی خشک و دوباره وزن شدند تا وزن حالت تورژسانس (TW) کامل به‌دست ­آید. برای محاسبه وزن خشک (DW)، دیسک­های خارج شده از آب به‌مدت 24 ساعت در انکوباتور در دمای 70 درجه سانتی­گراد خشک و سپس توزین گردیدند. سپس RWC با استفاده از رابطه زیر محاسبه گردید (42).

RWC (%) = [(FW-DW)/ (TW-DW)] ×۱۰۰

اندازه­گیری مالون دی آلدهید (MDA): برای استخراج MDA  15/0 گرم بافت تر گیاهی در 5 میلی­لیتر محلول اسید تری کلرواستیک (TCA) 1/0 درصد سائیده شد سپس عصاره حاصل در دمای محیط و با سرعت g× 10000 به‌مدت 5 دقیقه سانتریفیوژ شد. برای سنجش MDA، یک میلی­لیتر از روشناور به 4 میلی­لیتر اسید تری کلرواستیک 20 درصد (W/V) حاوی 5/0 درصد (W/V) اسید تیوباربیتوریک (TBA) اضافه گردید و به‌مدت 30 دقیقه در دمای 95 درجه سانتی­گراد در بن ماری حرارت داده شد. سپس بلافاصله لوله­ها داخل یخ سرد گذاشته شد و به‌مدت 10 دقیقه در دمای 25 درجه سانتی‌گراد و با سرعت  g× 10000 سانتریفیوژ شد. جذب محلول رویی حاصل از سانتریفیوژ توسط دستگاه اسپکتروفتومتر در طول موج 532 نانومتر اندازه­گیری شد. ماده مورد نظر برای جذب در این طول موج کمپلکس قرمز (MDA-TBA) است. جذب بقیه رنگیزه­های غیراختصاصی در 600 نانومتر خوانده شد و از میزان جذب در 532 نانومتر کم شد. برای محاسبه غلظت MDA از ضریب خاموشی معادل mM-1 cm-1 ۱55 استفاده شد و در نهایت مقدار MDA براساس میکرومول بر گرم وزن تر (µmol g-1 FW) محاسبه گردید (26).

اندازه­گیری آنتی­اکسیدان­های غیرآنزیمی: پرولین: برای استخراج پرولین از بافت خشک گیاهی (1/0 گرم اندام هوایی و 05/0 گرم اندام زیرزمینی) در 10 میلی لیتر اسید سولفوسالیسیلیک 3 درصد استفاده شد. محتوای پرولین با استفاده از معرف نین‌هیدرین و منحنی استاندارد پرولین سنجش گردید (14) و بر حسب میکرومول برگرم وزن خشک (µmol g-1 DW) گزارش گردید.

فنل کل و فلاوونوئید: ۱/0 گرم از پودر بافت خشک گیاهی با 2 میلی­لیتر متانول خالص مخلوط و به‌مدت 48ساعت در دمای اتاق قرار داده شد. سپس عصاره صاف شده آن برای تبخیر متانول در مجاورت هوا قرار گرفت. بعد از حل کردن رسوب حاصل در آب مقطر یا متانول خالص، عصاره آبی و متانولی به‌ترتیب برای سنجش فنل کل و فلاوونوئید مورد استفاده قرار گرفت. محتوای فنل کل با استفاده از معرف سیوکالتو (35) بر حسب میلی­گرم اسید گالیک بر وزن خشک نمونه و محتوای فلاوونوئید با استفاده از روش کلرید آلومینیوم (15) بر حسب میلی­گرم کوئرستین بر وزن خشک نمونه گیاهی اندازه­گیری شد.

کاروتنوئید: برای استخراج کاروتنوئید از بافت تر گیاهی (1/0 گرم اندام هوایی) از10 میلی لیتر استن 80 درصد استفاده شد و با استفاده از روش Lichtenthaler و Buschmann (31) سنجش گردید.

اندازه­گیری فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدان:

استخراج عصاره آنزیمی: برای استخراج آنزیم­های آنتی­اکسیدان، مقدار 1/0 گرم از بافت تر گیاهی توسط 1 میلی­لیتر بافر استخراج (بافر فسفات 50 میلی‌مولار با 8/6=pH حاوی 1 میلی‌مولار (Na-EDTA به‌خوبی سائیده شد. سپس محلول حاصل به‌مدت 20 دقیقه با سرعت g× 13000 در دمای 4 درجه سانتی‌گراد سانتریفیوژ شد و روشناورهای حاصل تا زمان سنجش فعالیت آنزیم‌ها در فریزر با دمای 70- درجه سانتی‌گراد نگهداری شدند.

فعالیت آنزیم کاتالاز: برای سنجش فعالیت آنزیم کاتالاز (EC 1.11.1.6) از بافر فسفات 50 میلی‌مولار با 7=pH حاوی Na-EDTA  1/0 میلی‌مولار و پراکسید هیدروژن 10 میلی‌مولار استفاده گردید. سنجش فعالیت آنزیم کاتالاز بر اساس کاهش جذب آب اکسیژنه در طول موج 240 نانومتر صورت گرفت (7). برای محاسبه فعالیت آنزیم کاتالاز از ضریب خاموشی آب­اکسیژنه (mM-1 cm-1 40) استفاده شد و فعالیت آنزیم به‌صورت میلی­مول آب اکسیژنه در دقیقه در میلی‌گرم پروتئین (mmol H2O2 min-1 mg-1 protein) گزارش گردید.

فعالیت آنزیم پراکسیداز: سنجش فعالیت آنزیم پراکسیداز با استفاده از روش دو گهرمایه­ای یعنی پراکسیدهیدروژن 0017/0 مولار و فنل آمینوآنتی­پیرین 0025/0 مولار (فنل 17/0 مولار و 4- آمینوآنتی­پیرین 0025/0 مولار) صورت گرفت (39). در این روش، پراکسیدهیدروژن سریع با محلول فنل -4- آمینوآنتی­پیرین با وجود پراکسید واکنش می‌دهد و تولید ماده رنگی کوئینونیمین (Quinoneimine) می‌کند که رنگ صورتی پررنگ با جذب بیشینه در 510 نانومتر را نشان می‌دهد. فعالیت آنزیم پراکسیداز به‌صورت میکرومولار آب اکسیژنه تجزیه شده در دقیقه در میلی­گرم پروتئین (µM H2O2 min-1 mg-1 protein) گزارش گردید.

فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز: برای سنجش فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز (EC 1.11.1.11) از بافر فسفات 50 میلی‌مولار با 7=pH حاوی EDTA 1/0 میلی‌مولار و آسکوربات 5/0 میلی‌مولار و همچنین پراکسید هیدروژن 1 میلی‌مولار استفاده شد (34). برای محاسبه فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز از ضریب خاموشی mM-1 cm-1 8/2 برای آسکوربات احیا شده در طول موج 290 نانومتر استفاده شد و فعالیت آنزیم به­صورت میلی­مول آسکوربات در دقیقه در میلی‌گرم پروتئین (mmol Ascorbate min-1 mg-1 protein) گزارش گردید.

فعالیت آنزیم پلی‌فنل اکسیداز: برای سنجش آنزیم پلی‌فنل اکسیداز از بافر فسفات 2/0 مولار با 8/6=pH و پیروگالل 02/0 مولار استفاده شد. لازم به ذکر است که سنجش آنزیم پلی‌فنل اکسیداز در دمای 40 درجه سانتی‌گراد انجام شد (37). فعالیت آنزیم پلی­فنل اکسیداز به‌صورت تغییرات جذب در طول موج 430 نانومتر در دقیقه در میلی­گرم پروتئین (ΔA min-1 mg-1 protein) گزارش گردید.

فعالیت آنزیم سوپراکسید دیسموتاز: فعالیت این آنزیم بر اساس روش Giannopolitis و Ries (23) اندازه­گیری شد. در این روش، سه میلی­لیتر مخلوط واکنش که حاوی بافر فسفات 50 میلی‌مولار با 5/7=pH، متیونین 13 میلی‌مولار، نیترو بلو تترازولیوم (NBT) 75 میکرو‌مولار، ریبو فلاوین 75 میکرومولار، EDTA 1/0 میلی‌مولار و  100 میکرولیتر عصاره آنزیمی بود مورد استفاده قرار گرفت که به‌مدت 12 دقیقه در فاصله 15 سانتی‌متری از روشنایی قرار داده شد، سپس جذب آن‌ها توسط اسپکتروفتومتر در طول موج 560 نانومتر قرائت گردید. یک واحد آنزیمی برابر است با مقدار آنزیمی که احیای نوری NBT را به‌میزان 50٪ بازدارندگی کند. فعالیت این آنزیم براساس واحد آنزیمی به ازای هر میلی‌گرم پروتئین (Unit mg-1 protein) محاسبه شد.

آنالیز آماری: در این تحقیق نرمال بودن توزیع داده­ها با استفاده از آزمون لون (Levene’s Test) و مقایسة میـانگین­هـا توسط آزمـون دانکن در سطح احتمال 5 درصد انجام گرفت. محاسبه میانگین‌ها و بررسی معنی‌دار بودن اختلافات در نرم افزار SPSS نسخه 24 و رسم نمودارها با نرم افزار Excel نسخه 2016 انجام و گزارش شد.

نتایج

صفات رشدی: نتایج تجزیه واریانس نشان داد اثر قارچ میکوریزی، بر وزن خشک کل گیاه معنی دار نبود ولی اثر تنش کم­­آبی (01/0p˂)  و اثر متقابل آن‌ها  (05/0p˂)  بر میزان این شاخص معنی­دار بود. درحالیکه اثر قارچ میکوریزی، تنش کم­‌آبی و اثر متقابل آن‌ها بر RWC در سطح احتمال 1 درصد معنی­دار بود (جدول 2).

تنش کم آبی موجب کاهش معنی­دار وزن خشک کل گیاهان بدون تلقیح تنها در سطح  FC50%  در مقایسه با تیمار شاهد گردید و تلقیح با قارچ AM موجب افزایش معنی­دار وزن خشک کل گیاه  تنها در دو سطح رطوبتی بدون تنش و FC50% در مقایسه با گیاهان بدون تلقیح همان سطح گردید (شکل A1).

تنش کم‌آبی موجب کاهش معنی­دار 30 و 43 درصدی RWC گیاهان غیرمیکوریزی بترتیب در دو سطح FC70%  و FC50% گردید (شکلB1). تلقیح با قارچ AM منجر به افزایش RWC به‌میزان 8/11% و 1/12% در دو سطح تنشی متوسط و شدید در مقایسه با گیاهان غیرمیکوریزی همان سطح مربوطه گردید (شکل B1).

 

 

شکل 1- اثر متقابل قارچ و تنش کم‌آبی بر وزن خشک کل گیاه  (plant dry weight) (A)  و محتوای نسبی آب برگ  (RWC) (B). S0 ، S1 و S2 به‌ترتیب عبارتند‌از سطوح تنش کم‌آبی 100% (شاهد)، 70% و 50% ظرفیت زراعی. NM و AM به‌ترتیب عبارتند‌از گیاهان شاهد بدون تلقیح و تلقیح شده باقارچ F. mosseae. حروف یکسان بیانگر عدم اختلاف معنی‌دار در سطح احتمال 5 درصد با استفاده از آزمون دانکن می‌باشد.

 

جدول 2- تجزیه واریانس (میانگین مربعات) اثر تلقیح قارچ میکوریزی بر برخی شاخص‌های رشدی و بیوشیمیایی گیاه شیرین بیان تحت تنش خشکی

منابع تغییرات

درجه آزادی

وزن خشک کل گیاه

محتوای نسبی آب برگ

مالون دی‌آلدهید بخش هوایی

مالون دی‌آلدهید بخش زیرزمینی

پرولین بخش هوایی

پرولین بخش زیرزمینی

فنل بخش هوایی

Fungi (F)

1

003/0ns

107/130**

10-5 ×2/9**

10-5×5/5 **

455/25**

892/423**

390/1**

Stress (S)

2

007/0**

630/768**

10-4 ×5/2 **

ns 10-5×3/1

221/23**

702/63**

151/0**

F×S

2

004/0*

922/115**

10-5×2/5**

ns 10-6×8/3

189/0 ns

932/12 *

17/3**

اشتباه آزمایشی

12

001/0

223/10

10-5 × 5/4

10-6×3/5

079/0

399/2

003/0

ضریب تغییرات

-

44/12

5/6

5/10

1/12

02/6

49/7

06/2

 

ادامه جدول 2

منابع تغییرات

درجه آزادی

فنل بخش زیرزمینی

فلاونوئید بخش هوایی

فلاونوئید بخش زیرزمینی

کاروتنوئید

کاتالاز بخش هوایی

کاتالاز بخش زیرزمینی

پراکسیداز بخش هوایی

Fungi (F)

1

607/0**

040/1**

052/0**

001/0*

545/94**

369/3236**

313/313**

Stress (S)

۲

167/0**

499/11**

080/0**

010/0**

281/2559**

947/53880**

684/4*

F×S

۲

344/0**

526/1**

113/0**

001/0**

006/2242**

270/6108**

359/73**

اشتباه آزمایشی

۱۲

003/0

000327/0

000379/0

 

00014/0

55/6

556/152

120/1

ضریب تغییرات

-

5/3

57/1

8/19

78/6

68/4

60/14

27/13

 

ادامه جدول 2

منابع تغییرات

درجه آزادی

پراکسیداز بخش زیرزمینی

آسکوربات پراکسیداز بخش هوایی

آسکوربات پراکسیداز بخش زیرزمینی

پلی‌فنل اکسیداز بخش هوایی

پلی‌فنل اکسیداز بخش زیرزمینی

سوپر‌اکسید دیسموتاز بخش هوایی

سوپر‌اکسید دیسموتاز بخش زیرزمینی

Fungi (F)

1

587/0 ns

116/10**

948/25**

642/25**

224/4**

357/0**

022/0**

Stress (S)

۲

281/596**

445/30**

717/4**

521/3**

000/42**

339/0**

764/0**

F×S

۲

480/58**

857/0*

746/2**

467/3**

735/0**

094/0**

045/0**

اشتباه آزمایشی

۱۲

514/2

161/0

028/0

070/0

067/0

001/0

002/0

ضریب تغییرات

-

78/11

76/5

74/9

91/8

86/8

13

16/12

ns، * و ** به‌ترتیب عبارتند‌از غیر‌معنی‌دار و معنی‌دار در سطوح 5 و 1 درصد.

 

 

مالون دی آلدهید: نتایج تجزیه واریانس نشان داد اثر قارچ میکوریزی، تنش کم­­آبی و اثر متقابل آن‌ها بر MDA بخش هوایی در سطح احتمال 1 درصد معنی­دار بود درحالیکه تنها اثر قارچ میکوریزی بر محتوای MDA بخش زیرزمینی در سطح احتمال 1 درصد معنی­دار بود (جدول 2).

تنش کم آبی موجب افزایش معنی­­دار MDA بخش هوایی در گیاهان بدون تلقیح در دو سطح FC70% و FC50% در مقایسه با تیمار شاهد شد بطوری­که بیشترین میزان این شاخص در سطح FC70% مشاهده گردید و تلقیح با قارچ AM موجب کاهش معنی­دار MDA اندام هوایی در دو سطح تنشی در مقایسه با گیاهان غیرمیکوریزی مربوطه گردید (شکل A2). افزایش MDA بخش زیرزمینی در گیاهان غیرمیکوریزی طی تنش خشکی و کاهش محتوای آن با تلقیح قارچ معنی­دار نبود (شکل B2).

 

 

شکل 2- اثر متقابل قارچ و تنش کم‌آبی بر میزان MDA (مالون‌دی آلدهید) بخش هوایی (A)  و بخش زیرزمینی (B). S0 ، S1 و S2 به‌ترتیب عبارتند‌از سطوح تنش کم‌آبی 100% (شاهد)، %70 و 50% ظرفیت زراعی. NM و AM به‌ترتیب عبارتند‌از گیاهان شاهد بدون تلقیح و تلقیح شده باقارچ F. mosseae. حروف یکسان بیانگر عدم اختلاف معنی‌دار در سطح احتمال 5 درصد با استفاده از آزمون دانکن می‌باشد.

 

 

آنتی­اکسیدان­های غیرآنزیمی: نتایج تجزیه واریانس نشان داد اثر قارچ میکوریزی، تنش کم­­آبی و اثر متقابل آن‌ها بر محتوای فنل و فلاوونوئید بخش هوایی و زیرزمینی، پرولین بخش زیرزمینی و کاروتنوئید در سطوح احتمال 1 و 5 درصد معنی­دار بود درحالیکه تنها اثر قارچ و همچنین خشکی بر پرولین بخش هوایی معنی­دار بود (01/0p˂) (جدول 2).

پرولین: میزان پرولین بخش هوایی در گیاهان غیرمیکوریزی طی تنش کم‌آبی بطور معنی­داری افزایش یافت درحالیکه محتوای پرولین بخش زیرزمینی تنها در سطح تنشی FC50% در مقایسه با شاهد رطوبتی ­بطور معنی­داری افزایش یافت و در سطح تنشی  FC70% تغییر معنی­داری را ایجاد نکرد (شکل A, B3). تلقیح با قارچ F. mosseae موجب کاهش معنی­دار پرولین بخش هوایی و زیرزمینی در تمام سطوح رطوبتی در مقایسه با گیاهان غیرمیکوریزی مربوطه گردید (شکل A, B3).

 

شکل 3- اثر متقابل قارچ و تنش کم‌آبی بر میزان پرولین بخش هوایی (A) و بخش زیرزمینی (B). S0 ، S1 و S2 به‌ترتیب عبارتند‌از سطوح تنش کم‌آبی 100% (شاهد)، %70 و 50% ظرفیت زراعی. NM و AM به‌ترتیب عبارتند‌از گیاهان شاهد بدون تلقیح و تلقیح شده باقارچ F. mosseae. حروف یکسان بیانگر عدم اختلاف معنی‌دار در سطح احتمال 5 درصد با استفاده از آزمون دانکن می‌باشد.

 

 

فنل و فلاوونوئید: میزان فنل بخش هوایی طی تنش خشکی به­طور معنی­داری افزایش یافت برعکس در بخش زیرزمینی، محتوای این شاخص در دو سطح تنشی بطور معنی­داری کاهش نشان داد. تلقیح با قارچ AM موجب کاهش معنی­دار فنل بخش هوایی و زیرزمینی در سطح  FC50% در مقایسه با گیاهان غیرمیکوریزی مربوطه گردید (جدول 3) درحالیکه افزایش معنی­دار محتوای فلاوونوئید بخش هوایی و زیرزمینی در چنین سطح تنش با تلقیح قارچ مشاهده شد. همچنین برعکس فنل، محتوای فلاوونوئید در بخش هوایی گیاهان غیرمیکوریزی با تنش خشکی به‌طور معنی­دار کاهش یافت (جدول 3).

کاروتنوئید: تنش خشکی موجب کاهش معنی­دار میزان کاروتنوئید گیاهان غیرمیکوریزی در دو سطح تنش در مقایسه با شاهد خشکی گردید و تلقیح با قارچ تغییر معنی­داری را در سطوح تنشی در مقایسه با شاهد بدون تلقیح مربوطه ایجاد نکرد و تنها در سطح شاهد خشکی، میزان کاروتنوئید را بطور معنی­داری کاهش داد (جدول 3).

 

 

جدول 3- اثر متقابل قارچ و تنش کم‌آبی بر میزان فنل، فلاوونوئید و کاروتنوئید گیاه شیرین بیان تحت تنش کم­آبی

کاروتنوئید

(mg g-1 FW)

فلاونوئید بخش زیرزمینی

(mg g-1 DW)

فلاونوئید بخش هوایی

(mg g-1 DW)

فنل بخش زیرزمینی

(mg g-1 DW)

فنل بخش هوایی

(mg g-1 DW)

سطوح کم آبی

سطوح قارچ

24/0±136/0a

26/0±002/0bc

54/3±009/0a

85/1±027/0a

79/1±004/0f

S0

 

NM

 

14/0±078/0d

65/0±024/0a

56/0±013/0c

73/1±027/0b

43/2±047/0d

S1

16/0±004/0c

18/0±005/0d

09/0±005/0f

69/1±036/0b

95/2±051/0b

S2

20/0±015/0b

26/0±002/0bc

96/1±007/0b

95/0±034/0d

91/3±002/0a

S0

 

AM

15/0±014/0cd

23/0±011/0c

27/0±002/0e

74/1±046/0b

71/2±006/0c

S1

15/0±020/0cd

28/0±006/0b

50/0±018/0d

48/1±004/0c

21/2±040/0e

S2

حروف لاتین غیر مشابه در هر ستون بیانگر تفاوت معنی‌دار می‌باشد (آزمون دانکن، 05/0 > p) ). S0 ، S1 و S2 به‌ترتیب عبارتند‌از سطوح تنش کم‌آبی 100% (شاهد)، %70 و 50% ظرفیت زراعی. NM  و AM به‌ترتیب عبارتند ‌از گیاهان شاهد بدون تلقیح و تلقیح شده باقارچ F. mosseae.

 

 

آنتی­اکسیدان­های آنزیمی: نتایج تجزیه واریانس فعالیت­های آنزیم­های آنتی­اکسیدان نشان داد اثر قارچ میکوریزی، تنش خشکی و اثر متقابل آن‌ها بر فعالیت آنزیم­های کاتالاز، آسکوربات پراکسیداز، پلی‌فنل اکسیداز و سوپراکسید دیسموتاز بخش هوایی و زیرزمینی و پراکسیداز بخش هوایی در سطوح احتمال 1 و 5 درصد معنی­دار بود درحالیکه تنها اثر خشکی و اثر متقابل قارچ و خشکی بر فعالیت آنزیم پراکسیداز بخش زیرزمینی در سطح احتمال 1 درصد معنی­دار بود (جدول 2).

آنزیم کاتالاز: تنش کم‌آبی در گیاهان بدون تلقیح بطور معنی­داری ابتدا باعث کاهش فعالیت آنزیم کاتالاز بخش هوایی و زیرزمینی در سطح FC70% و سپس افزایش آن در سطح FC50% در مقایسه با تیمار شاهد شد (جدول 4). تلقیح با قارچ AM موجب افزایش معنی­دار فعالیت آنزیم کاتالاز بخش هوایی در سطوح شاهد و تنش متوسط و کاهش معنی­دار آن در سطح تنش شدید در مقایسه با گیاهان بدون تلقیح مربوطه گردید. بر عکس بخش هوایی، کاهش معنی­دار فعالیت آنزیم کاتالاز بخش زیرزمینی در سطح شاهد و افزایش معنی­دار آن در سطح FC50% مشاهده گردید و تغییر معنی­داری تحت تأثیر قارچ میکوریزی در سطح تنش متوسط ایجاد نگردید (جدول 4).

پراکسیداز: تغییرات فعالیت آنزیم پراکسیداز بخش زیرزمینی طی تنش خشکی مشابه با روند تغییرات آنزیم کاتالاز و آسکوربات پراکسیداز بود در حالیکه افزایش معنی­دار فعالیت آنزیم پراکسیداز بخش هوایی گیاهان بدون تلقیح با قارچ در دو سطح تنش در مقایسه با شاهد مشاهده شد (جدول 4). تلقیح با قارچ AM  موجب کاهش معنی­دار فعالیت آنزیم پراکسیداز بخش هوایی در تمام سطوح رطوبتی گردید بطوریکه این کاهش در سطح FC60-70% قابل توجه و در مقایسه با گیاهان غیرمیکوریزی همان سطح، حدود 95 درصد کمتر بود درحالیکه در بخش زیرزمینی، افزایش فعالیت آنزیم در دو سطح تنش مشاهده گردید که تنها در سطح تنش شدید معنی­دار بود (جدول 4).

آسکوربات پراکسیداز: مشابه آنزیم کاتالاز، تنش کم‌آبی در گیاهان غیرمیکوریزی ابتدا موجب کاهش معنی­دار فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز بخش هوایی و زیرزمینی در سطح تنش متوسط و سپس افزایش معنی­دار فعالیت این آنزیم در سطح تنش شدید در مقایسه با سطح شاهد رطوبتی گردید (جدول 4). تلقیح با F. mosseae موجب کاهش معنی­دار فعالیت آنزیم آسکوربات پراکسیداز بخش هوایی و زیرزمینی در تمام سطوح رطوبتی گردید اما این کاهش در بخش زیرزمینی بیشتر از بخش هوایی بود (جدول 4).

پلی‌فنل اکسیداز: تنش کم‌آبی در گیاهان بدون تلقیح باعث کاهش معنی­دار فعالیت آنزیم پلی‌فنل اکسیداز بخش هوایی و زیرزمینی در سطح FC70% و افزایش معنی­دار فعالیت این آنزیم تنها در بخش زیرزمینی در سطح FC50% شد. تلقیح با قارچAM  موجب کاهش فعالیت آنزیم پلی­فنل اکسیداز بخش هوایی و زیرزمینی در تمام سطوح رطوبتی گردید که این کاهش تنها در بخش زیرزمینی در سطح FC70%  از نظر آماری معنی‌دار نبود (جدول 4).

سوپراکسید دیسموتاز: تنش کم‌آبی در گیاهان بدون تلقیح باعث کاهش قابل توجه فعالیت آنزیم سوپراکسید دیسموتاز بخش هوایی در سطوح  FC70% و FC50% نسبت به شاهد بدون تنش شد، البته تغییرات فعالیت آنزیم بین دو سطح تنش معنی­دار نبود، درحالیکه در بخش زیرزمینی، افزایش معنی­دار فعالیت این آنزیم در سطح FC70% و سپس کاهش معنی­دار آن در سطح FC50% مشاهده شد (جدول 4). تلقیح با قارچAM  موجب افزایش 3/2 و 50 برابر فعالیت آنزیم بخش هوایی بترتیب در سطح شاهد و FC70% در مقایسه با گیاهان بدون تلقیح همان سطح گردید درحالیکه در بخش زیرزمینی، کاهش معنی­دار فعالیت آنزیم  با تلقیح قارچی تنها در سطح FC60-70% مشاهده گردید (جدول 4).

 

 

جدول 4- اثر متقابل قارچ و تنش کم‌آبی بر فعالیت آنزیم‌های آنتی­اکسیدان بخش هوایی و زیرزمینی گیاه شیرین بیان تحت تنش کم‌آبی

ns، * و ** به ترتیب عبارتند از غیر معنی‌دار و معنی‌دار در سطوح 5 و 1 درصد. حروف لاتین غیر مشابه در هر ستون بیانگر تفاوت معنی‌دار می‌باشد (آزمون دانکن، 05/0 > p) ). S0 ، S1 و S2 به‌ترتیب عبارتند‌از سطوح تنش کم‌آبی 100% (شاهد)، %70 و 50% ظرفیت زراعی. NM  و AM به‌ترتیب عبارتند‌از گیاهان شاهد بدون تلقیح و تلقیح شده باقارچ F. mosseae.

 

 

بحث و نتیجه­گیری

تنش خشکی یک مشکل جهانی است که رشد و عملکرد گیاهان را کاهش می­دهد. در این تحقیق کاهش صفات رشدی مانند وزن خشک کل گیاه و RWC برگ طی تنش خشکی مشاهده شد که همسو با نتایج محققان دیگر است (5 و 22). کاهش توده زیستی تحت تنش خشکی می­تواند به‌دلیل بسته شدن روزنه­ها، افزایش آنزیم‌های تجزیه­کننده، تخریب پروتئین و کلروفیل و نیز کاهش شاخص سطح برگ باشد که میزان فتوسنتز را کاهش می­دهد (12 و 19). در این تحقیق بهبود صفات رشدی در نتیجه تلقیح گیاه شیرین­بیان با قارچ F. mosseae به‎ویژه در سطح تنش شدید مشاهده گردید که موافق با نتایج گزارش شده در گیاهان کاسنی (Cichorium intybus) (38) و کنجد (Sesamum indicum L.) (22) بود. افزایش توده زیستی تحت تأثیر قارچ AM ممکن است در ارتباط با اثر میکوریز بر بهبود جذب P و مواد غذایی دیگر توسط گیاه (5) باشد. همچنین Zhang و همکاران (45)، بیان بیشتر ژن­های آکواپورین در برگ‌های گیاه پرتقال سه برگی (Poncirus trifoliate L. Raf) تلقیح­یافته با قارچ F. mosseae را گزارش کردند که نشان می­دهد آکوآپورین­ها نه تنها دروازه­های مهم کنترل کننده نفوذپذیری آب هستند بلکه برخی از آن‌ها بعنوان کانال­های CO2 در مزوفیل برگ­ها عمل می­کنند که با میزان نسبتا بالای فتوسنتز مرتبط می‌باشند. همچنین هیف­های خارجی قارچ­های AM بطور مستقیم در جذب آب مشارکت دارند و منجر به بهبود وضعیت آبی گیاهان AM در مقایسه با گیاهان NM در شرایط تنش خشکی می­گردند (4).

اکسیداسیون لیپیدهای غشایی (MDA) نشانگر تولید کنترل نشده رادیکال­های آزاد و تنش اکسیداتیو می­باشد (38). نتایج این تحقیق افزایش میزان MDA طی تنش خشکی و کاهش میزان آن را در نتیجه همزیستی با قارچ AM نشان داد که همسو با نتایج محققان دیگر در گیاهان مختلف می­باشد (6، 10 و 22). میزان کمتر MDA در گیاهان میکوریزی نشان می­دهد قارچ­های میکوریزی با فعال­سازی سیستم آنتی­اکسیدان در متابولیسم ROS درگیر می­شوند (39). همچنین Abbaspour و همکاران (4) گزارش کردند که گیاهان میکوریزی، آسیب اکسیداتیو کمتری را تحت شرایط تنش خشکی نشان می‌دهند، بطوری که هیف­های قارچی بعنوان سازوکار ممانعت­کننده از خشکی با جذب مستقیم آب و انتقال آن به گیاه میزبان در نهایت منجر به کاهش تولید و انباشتگی ROS در گیاهان می­شوند.

در این تحقیق، افزایش محتوای پرولین اندام هوایی و زیرزمینی طی تنش خشکی مشاهده شد. این اسمولیت علاوه بر تنظیم اسمزی، بعنوان ذخیره کربن و نیتروژن و فعال سازی پاسخ­های دفاعی گیاه منجر به افزایش تحمل گیاهان به تنش می گردد (13). نتایج این تحقیق کاهش میزان پرولین در گیاهان میکوریزی در مقایسه با گیاهان غیرمیکوریزی را نشان داد که موافق با نتایج محققان دیگر است (2، 4، 7 و 41). بنظر می­رسد گیاهان میکوریزی با میزان پایین پرولین، کمتر تحت تأثیر تنش خشکی قرار می­گیرند بنابراین میزان پرولین می­تواند بعنوان نشانگر آسیب تنش خشکی درنظر گرفته شود. همچنین ممکن است قارچ­های AM تحت شرایط خشکی بیوسنتز پرولین را کاهش و/یا تجزیه پرولین را افزایش دهند (43).

افزایش یا کاهش محتوای ترکیبات فنلی تحت تنش­های محیطی از جمله خشکی توسط محققان متعددی گزارش شده است (4، 10 و 42). در این تحقیق نیز افزایش محتوای فنل بخش هوایی و کاهش محتوای فلاوونوئید بخش هوایی و فنل بخش زیرزمینی با تنش خشکی مشاهده گردید اما در بخش زیرزمینی، محتوای فلاوونوئید بسته به سطح تنش تغییراتی را نشان داد. بنابراین بنظر می­رسد علاوه بر گونه­گیاهی، سطح تنش و اندام گیاهی از فاکتورهای مهم تأثیرگذار در رابطه با محتوای ترکیبات فنلی باشند (10).

همسو با نتایج این تحقیق، افزایش محتوای فنل با قارچ AM در سطح شاهد و تنش متوسط در تحقیق انجام شده توسط Amiri و همکاران (10) گزارش گردید. همچنین همزیستی با قارچ میکوریزی Rhizophagus intraradices، محتوای فلاوونوئید را در سطح شاهد و تنش شدید در گیاه چمن غاز (Eleusine coracana) افزایش داد در حالیکه موجب افزایش معنی‌دار محتوای فنل کل در سطح شاهد و تنش متوسط گردید (42). در این تحقیق نیز قارچ F. mosseae با افزایش محتوای فلاوونوئید تحت تنش شدید، ظرفیت آنتی­اکسیدانی گیاهان شیرین­بیان و در نتیجه مقابله با تنش خشکی را افزایش داد. برخی از مطالعات در شیشه نشان داده است که فلاوونوئیدها می­توانند مستقیما انواع ROSها مانند سوپراکسید، پراکسید هیدروژن، رادیکال هیدروکسیل، اکسیژن یکتایی یا رادیکال پراکسید را روبشگری نمایند (33) که پیشنهاد می­کند فلاوونوئیدها علاوه بر عملکرد آنها بعنوان فیلتر UV و تنظیم کننده نمو، ممکن است با سازوکارهای کلی حفاظتی سلول­ها از آسیب اکسایشی نیز در ارتباط باشند (16).

افزایش میزان کاروتنوئید در نتیجه تلقیح با قارچ AM توسط برخی از محققان گزارش شده است (21 و 39) اما در این تحقیق همزیستی با قارچ اثر معنی­داری را بر میزان کاروتنوئید در سطوح تنشی نداشت. بنظر می­رسد اثر قارچ­های میکوریز بر محتوای متابولیت­های ثانوی مانند کاروتنوئید به گونه گیاهی هم بستگی داشته باشد.

آنزیم­های آنتی­اکسیدان نقش مهمی را در ایجاد مقاومت گیاهان به تنش­های محیطی از جمله خشکی ایفا می­کنند (25، 38 و 41). در این تحقیق نیز افزایش معنی­دار فعالیت­ آنزیم­های کاتالاز، آسکوربات پراکسیداز و پلی‌فنل اکسیداز بخش هوایی و زیرزمینی و پراکسیداز بخش هوایی در سطح تنش شدید و آنزیم سوپراکسید دیسموتاز بخش زیرزمینی در سطح تنش متوسط و پراکسیداز بخش هوایی در دو سطح تنش مشاهده گردید. همچنین موافق با نتایج این تحقیق، بیشترین فعالیت آنزیم­های کاتالاز، آسکوربات پراکسیداز و پلی­فنل اکسیداز در سطح تنش شدید خشکی توسط Tyagi و همکاران (41) در گیاه E. coracana و Gholinezhad و همکاران (22) در گیاه S. indicum L. گزارش شده است. تمام آنزیم­های آنتی­اکسیدان در یک وضعیت متوالی شرکت می‌کنند بطوریکه سوپراکسید دیسموتاز بعنوان اولین خط دفاعی در برابر هر تنش محیطی از طریق دیسموتاسیون رادیکال سوپراکسید به پراکسید هیدروژن عمل می‌نماید. سپس پراکسید هیدروژن توسط دیگر آنزیم‌های آنتی­اکسیدان مانند کاتالاز، آسکوربات پراکسیداز و پراکسیداز تجزیه می‌شود (17 و 24) که همسو با نتایج این تحقیق است.

کاهش آسیب اکسایشی میانجی­گری شده با ROSها طی تنش خشکی با افزایش فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدان در نتیجه همزیستی با قارچ­های AM در گونه­های مختلف گیاهی گزارش شده است (22، 38 و 41). در این پژوهش نیز تلقیح با قارچ AM موجب افزایش معنی­دار فعالیت­های آنزیم­های کاتالاز (6/59 درصدی یا 6/1 برابری) و پراکسیداز (2/25 درصدی یا 25/1 برابری) بخش زیرزمینی در سطح تنش شدید و سوپراکسید دیسموتاز (3600 درصدی یا 37 برابری) و کاتالاز (3/77 درصدی یا 8/1 برابری) بخش هوایی در سطح تنش متوسط گردید. همسو با نتایج این تحقیق، افزایش فعالیت آنزیم­های کاتالاز و سوپراکسید دیسموتاز و همچنین افزایش بیان نسبی سوپراکسید دیسموتاز و پراکسیداز در گیاهان تلقیح یافته P. trifoliata در مقایسه با گیاهان بدون تلقیح تحت تنش خشکی توسط He و همکاران (25) گزارش گردید. همسو با نتایج این تحقیق، Amiri و همکاران (10)، اثر موثر تلقیح با قارچ بر فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدان گیاه شمعدانی معطر (Pelargonium graveolens (L.) Herit) را در سطح تنش متوسط خشکی گزارش کردند. Abbaspour و همکاران (4) عدم معنی­­داری فعالیت آنزیم کاتالاز را در گیاهان تلقیح­یافته و بدون تلقیح پسته (Pistacia vera L.) در سطح شاهد و تنش خشکی نشان دادند. به­نظر می­رسد فعالیت سیستم آنتی­اکسیدان آنزیمی به گونه گیاهی و همچنین سطح تنش بستگی داشته باشد. با توجه به نتایج این تحقیق احتمال می‌رود تلقیح با قارچ AM بیشتر از طریق افزایش فعالیت آنزیم کاتالاز موجب کاهش و تجزیه H2O2 در گیاهان تلقیح یافته می­گردد تا آسکوربات پراکسیداز و پراکسیداز؛ درحالیکه کاهش فعالیت آنزیم­های آسکوربات پراکسیداز و پلی­فنل اکسیداز گیاهان شیرین­­بیان در نتیجه تلقیح قارچی مشاهده گردید. برخی از محققان مطرح کردند کاربرد کودهای زیستی (قارچ­های میکوریز و باکتری­ها) از طریق تأمین متعادل عناصر غذایی (نیتروژن و فسفر) و انرژی کافی برای رشد و بقای گیاه موجب کاهش شدت تنش و در نتیجه کاهش فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدانی می­گردد (1 و 3). در این تحقیق، قارچ­ میکوریزی با تعادل بین آنزیم­های آنتی­اکسیدان و توزیع آن‌ها در بافت­ها و اندام­های گیاهی توانست نقش مهمی را در کاهش آسیب اکسایشی و تحمل گیاه شیرین بیان به تنش خشکی داشته باشد.

در مجموع، نتایج این تحقیق نشان داد قارچ میکوریزی F. mosseae می‌تواند اثر مضر تنش خشکی شدید را کاهش داده و رشد گیاه را با کاهش محتوای MDA و نفوذپذیری غشا بهبود بخشد. علاوه بر این میکوریزا می­تواند آسیب اکسیداتیو به گیاهان را بطور عمده با حفظ محتوای آب بالاتر و کاهش تجمع ROS در شرایط تنش خشکی شدید کاهش دهد که ممکن است با تجمع کمتر آنتی­اکسیدان­های آنزیمی در اندام هوایی مرتبط باشد.

سپاسگزاری

نویسندگان از دانشگاه زنجان وگروه زیست شناسی این دانشگاه به‌دلیل حمایت مالی و فراهم نمودن امکانات لازم در انجام این کار پژوهشی سپاسگزاری می‌کنند.

1- پارسا، م.، کمائی، ر. و یوسفی، ب. 1401. تأثیر کودهای زیستی و شیمیایی بر ویژگی­های فیزیولوژیکی و فعالیت چند آنزیم آنتی­اکسیدانتی گیاه نعناع فلفلی (Mentha piperita) در شرایط تنش کم­آبی. مجله پژوهش­های گیاهی (زیست­شناسی ایران)، جلد 35، شماره 4، صفحه 881-866. DOR: https://dorl.net/dor/20.1001.1.23832592.1401.35.4.12.2
2- پورفرید، آ.، پاکدین پاریزی، ع.، قربانی نصرآبادی، ر. و رحیمیان، ح. 1401. تأثیر همزیستی با قارچ میکوریز گلوموس موسه­آ (Glomus mosseae) بر ویژگی­های فیزیولوژیکی دو رقم گیاه برنج در شرایط کم­آبی. مجله پژوهش­های گیاهی (زیست­شناسی ایران)، جلد 35، شماره 3، صفحه 677-664. https://dorl.net/dor/20.1001.1.23832592.1401.35.3.13.1
3- علیخانی، س. و محمودی زرندی، م. 1398. اثر مایه­زنی توأم قارچ اندومیکوریز و باکتریهای ریزوبیوم ملیلوتی و سودوموناس آئروژینوزا بر گیاه یونجه (Medicago sativa) در شرایط تنش آبی. مجله پژوهش­های گیاهی (زیست­شناسی ایران)، جلد 32، شماره 1، صفحه 166-155. https://dorl.net/dor/20.1001.1.23832592.1398.32.1.7.0
 
4-      Abbaspour H, Saeidi-Sar S, Afshari H, Abdel-Wahhab MA (2012). Tolerance of mycorrhiza infected Pistachio (Pistacia vera L.) seedling to drought stress under glasshouse conditions. J. Plant Physiol. 169: 704-709. https://doi.org/10.1016/j.jplph.2012.01.014
5-      Abdel-Salam E, Alatar A, El-Sheikh MA (2018). Inoculation with arbuscular mycorrhizal fungi alleviates harmful effects of drought stress on damask rose. Saudi J. Biol. Sci. 25: 1772-1780. https://doi.org/10.1016/j.sjbs.2017.10.015
6-      Abdollahi Arpanahi A, Feizian M, Mehdipourian G, Namdar Khojas D (2020). Arbuscular mycorrhizal fungi inoculation improve essential oil and physiological parameters and nutritional values of Thymus daenensis Celak and Thymus vulgaris L. under normal and drought stress conditions. Eur. J. Soil Biol. 100: 103217. https://doi.org/10.1016/j.ejsobi.2020.103217
7-      Aebi H (1984). Catalase in vitro. Methods Enzymol. 105: 121-6. https://doi.org/10.1016/s0076-6879(84)05016-3
8-      Akhzari D (2015) Response of Glycyrrhiza glabra L. to arbuscular mycorrhizal fungi and water stress. J. Essent. Oil Bear. Pl. 18:4: 992-1002. https://doi.org/10.1080/0972060X.2014.890085
9-      Amani M, Sotudeh-Gharebagh R, Mostaoufi N, Motahhari Kashani HA (2005). Optimal exteraction of glycyrrhetinic acid from licorice root. J. Technol. 3: 376-580.
10-   Amiri R, Nikbakht A, Etemadi N (2015). Alleviation of drought stress on rose geranium [Pelargonium graveolens (L.) Herit.]  in terms of antioxidant activity and secondary metabolites by mycorrhizal inoculation. Sci. Hortic. 197: 373–380. https://doi.org/10.1016/j.scienta.2015.09.062
11-   Asante F, Guodaar L, Saasi Arimiyaw S (2021). Climate change and variability awareness and livelihood adaptive strategies among smallholder farmers in semi-arid northern Ghana. Environ Dev. 39: 100629. https://doi.org/10.1016/j.envdev.2021.100629
12-   Aien A (2013). Effect of eliminating of irrigation at different growth stages on seed yield and some agronomic traits of two sesame genotypes. Seed Plant. Prod. J. 29: 67–79. https://doi.org/10.22092/sppj.2017.110500
13-   Bandurska H (2022). Drought stress responses: coping strategy and resistance. Plants (Basel) 11(7): 922. https://doi.org/10.3390/plants11070922
14-   Bates LS, Waldern RP, Teare ID (1973). Rapid determination of free proline for water stress studies. Plant Soil 39: 205-207. https://doi.org/10.1007/BF00018060
15-   Chang C, Yang M, Wen H, Chern J (2002). Estimation of total flavonoid content in Propolis by two complementary colorimetric methods. J. Food Drug Anal. 10: 178-182. https://doi.org/10.38212/2224-6614.2748
16-   Di Ferdinando M, Brunetti C, Fini A, Tattini M (2012). Flavonoids as antioxidants in plants under abiotic stresses. In: Ahmad P, Prasad M (eds) Abiotic Stress Responses in Plants. Springer, New York, pp 159-179.
17-   Esfandiari E, Shakiba MR, Mahboob SA, Alyari H, Shahabivand S (2008). The effect of water stress on the antioxidant content, protective enzyme activities, proline content and lipid peroxidation in wheat seedling. Pak. J. Biol. Sci. 11: 1916–1922. https://doi.org/10.3923/ pjbs.2008.1916.1922
18-   Fattahi M, Mohammadkhani A, Shiran B, Baninasab B, Ravash R, Gogorcena Y (2021). Beneficial effect of mycorrhiza on nutritional uptake and oxidative balance in Pistachio (Pistacia spp.) root stocks submitted to drought and salinity stress. Sci. Hortic. 281: 109937. https://doi.org/10.1016/j.scienta.2021.109937
19-   Fayyaz F, Talebi R (2009). Determining the relationship between yield and some yield components of chickpea using pass analysis. Iran. J. Field. Crops Res. 7: 135–141.
20-   Fusconi A, Berta G (2012). Environmental stress and role of arbuscular mycorrhizal symbiosis. In: Ahmad P, Prasad MNV (eds.) Abiotic stress response in plants, metabolism, productivity and sustainability. Springer, New York, pp 197-214.
21-   Gai JP, Christie P, Feng G, Li XL (2006). Twenty years of research on community composition and species distribution of arbuscular mycorrhizal fungi in China: a review. Mycorrhiza 16: 229-239. https://doi.org/10.1007/s00572-005-0023-8
22-   Gholinezhad E, Darvishzadeh R, Siavash Moghaddam S, Popović-Djordjević J (2020). Effect of mycorrhizal inoculation in reducing water stress in sesame (Sesamum indicum L.): The assessment of agrobiochemical traits and enzymatic antioxidant activity. Agric. Water Manag. 238: 106234. https://doi.org/10.1016/j.agwat.2020.106234
23-   Giannopolitis CN, Ries SK (1997). Superoxide dismutase: II. Purification and qualtitative relationship with water soluble protein in seedlings. Plant Physiol. 59: 315-318. https://doi.org/10.1104/pp.59.2.315
24-   Gong M, Tang M, Chen H, Zhang Q, Feng X (2013). Effects of two Glomus species on the growth and physiological performance of Sophora davidii seedlings under water stress. New For. 44: 399-408. https://doi.org/10.1007/s11056-012-9349-1
25-   He JD, Zou YN, Wu QS, Kuča K (2020). Mycorrhizas enhance drought tolerance of trifoliate orange by enhancing activities and gene expression of antioxidant enzymes. Sci. Hortic. 262: 108745. https://doi.org/10.1016/j.scienta.2019.108745
26-   Heath RL, Packer L (1968). Photoperoxidatin in isolated chloroplasts: I. Kinetics and stochiometry of fatty acid peroxidation. Arch. Biochem. Biophys. 125: 189-198. https://doi.org/10.1016/0003-9861(68)90654-1
27-   Hewitt EJ (1966). Sand and water culture methods used in the study of plant nutrition. Technical communication No. 22. Commonwealth Agricultural Bureau. Commonwealth Bureau of Horticulture and Plantation Crops. Maidstone, England.
28-   Hosseini MS, Ebrahimi M, Abadía J, Kadkhodaei S, Amirian R (2022). Growth, phytochemical parameters and glycyrrhizin production in licorice (Glycyrrhiza glabra L.) grown in the field with saline water irrigation. Ind. Crops Prod. 177: 114444. https://doi.org/10.1016/j.indcrop.2021.114444
29-   Keshavarz Y, Alizadeh O, Sharfzadeh S, Zare M, Bazrafshan F (2020). The effect of biological fertilizer and salicylic acid on the physiological and biological characteristics of corn under drought stress. Eurasia. J. Biosci. 14: 1603-1612.
30-   Kour D, Rana KL, Yadav AN, Yadav N, Kumar M, Kumar V, Vyas P, Dhaliwal HS, Saxena AK (2020). Microbial biofertilizers: Bioresources and eco-friendly technologies for agricultural and environmental sustainability. Biocatal. Agric. Biotechnol. 23:101487. https://doi.org/10.1016/j.bcab.2019.101487
31-   Lichtenthaler HK, Buschmann C (2001). Chlorophylls and carotenoids: measurement and characterization by UV-VIS spectroscopy. Curr. Protoc. Food Anal. unit F4. 3.1-F4. 3.8. 1-8. https://doi.org/10.1002/0471142913.faf0403s01
32-   Michalak, A., 2006. Phenolic compounds and their antioxidant activity in plants growing under heavy metal stress. Pol. J. Environ. Stud. 15: 523–530.
33-   Movahhed Haghighi T, Saharkhiz MJ (2022). Mycorrhizal colonization and silicon nutrition mitigates drought stress in Licorice (Glycyrrhiza glabra L.) with morphophysiological and biochemical perspectives. Ind. Crops Prod. 178: 114650. https://doi.org/10.1016/j.indcrop.2022.114650
34-   Nakano Y, Asada K (1987). Purification of ascorbate peroxidase in spinach chloroplasts; its inactivation in ascorbate-depleted medium and reactivation by monodehydroascorbate radical. Plant Cell Physiol. 28:131–40. https://doi.org/10.1093/oxfordjournals.pcp.a077268
35-   Pourmorad F, Hosseinimehr S J, Shahabimaid N (2006). Antioxidant activity, phenol and flavonoid contents of some selected Iranian medicinal plants. Afr. J. Biotechnol. 5: 1142-1145.
36-   Rapparini F, Peñuelas J (2014). Mycorrhizal fungi to alleviate drought stress on plant growth. In: Miransari M (ed) Use of microbes for the alleviation of soil stresses, Volume 1, Springer, New York, pp: 21-42.
37-   Raymond J, Rakariyatham N, Azanza JL (1993). Purification and some properties of polyphenoloxidase from sunflower seeds.  Phytochem. 34: 927-931. https://doi.org/10.1016/S0031-9422(00)90689-7
38-   Safahani Langeroodi AL, Adewale Osipitan O, Radicetti E, Mancinelli R (2020). To what extent arbuscular mycorrhiza can protect chicory (Cichorium intybus L.) against drought stress. Sci. Hortic. 263: 109109. https://doi.org/10.1016/j.scienta.2019.109109
39-   Sariri R, Sajedi R, Jafarian V (2006). Inhibition of horseradish peroxidase activity by thiol type inhibitors. J.  Mol. Liq. 123:20-23. https://doi.org/10.1016/j.molliq.2005.05.004
40-   Schalamuk S, Velazquez S, Chidichimo H, Cabello M (2006). Fungal spore diversity of arbuscular mycorrhizal fungi associated with spring wheat: effects of tillage. Mycologia 98(1): 16-22. https://doi.org/10.3852/mycologia.98.1.16
41-   Tyagi J, Varma A, Pudake RN (2017). Evaluation of comparative effects of arbuscular mycorrhiza (Rhizophagus intraradices) and endophyte (Piriformospora indica) association with finger millet (Eleusine coracana) under drought stress. Eur. J. Soil Biol. 81: 1-10. https://doi.org/10.1016/j.ejsobi.2017.05.007
42-   Weatherley P (1950). Studies in the water relations of the cotton plant. New Phytol. 49(1): 81-97. http://www.jstor.org/stable/2428690
43-   Wu QS, Srivastava AK, Zou YN (2013). AMF-induced tolerance to drought stress in citrus: a review. Sci Hortic 164:77–87. https://doi.org/10.1016/j.scienta.2013.09.010
44-   Wu QS, Zou YN (2017). Arbuscular mycorrhizal fungi and tolerance of drought stress in plants. In: Wu QS (ed) Arbuscular mycorrhizas and stress tolerance of plants, Springer, Singapore, pp. 25-41.
45-   Zhang F, Zou YN, Wu OS, Kuča K (2020). Arbuscular mycorrhizas modulate root polyamine metabolism to enhance drought tolerance of trifoliate orange. Environ. Exp. Bot. 171: 103926. https://doi.org/10.1016/j.envexpbot.2019.103926
Journal of Plant Research (Iranian Journal of Biology)
Volume 37, Issue 4
Winter 2025
Pages 486-497

  • Receive Date 10 January 2023
  • Revise Date 01 April 2023
  • Accept Date 09 April 2023