Journal of Plant Research (Iranian Journal of Biology)

The effects of depth and primary density on the pigments, agar yield and fatty acids component of Gracilariopsis persica cultivation on desalination pools in Qeshm Island

Document Type : Research Paper

Authors

1 urmia University

2 Qeshms Payame Noor University

Abstract

The exploitation of Gracilaria macro algae for agar extraction has increased significantly in recent decades. Also in recent years seaweeds increasingly considered to search the new drugs and have been shown as a primary source of biomaterials and bioactive natural compounds. The purpose of this study is to investigate the effect 0f depth of cultivation and density of Gracilariopsis persica algae on the agar extraction, phycobiliproteins and chlorophyll a pigments and the biochemical composition of lipids fatty acids from red seaweed Gp.persics in gheshm Island concrete pond. Seedlings cultured on polyethylene threads with primary storage weight (100g and 200g density) at two depths (1m and 2m depth) ,considering three replication for each treatment during 45 days. The results of this study showed that the amount of pigments and agar increases with increasing depth and decreasing light intensity. The maximum agar yield was obtained at 2m depth and at this depth the maximum gel strength was 673 g cm-2. The amount of lipid was low it didn’t change much studied in two depth (p

Keywords

اثر عمق کشت و تراکم اولیه بر میزان رنگیزه­ها، محصول آگار و ترکیب اسیدهای چرب جلبک Gracilariopsis persica کشت شده در استخرهای آب شیرین کن جزیره قشم

سمیه صالحی1، لطیفه پوراکبر1* و فاطمه عیدی قلعه قاضی2

1 ایران، ارومیه، دانشگاه ارومیه، دانشکده علوم، گروه زیست شناسی

2 ایران، بندرعباس، دانشگاه پیام نور بندرعباس

تاریخ دریافت: 19/12/1397          تاریخ پذیرش: 11/2/1398

چکیده

بهره­برداری از جلبک­های قرمز جنس  Gracilariaبرای استخراج آگار بطور چشمگیری در دهه­های اخیر افزایش یافته است، همچنین جلبک دریایی در سال­های اخیر بطور فزاینده­ای برای داروهای جدید مورد توجه قرار گرفته و به عنوان دسته­ای از ترکیبات فعال زیستی طبیعی و بیومتریال نشان داده شده است. هدف از این مطالعه، بررسی تاثیر عمق کشت و تراکم جلبک Gracilariopsis. persica کشت شده در استخر بتونی جزیره قشم بر استخراج آگار، رنگیزه­های فیکوبیلی­پروتئینی و کلروفیل a وترکیب بیوشیمیایی اسیدهای چرب بود. نشاء­ها جلبک Gp. persica روی رشته طناب­های پلی­اتیلین با وزن ذخیره اولیه 100 گرم و 200 گرم بر متر در دو عمق یک متری و دو متری به مدت 45 روز قرار گرفتند که برای هر تیمار 3 تکرار در نظر گرفته شد. نتایج این مطالعه نشان داد میزان رنگیزه­ها و محصول آگار افزایش یافت. بیشترین میزان رنگیزه کلروفیل a (44/0 میلی­گرم بر گرم وزن تر)، فیکواریترین و فیکوسیانین (به ترتیب 62/6 و 19/2 میلی­گرم بر گرم وزن تر) در عمق 2 متری و تراکم 200 گرمی مشاهده شد. بیشترین میزان محصول آگار در عمق 2 متری (34/12 درصد وزن خشک) بدست آمد و در این عمق بیشترین قدرت ژل 637 گرم بر سانتی­متر مربع بود. میزان چربی بدست آمده از این گونه کم بود و در دو عمق بررسی شده مقدار آن تغییر نکرد (05/0P<). طبق نتایج حاصل عمق کشت و تراکم اثر معنی­داری بر مقدار اسیدهای چرب نشان نداد. مقدار اسیدهای چرب اشباع (SFA)، اسیدهای چرب غیر­اشباع با یک پیوند دو گانه (MUFA) و اسیدهای چرب غیر­اشباع با چند پیوند دو گانه (PUFA) به ترتیب 58/38، 65/18، 29/44 درصد از کل اسیدهای چرب بدست آمد و بیشترین اسید چرب موجود در این آزمایش مربوط به یک محصول با ارزش به نام اسید آراشیدونیک (C20:4n-6) تشخیص داده شد و بعد از آن اسیدهای چرب پالمتیک (C16:0) و اسید پالمیتوئیک (C16:1) با مقادیر 40/ 25 و 22/10 درصد بود.

واژه­های کلیدی: عمق، آگار، اسیدهای چرب،Gracilariopsis persica

* نویسنده مسئول، تلفن: 09144400987، پست الکترونیکی: l.pourakbar@urmia.ac.ir

مقدمه

 

جلبک دریایی بعنوان یک قسمت اصلی از رژیم غذایی است که از زمان­های ما­قبل تاریخ در ژاپن، چین و کره استفاده می­شد. اگر چه استفاده از جلبک­های دریایی در غذاهای غربی کمتر مرسوم است، علاقه مجدد در کشورهای غربی در استفاده از جلبک­های دریایی به عنوان سبزیجات دریایی وجود دارد (16). بنظر می­رسد جلبک­های دریایی نقش مهمی را بعنوان غذاهای فراسودمند داشته، از این­رو آن­ها علاوه بر عنوان مواد مغذی مزیت­های فیزیولوژیکی مثل ضد­فشار خون، پاد اکساینده یا ضد­التهاب را تامین می­کنند (28، 24، 58). مواد غذایی فراسودمند را می­توان بعنوان غذای تولید کننده با یک اثر سودمند در یک یا چند کارکرد فیزیولوژیکی تعیین کرد، علاوه بر این، انواع جدیدی از محصولات بدست آمده از غذاهای فراسودمند اغلب بعنوان مواد غذایی اشاره می­شود که به تازگی توسعه داده شده و بطور گسترده به بازار عرضه شده است. این محصولات معمولاً بعنوان مکمل­های غذایی و بصورت قرص به بازار عرضه شده و می­تواند مزایای مهم سلامت را فراهم کند (28، 44، 55).

جلبک­های دریایی یکی از غنی­ترین و امیدوار کننده­ترین منابع اولیه ترکیبات فعال زیستی و متابولیت­های ثانویه هستند (13) و کشف آن­ها در سه دهه گذشته به میزان قابل توجهی گسترش یافته است (37). در جلبک­ها ترکیبات متنوعی مانند کاروتنوئیدها، ترپنوئیدها، گزانتوفیل­ها، کلروفیل، ویتامین، اسیدهای چرب اشباع و غیر اشباع، آلکالوئید، ترکیبات هالوژنه و پلی­ساکاریدهایی مانند آگار، کاراژنین، پروتوگلیکان­ها، آلژینات، لامینارین، سولفات رامنان و گالاکتوزیل گلیسرول سنتز می­شود (22، 39، 9). در حال حاضر جلبک­ها، حدود 9 درصد از ترکیبات زیست پزشکی بدست آمده از دریا را بیان می­کنند (19). ترکیبات با فعالیت ضد­میکروبی، ضد­ویروسی، ضد­قارچی و ضد­باکتری در جلبک­های سبز، قرمز و قهوه­ای شناسایی شده است (37).

شاخه جلبک­های قرمز بیشترین تنوع را در نواحی گرمسیری دارند. بنابراین درجه حرارت فاکتور اصلی در کنترل پراکنش و تنوع جلبک­های قرمز محسوب می­گردد. برخی از جنس­های جلبک­های قرمز آگاروفیت (جلبک تولید کننده آگار) هستند که از آن­ها می­توان Gelidium، Gracilaria و Pterocladiella را نام برد (39). آگار بعنوان یک ماده غذایی در آسیا است که از قرن­ها پیش مورد استفاده قرار گرفته است. کیفیت فوق­العاده آن بعنوان غلظت، ثبات و عامل ژل، آن را به یک عنصر ضروری برای تولید محصولات غذایی فرآوری شده مهیا ساخته است. علاوه بر این، ویژگی­های اشباع و تحمل، آن را به یک عنصر فیبر آیده­آل در تهیه محصولات کم کالری مواد غذایی تبدیل کرده است (2). حدود 80 درصد از آگار در دنیا برای برنامه­های غذایی مصرف می­گردد، 20 درصد باقیمانده برای پلیت­های باکتریولوژیک و دیگر مصارف بیوتکنولوژی استفاده می­شود. آگار بعنوان GRAS (عموماً بعنوان یک محصول ایمن به رسمیت شناخته شده) توسط ایالات متحده آمریکا از طرف معاونت غذا و دارو طبقه­بندی گردیده و حداکثر میزان استفاده مربوط به برنامه خاص تعیین شده است (39). آگار در محیط کشت جامد برای باکتری­ها، ریز جلبک­ها، قارچ­ها و کشت بافت مورد استفاده قرار می­گیرد. همچنین از آن برای بدست آوردن آنتی­بادی­های مونوکلونال، اینترفرون، استروئیدها و آلکالوئیدها استفاده می­شود (41).

جلبک­های قرمز بیشتر در محیط­های دریایی زندگی می­کنند. رنگ قرمز این جلبک­ها به دلیل حضور دو رنگدانه فیکوبیلین به نام­های فیکواریترین و فیکوسیانین می­باشد. جلبک­های قرمز از نظر نوع کلروفیل فاقد کلروفیل b بوده و دارای کلروفیل a و رنگدانه­های ویژه قرمز و آبی می­باشند (12).

جلبک­های دریایی خصوصیات اکوفیزیولوژریکی مختلف را در پاسخ به تغییرات عمق در طی رشد نشان می­دهند (53). مطالعه در جلبک Gracilaria birdiae  نشان می­دهد که این جلبک محیط­ها با میزان نور متوسط را ترجیح می­دهد با این حال تغییرات در عمق باعث کاهش رشد جلبک بدلیل کاهش میزان نور می­شود (38). Yang و همکاران نیز (56) تغییرات رشد جلبک با تغییرات عمق کشت را نشان داده­اند و تاکید کرده­اند که عمق محیط کشت یک فاکتور مهم در بهره­برداری از گراسیلاریا است. از طرف دیگر نشان داده شده است که جلبک Gracilaria lemaneiformis در پاسخ به کاهش نور در اثر افزایش عمق محتوای رنگیزه­های فتوسنتزی (کلروفیل a و فیکواریترین) را افزایش می­دهد. این افزایش جلبک را به جذب بیشتر نور برای فتوسنتز قادر می­سازد (55).

ماکرو­آلگ­ها سرشار از اسیدهای چرب غیر­اشباع (PUFAs) که اهمیت زیادی برای متابولیسم بدن انسان دارند، می باشند. اجزای عمده آن­ها از فسفولیپد غشای سلولی­اند (7). این اسیدها پیش­ساز در بیوسنتز پروستاگلاندین­ها، ترومباکسان­ها و دیگر ایکوزانوئیدها هستند که به عنوان تنظیم کننده زیستی مهم بسیاری از فرآیندهای سلولی­اند (50).

گراسیلاریوپسیس از جلبک­های قرمز بوده و دارای پراکنش جهانی است (44). Grevill در سال 1830 این جنس را نام­گذاری کرده است که در آن زمان تنها دارای چهار گونه بوده است از آن زمان به بعد با گزارش­های جدید از مناطق متنوع تعداد گونه­ها به 169 گونه رسیده است. در طی مطالعاتی که در سواحل جنوبی ایران صورت گرفته است این گونه از سواحل خلیج فارس شناسایی شده و به نام Gracilariopsis persica معرفی شده است (49).

کشت موفق جلبک در استخرها عمدتاً به غلظت مواد مغذی و انواع کشت بستگی دارد با این حال مطالعه کمی در مورد اثر تراکم و عمق کشت در توسعه و بهره برداری از ماکروآلگ­ها در محیط وجود دارد. بنابراین در راستای بررسی این رابطه و بهینه سازی شرایط کشت هدف از این مطالعه بررسی اثر تراکم و عمق کشت جلبک Gp. persica بر میزان استخراج محصول آگار، رنگیزه­های فیکوبیلی­پروتئین، کلروفیل a، محتویات چربی و ترکیبات اسید چرب بود.

مواد و روشها

نحوه نمونه­برداری جلبک Gp. persica : به منظور کشت و پرورش جلبک مورد آزمایش، در هنگام جزر کامل در تاریخ 25 آبان نشاهای جلبک از رویش­گاه طبیعی سورو بندرعباس تهیه شد. در رویش کمربندی جلبک Gp. persica سه ترانسکت به صورت موازی با ساحل انتخاب شد. نمونه­برداری توسط پرتاب کوادرات 50×50 سانتی متری با 5 تکرار به صورت تصادفی انجام گرفت. تال­های جلبک موجود در هر کوادرات از ناحیه اتصال به بستر ماسه­ای با استفاده از کاردک جدا شدند. نمونه­ها در لابه لای الیاف کنفی مرطوب (الیاف کنفی که با آب دریا مرطوب شده بود) در چند لایه متوالی قرار داده و بوسیله یخدان یونولیتی به آزمایشگاه منتقل شد (26).

کشت در استخر بتونی کانال آب شیرین­کن جزیره قشم (″E12. 45 ′16 ᵒ56 وN ″23. 12 ′56 ᵒ26( انجام شد. کانال­های بتونی به مساحت 450 متر مکعب و عمق 5/2 متر که جریان آب در ساعاتی از روز متحرک است تشکیل شده بودند. دوره کشت و پرورش به مدت 45 روز از اوایل اردیبهشت تا اواخر خرداد سال 1392 انجام گرفت.

در این کشت از روش مونولاین، با استفاده از یک سری رشته طناب­های پلی­اتیلن به ضخامت 10 سانتی­متر که به عنوان بستر کشت جلبک است انجام گرفت. تال­های جلبک به طول 15 سانتی متر در دو دسته 10 گرمی و 20 گرمی در فواصل 15 سانتی­متری در 2 متر طناب کشت داده شد. دو تراکم 100 گرم و 200 گرم نشاء جلبک روی طناب­ها ذخیره سازی شد. طناب­ها به صورت افقی در دو عمق مختلف 1 متر و 2 متر ارتفاع از سطح آزاد آب به تکیه­گاه سیمانی مستقر در دو طرف کانال بسته شد. برای هر یک از متغیرهای عمق و تراکم سه تکرار در نظر گرفته شد. عملیات پایش(تکان دادن موجی لاین­ها جهت حذف گل و لای) بصورت روزانه انجام گرفت.

اندازه­گیری رنگیزه­های فیکوبیلی­پروتئین: برای اندازه­گیری رنگیزه­های فیکوبیلی­پروتئین­ها (فیکواریترین RPE و فیکو سیانین RPC) از روش Beer and Eshel  (3) استفاده شد. 1 گرم از زی­توده جلبک ساییده شده با هاون چینی در 1/0 مولار بافرفسفات (8/6pH ) حل شد و در دمای °C4 به مدت 12 ساعت نگه داشته شد. عصاره حاصل به مدت 20 دقیقه در 7000 دور در دقیقه سانتریفوژ شد، سپس جذب محلول رویی هر یک از نمونه­های سانتریفوژ شده و جذب در طول موج­های 564، 592 و 445 برای اندازه­گیری میزان فیکواریترین و طول موج­های 618، 645 و 592 نانومتر برای اندازه­گیری میزان فیکوسیانین توسط اسپکتروفتومتر APPEL مدل PD-303UV ساخت ژاپن قرائت شد و با توجه به فرمول زیر  محاسبه شد (3):

RPE= [(A564 - A592) - (A455-A592) 0.20] 0.12

RPC= [A618 - A645) - (A592-A645) 0.15] 0.15

اندازه­گیری رنگیزه­های کلروفیل: غلظت کلروفیل a با توجه به روش Porra و همکاران (42) برآورد شد. برای اندازه­گیری کلروفیل a، 1 گرم از جلبک ساییده شده در متانول 10 میلی­لیتر به مدت 12 ساعت در دمای °C4 نگه داشته شد. عصاره حاصل به مدت 5 دقیقه در 7000 دور در دقیقه سانتریفوژ شد، سپس جذب محلول رویی هر یک از نمونه­های سانتریفوژ شده توسط اسپکتروفتومتر APPEL مدل PD-303UV ساخت ژاپن در طول موج­های 663 و 652 نانومتر قرائت و با توجه به فرمول زیر (3) محاسبه شد.

Chla = 14.21 A663 – 9.55 A652

استخراج و محصول آگار: جلبک­های پرورش داده شده پس از پایان دوره پرورش از آب شور خارج گردید. جلبک­ها با آب معمولی شستشو و برای مدت 12 ساعت در آب شیرین قرار داده تا شوری خود را از دست بدهند. پس از سه مرحله شستشو، به منظور رنگ زدایی و خشک شدن در زیر آفتاب قرار داده شد. پس از خشک شدن کامل جلبک­ها، مقدار 100 گرم از نمونه خشک شده توزین و درون محلول (NaOH) 2 تا 6 درصد، در دمایC ˚90 به مدت 5/1 ساعت در بن ماری قرار داده شد. پس از سپری شدن زمان فوق­الذکر جلبک­ها از سود سوز­آور خارج شده با آب معمولی شستشو گردید. برای خنثی کردن سود باقیمانده در بافت جلبک­ها از اسید کلریدریک 1 نرمال استفاده شد. در ادامه جلبک­های مذکور را در دمای 120 درجه کلوین به مدت 20 دقیقه در اتوکلاو حرارت داده و پس از طی زمان فوق، جلبک­ها را فیلتر کرده و محلول ژل آگار بدست آمد. محلول ژل آگار در درون تشتک ته گود برای مدتی در دمای اتاق به حالت سکون قرار داده شد تا سرد گردد و به صورت ژل بسته در آید. پس از برش زدن ژل حاصله به منظور آب­گیری، در فریزر با دمای C˚8- به مدت 24 ساعت قرار داده شد. پس از 24 ساعت، ظرف حاوی ژل از فریزر خارج و در دمای اتاق قرار گرفت تا از حالت انجماد خارج گردد. سپس نمونه حاصل توسط صافی آبکشی شده تا ژل خالص حاصل گردد. در ادامه ژل خالص را در دمای 55-60 درجه سانتی گراد در آون قرار داده، پس از خشک شدن عمل آسیاب ورقه­های آگار انجام گرفته و پودر آگار بدست آمد. سپس پودر به دست آمده با ترازوی دیجیتالیAND با دقت 1/0 ساخت ژاپن توزین شد

اندازه­گیری قدرت ژل آگار: برای اندازه گیری قدرت ژل از روش Villanueva و همکاران (52) استفاده شد. محلول 5/1% آگار تهیه شد و به مدت 24 ساعت در دمای اتاق قرار گرفت. سپس میزان قدرت ژل توسط دستگاه  Marine Colloids Gel Testerمدل GT-1 ساخت آمریکا بر حسب گرم بر سانتی­متر مربع سنجیده شد.

استخراج چربی: برای آنالیز و استخراج چربی از نمونه جلبک­های خشک شده از هر تیمار استفاده شد. درصد چربی با استفاده از روش استاندارد A.O.A.C (1) به شماره 019/14 اندازه­گیری شد. 2 گرم از نمونه جلبک خشک و پودر شده در بن ماری با محلول اسیدی شامل 5/12 میلی لیتر اسید کلریدریک غلیظ و 5/5 میلی لیتر آب مقطر حرارت داده، پس از هضم اسیدی بوسیله مخلوط دو حلال اتر اتیلیک و اتر­دو­پترول به حجم­های مساوی سه بار استخراج گردید به طوری که ماده اولیه پس از یکنواخت شدن در مجاورت این حلال قرار گرفته و در نتیجه کلیه چربی نمونه حل شده وتوزین گردید.

آماده­سازی متیل استرهای اسید چرب: مقدار 100 میلی­گرم از چربی استخراج شده را در لوله در­دار با 5 میلی­لیتر حلال هگزان نرمال حل نموده و سپس مقدار 2/0 میلی­لیتر از سدیم متوکساید 2 مولار به لوله اضافه گردید و در آن بسته شد. محتویات لوله به شدت با مخلوط کن گردآبی به مدت 1 دقیقه مخلوط گردید، بعد از 5 دقیقه مقدار 5/0 گرم از پودر سدیم ئیدروژن به لوله اضافه و دوباره مخلوط شد. لوله­های آزمایش حاوی نمونه در سانتریفوژ قرار داده و به مدت 3 دقیقه در درجه حرارت اتاق سانتریفوژ شد (18).

اندازه­گیری ترکیب اسیدهای چرب با استفاده از روش کروماتوگرافی گازی: حدود 1 میکرولیتر از نمونه متیله شده را به دستگاه کروماتوگرافی گازی GC تزریق نموده و مکان هر یک از اسیدهای چرب را بر اساس زمان بازداری (RT) آن­ها در نمونه استاندارد شناسایی کرده و به صورت گرم در 100 گرم چربی نمونه بیان گردید. استرها به ترتیب افزایش تعداد اتم­های کربن و ترتیب افزایش تعداد پیوندهای دوگانه به ازای تعداد اتم­های کربن مشخص (n) از ستون خارج شدند. نتایج اسیدهای چرب به صورت درصد هر اسید چرب با توجه به کل اسیدهای چرب بیان گردید. در این تحقیق از دستگاه کروماتوگرافی گازی مدل واریان 3400 ساخت آمریکا با ستون 23DB موئین و ابعاد ستون با طول 60 متر و قطر خارجی و داخلی به ترتیب mm 32/0 و mm 25/0 بود استفاده شد. گاز حامل ازت، شناساگر از نوع F.I.D، درجه حرارت شناساگر 240 درجه سانتی­گراد و درجه حرارت محل تزریق 220 درجه سانتی­گراد بود. دمای ستون درC ˚80 به مدت 2 دقیقه نگهداری سپس با سرعت 5 درجه در دقیقه به 170 درجه سانتی­گراد رسانده در آنجا نیز 2 دقیقه نگه داشته شد در نهایت با سرعت 5 درجه در دقیقه به 220 درجه سانتی­گراد رسانیده و در آنجا نیز به مدت 5 دقیقه نگه داشته شد. با توجه به منحنی بدست آمده اسیدهای چرب موجود در نمونه شناسایی و تعیین مقدار گردید.

آنالیز آماری: برای تحلیل آماری از نرم افزار SPSS نسخه 19و آنالیز واریانس ANOVA دو سویه استفاده شد وبرای گروه­بندی از آزمون توکی چند دامنه­ای در سطح احتمال آماری P<0.05 استفاده گردید. نمودارها نیز با استفاده از نرم افزار EXCEL سری 2010 رسم شدند.

نتایج

میزان فیکواریترین و فیکوسیانین: نتایج حاصل از میزان فیکواریترین و فیکوسیانین در شکل 1 نشان داده شده است. طبق نتایج حاصل میزان فیکواریترین و فیکوسیانین در جلبک­های کشت شده در عمق 2 متری نسبت به عمق 1 متری افزایش معنی­دار یافت. در صورتی­که در دو تراکم 100 و 200 گرم در میزان فیکواریترین و فیکوسیانین تفاوتی مشاهده نگردید. طبق بررسی نتایج بیشترین میزان فیکواریترین و فیکوسیانین در تراکم 200 گرم در عمق 2 متری مشاهده شد. میزان فیکواریترین در دو تراکم 100 و 200 گرم در عمق 2 متری به ترتیب به میزان 46/51 و 44/68% نسبت به عمق 1 متری افزایش یافت (شکل A2). این افزایش در فیکوسیانین به ترتیب 11/111 و 46/123% بود (شکل B1).

میزان کلروفیل a : نتایج حاصل از میزان کلروفیل a در شکل A2 نشان داده شده است. طبق نتایج حاصل میزان کلروفیل a در جلبک­های کشت شده در عمق 2 متری نسبت به 1 متری افزایش معنی­دار در سطح 5 درصد یافت در صورتی­که تراکم تاثیری بر میزان کلروفیل a نشان نداد. طبق بررسی نتایج بیشترین میزان کلروفیل a در تراکم 200 گرم در عمق 2 متری حاصل شد. میزان کلروفیل a در دو تراکم 100 و 200 گرم در عمق 2 متری به ترتیب به میزان 88/103 و 55/95% نسبت به عمق 1 متری افزایش یافت (شکل A2).

 

B
 

A
 

شکل 1- میزان فیکواریترین (A) و فیکوسیانین (B) در جلبک Gp. persica در متغیرهای مختلف عمق (1 و 2 متری) و تراکم (100 و 200 گرمی). هر ستون نماینده میانگین 3 تکرار و بارهای عمودی نشانگر انحراف معیار است. حروف متفاوت نشانه تفاوت معنی­دار بین تیمارها است (05/0>P).

 

میزان استخراج محصول آگار: نتایج حاصل از میزان آگار استخراج شده در شکل B2 نشان داده شده است. درصد آگار بدست آمده در این مطالعه در پایان دوره پرورش به ازاء هر 100 گرم وزن خشک جلبک Gp. persica بین 3/8 تا 34/12 درصد بود. طبق نتایج حاصل میزان آگار در جلبک­های کشت شده در عمق 2 متری نسبت به عمق 1 متری افزایش معنی­دار در سطح 5 درصد یافت این در حالی است که تراکم تاثیری بر میزان آگار نشان نداد. طبق بررسی نتایج بیشترین میزان آگار در تراکم 200 گرم در عمق 2 متری حاصل شد. میزان آگار در دو تراکم 100 و 200 گرم در عمق 2 متری به ترتیب به میزان 79/22 و 34/34% نسبت به عمق 1 متری افزایش یافت (شکل B2).

 

B
 

A
 

شکل 2- میزان کلروفیل a (A) و آگار (B) در جلبک Gp. persica در متغیرهای مختلف عمق (1 و 2 متری) و تراکم (100 و 200 گرمی). هر ستون نماینده میانگین 3 تکرار و بارهای عمودی نشانگر انحراف معیار است. حروف متفاوت نشانه تفاوت معنی­دار بین تیمارها است (05/0>P).

 

قدرت ژل آگار: نتایج حاصل از قدرت ژل آگار در شکل A3 نشان داده شده است. طبق نتایج حاصل میزان قدرت ژل آگار در جلبک­های کشت شده در عمق 2 متری نسبت به 1 متری افزایش و با افزایش تراکم میزان آن کاهش معنی­دار در سطح 5 درصد یافت. طبق بررسی نتایج بیشترین میزان قدرت ژل آگار در تراکم 100 گرم در عمق 2 متری حاصل شد. میزان قدرت ژل آگار در دو تراکم 100 و 200 گرم در عمق 2 متری به ترتیب به میزان 39/673 و 34/601 گرم بر سانتی­متر مربع بود. میزان قدرت ژل آگار در دو تراکم 100 و 200 گرم در عمق 1 متری به ترتیب 21/623 و 56/561 گرم بر سانتی­متر مربع بود (شکل A3(.

میزان چربی: نتایج حاصل از میزان چربی در شکل B3 نشان داده شده است. محتوای چربی برای نمونه مورد مطالعه در متغیرهای مختلف عمق و تراکم کم بود. درصد لیپید بدست آمده در این مطالعه در پایان دوره پرورش به ازاء هر 100 گرم وزن خشک جلبک Gp. persica بین 73/1 تا 3/2 درصد بود. طبق نتایج حاصله بیشترین میزان چربی در تراکم 100 گرم در عمق 1 متری حاصل شد. طبق بررسی نتایج عمق و تراکم هیچکدام تاثیر معنی­داری در سطح 5 درصد بر میزان چربی نداشت (شکل B3).

 

B
 

A
 

شکل 3- میزان قدرت ژل آگار (A) و چربی (B) در جلبک Gp. persica در متغیرهای مختلف عمق (1 و 2 متری) و تراکم (100 و 200 گرمی). هر ستون نماینده میانگین 3 تکرار و بارهای عمودی نشانگر انحراف معیار است. حروف متفاوت نشانه تفاوت معنی­دار بین تیمارها است (05/0>P).

 

اسید چرب استخراج شده از جلبک Gp. persica : اسیدهای چرب جلبک Gp. persica مورد بررسی قرار گرفت که نتایج آن در جدول 1 آمده است. طبق نتایج حاصل تفاوت معنی­داری در میزان اسیدهای چرب و نوع آنها بین تیمارها مشاهده نگردید. همچنین منحنی کروماتوگرام اسیدهای چرب بدست آمده از این گونه در عمق 1متری و تراکم 100 گرم در شکل 4 نشان داده شده است.

تعداد اسیدهای چرب شناسایی شده در این گونه 15 نوع بود که 6 اسید چرب متعلق به گروه SFA (اسید چرب اشباع شده)، 4 اسید چرب متعلق به گروه MUFA (اسید چرب اشباع نشده با یک بند دو گانه) و 5 اسید چرب متعلق به گروه PUFA (اسید چرب غیر اشباع با چند پیوند دوگانه) بود. در این بررسی از بین تمام اسیدهای چرب شناسایی شده، بیشترین مقدار مربوط به اسید آراشیدونیک (C20:4n-6) با مقدار 09/34 درصد بود و بعد از آن اسیدهای چرب پالمتیک (C16:0) و اسید پالمیتوئیک (C16:1) با مقادیر 90/ 25 و 22/10 درصد بود. در این مطالعه، جلبک Gp. persica را می­توان به عنوان منبع خوبی از اسیدهای چرب غیر­اشباع رژیم غذایی در نظر گرفت. چرا که نسبت n-6/n-3 آن 02/7 درصد بود.

 

 

 

جدول 1- ترکیب اسیدهای چرب (مقدار به صورت % از کل اسید چرب) موجود در Gp. persica در متغیرهای مختلف عمق (1 و 2 متری) و تراکم (100 و 200 گرمی).  (میانگین ± انحراف معیار، n=3).

 

عمق 1 متر

عمق 2 متری

اسید های چرب

تراکم 100 گرم

تراکم 200 گرم

تراکم 100 گرم

تراکم 200 گرم

C10:0

01/0±69/4

08/0±63/4

05/0±73/4

04/0±66/4

C12:0

011/0±20/0

015/0±19/0

023/0±22/0

013/0±12/0

C14:0

20/0±70/2

16/0±73/2

13/0±76/2

15/0±69/2

C16:0

04/0±31/25

31/1±23/24

43/0±90/25

28/0±14/25

C18:0

09/0±45/3

07/0±50/3

05/0±58/3

07/0±49/3

C20:0

11/0±40/1

09/0±36/1

06/0±39/1

09/0±43/1

Total SFA

45/9±67/37

50/7±64/36

13/8±58/38

75/8±53/37

C14:1

05/0±55/0

04/0±60/0

06/0±57/0

03/0±59/0

C16:1

07/0±18/10

19/0±98/9

17/0±22/10

11/0±12/10

C18:1

15/0±28/6

17/0±11/6

45/0±16/6

20/0±31/6

C18:1n-7

08/0±62/1

05/0±60/1

09/0±64/1

06/0±63/1

Total MUFA

44/4±63/18

91/3±29/18

11/4±59/18

48/3±65/18

C18:3n-3

02/0±88/0

04/0±85/0

07/0±89/0

04/0±86/0

C18:2n-6

10/0±85/4

15/0±90/4

13/0±81/4

11/0±88/4

C20:4n-6

13/0±27/33

03/0±91/32

10/0±09/34

14/0±85/33

C20:5n-3

08/0±93/1

03/0±95/1

05/0±99/1

07/0±97/1

C20:3n-3

06/0±77/2

07/0±69/2

04/0±66/2

05/0±73/2

Total PUFA

78/13±70/43

55/9±20/43

33/11±44/44

01/12±29/44

PUFA n-6 (%W/W)

12/38

81/37

90/38

73/38

PUFA n-3 (%W/W)

58/5

49/5

54/5

56/5

n-6/n-3

83/6

88/6

02/7

96/6

PUFA/SFA

16/1

17/1

15/1

18/1

شکل 4- منحنی کروماتوگرام اسید چرب بدست آمده از جلبک Gp. Persica در عمق 1 متری تراکم 100 گرمی. به ترتیب از پیک سمت چپ زمان 10 دقیقه به راست. 1. C10:0، 2. C12:0 ، 4. C14:0،  5. C14:1 ، 7. C16:0، 9. C16:1، 10. C18:0، 12. C18:1، 13. C18:1n-7، 14. C20:0، 15. C18:2n-6، 16. C18:3n-3، 18. C20:3n-3، 19 C20:4n-6، 20. C20:5n-3.

 

بحث و نتیجه­گیری

رنگیزه­ها: طبق نتایج این تحقیق میزان رنگیزه­ها در عمق 2 متری تفاوت معنی­داری با عمق 1 متری نشان داد. Marinho-Soriano (30) نشان داده است که کاهش شدت نور با افزایش عمق موجب افزایش میزان رنگیزه جلبک G. bursa-pastoris می­شود. رابطه معکوس بین شدت نور و محتوی فیکواریترین و کلروفیل مشاهده شده در مطالعه ذکر شده نشان می­دهد که متغییر جزر یک عامل کلیدی در افزایش رنگدانه با عمق در آن جلبک است، زیرا در نور کم، مقدار بیشتری رنگدانه مورد نیاز است. افزایش در غلظت رنگیزه با عمق یک استراتژی است که توسط جلبک استفاده می­شود و با گرفتن نور بیشتر برای فتوسنتز و در نتیجه برای بهینه سازی سرعت سوخت و ساز آن است، نتایج مشابهی برای G. lemaniformis (54) و برای G. chilensis (30) گزارش شده است. بنابراین شدت نور بالا باعث کم شدن محتوی رنگیزه در گیاهان است و این یکی از ویژگی­های مشترک در جلبک­های دریایی در حال رشد در مناطق جزر و مدی می­باشد (46).

محصول آگار استخراج شده و قدرت ژل آگار جلبک Gp. persica: عموماً گونه­های Gracilaria به علت غلظت بالای سولفات، آگار با کیفیت پایین تولید می­کنند (34). همچنین میزان محصول آگار و کاهش در استحکام ژل احتمالاً با درجه حرارت بالا و زمان طولانی استخراج نیز ارتباط دارد (21). Juntain and Kunshan (20) نشان داده­اند که عملکرد آگار از جلبک G. lemaniformis با افزایش عمق افزایش یافته و بیشترین آن در عمق 5/3 متر و کمترین آن در عمق 5/0 متری مشاهده شده است که با نتایج ما همسویی نشان می­دهد.

تعدادی از مطالعات نشان می­دهند که تنوع در عملکرد آگار در رابطه با فصول سال می­باشد و همچنین عملکرد و کیفیت آگار در فصل به شرایط زیست محیطی و چرخه زندگی وابسته است (5). احتمال داده می­شود که افزایش دما و رطوبت از ذخیره­سازی جلبک بعد از کشت نیز بتواند در فرایندهای تخریب آگار دخیل باشد و آنرا سرعت بخشد (13). Martin و همکاران (32) نشان داده­اند که تغییرات فصلی بر میزان آگار جلبک G. gracilis تاثیر گذاشته و طبق مطالعه آنها میزان محصول آگار در فصل بهار و تابستان بترتیب 30% و 41% در این گونه می­باشد و در فصل پاییز عملکرد آگار کاهش یافته و به19% می­رسد.

امروزه از جلبک Gracilaria به عنوان ماده خام اصلی برای تهیه آگار استفاده می­شود و حمایت از این صنعت اساس پرورش جلبک گراسیلاریا را تشکیل می­دهد. زیرا برداشت از پتانسیل طبیعی موجود در تمام دنیا نمی­توانند تولید معقولانه­ای را داشته باشند. از این رو پایداری صنعت گراسیلاریا بر اساس پرورش بوده و رشد آن بستگی به انتخاب گونه بهتر و توسعه فن­آوری­های پرورش جلبک، در میان دیگر فاکتورهای موجود دارد.

طبق نتایج حاصل قدرت ژل آگار تحت تاثیر عمق و تراکم قرار داشت (شکل A5). بیشترین قدرت ژل در این مطالعه در عمق 2 متری و تراکم 100 گرم به میزان 39/673 گرم بر سانتی­متر مربع حاصل شد. قدرت ژل آگار به عنوان شاخص کیفیت آگار بوده و هر قدر کیفیت آگار بالاتر باشد میزان قدرت ژل نیز بیشتر است. قدرت ژل آگار تحت تاثیر عوامل محیطی مانند فصل کشت، موقعیت مکانی، نور، عمق رویش، مواد مغذی، گونه مورد کشت و نحوه استخراج آگار قرار می­گیرد (21). تحقیقات نشان داده است که قدرت ژل در بافت­های جوان بیشتر است که علت آن می­تواند بالا رفتن میزان غلظت گروه­های سولفات در بافت­های پیر در جلبک­های آگاروفیت باشد. ثابت شده است که گروه­های سولفات تاثیر منفی بر قدرت ژل دارد (34).

لیپید استخراج شده از جلبک Gp. persica: در مطالعه حاضر غلظت چربی برای نمونه مورد مطالعه کم بود. سهم کل چربی از این جلبک تقریباً شبیه به آنچه که در غلات (برنج و چاودار) و حبوبات (لوبیا، نخود، باقلا)، که کمتر از 2% است و میزان بالاتری نسبت به گیاهانی مانند هویج، اسفناج و گوجه فرنگی که در محدوده بین 2/0 تا 8/0 نشان داد (7).

Kumari و همکاران (22) میزان چربی برایG .debilis ، 23/0 درصد،G. dura ، 10/1 درصد و  G. furgosonii، 57/0 درصد نشان داده­اند. Matteo و همکاران (33) میزان چربی برای G. gracilis در فصول مختلف سال را در محدوده بین 1/1 تا 2% گزارش کرده­اند. تغییرات در محتوای چربی می­تواند تحت تاثیر نوع گونه و فاکتورهای محیطی یا ترکیبی از هر دو باشد (8). Ortiz و همکاران (39) نشان داده­اند که محتوی چربی برای سه جلبک مورد مطالعه بسیار کم و در محدوده بین 7/0 تا 5/1 گرم در 100 گرم وزن خشک جلبک است.

Denis و همکاران (10) در جلبک قرمز Grateloupia turuturu جمع آوری شده از سواحل فرانسه نشان داده­اند که میزان چربی در فصول مختلف سال تغییر چندانی نکرده و در محدوده بین 1/2 تا 3/3 درصد از وزن خشک است.

لیپیدها یک گروه بزرگ از ترکیبات طبیعی شامل چربی­ها، واکس­ها، استرول­ها، ویتامین­های محلول در چربی (A،D ،K ، E) مونوگلیسریدها، دی­گلیسریدها، فسفولیپیدها، کاروتنوئیدها و سایر هستند. آنها در بسیاری از عملکردهای بیولوژیکی از جمله ذخیره انرژی، اجزای ساختاری غشای سلول و مولکول­های سیگنالی نقش بازی می­کنند (4). اگر چه انسان و سایر پستانداران از مسیرهای بیوسنتتیک مختلف برای هر دو تخریب و سنتز چربی استفاده می­کنند، برخی از چربی­های ضروری را فقط از طریق رژیم غذایی می­توانند بدست آورند (4).

در این مطالعه و مطالعات دیگر مقدار چربی کم در جلبک دریایی تایید شده، بنابراین سهم آن به عنوان یک منبع انرژی مواد غذایی پایین به نظر می­رسد. چربی بدست آمده در این تحقیق برای گونه Gp . persica مشابه چربی گزارش شده توسط محققان برای گونه­های مختلف Gracilaria بود.

اسید چرب استخراج شده از جلبک  Gp. persica: تعداد اسیدهای چرب شناسایی شده در این گونه 15 نوع بود که 6 اسید چرب متعلق به گروه SFA، 4 اسید چرب متعلق به گروه MUFA و 5 اسید چرب متعلق به گروه PUFA بود.

 برای جلبک­های مختلف دریای بوهای چین مقادیر نسبی SFA بین 26 الی 71 درصد گزارش شده است (24). فراوان­ترین SFA در اکثر جلبک­های دریایی اسید پالمتیک و اسید مریستیک می­باشد (25 و 14). در این مطالعه نیز غلظت SFA، 67/36 درصد و فراوان­ترین آن اسید پالمتیک بود که با نتایج حاصل از مطالعات ذکر شده همسویی نشان می­دهد.

در مطالعه­ای مقدار MUFA برای شاخه Rhodophyta کمتر از 10 درصد از کل مشخصات FA گزارش شده است (18)، دیگر مقادیر نسبتاً بالا از MUFA در جلبک­های قرمز دیگر گزارش شده است، اگر چه این اسید چرب بطور مداوم نماینده حداقل همه FA می­باشد (15 و 26). Kumari و همکاران (22) نشان داده­اند که در روش­های مختلف استخراج اسید چرب، میزان MUFA در G. corticata کمتر از SFA و PUFA می­باشد. Ortiz و همکاران (38) نشان داده­اند که فراوان­ترین اسید چرب تک غیر اشباع برای اولئیک اسید C18:1n-9 مربوط به G. chilensis که مقدار آن 02/29% بود. در این مطالعه نیز کل محتوای MUFA برای این گونه کمتر از SFA و PUFA بود.

بالاترین غلظت PUFA در جلبک Gp. persica مربوط به اسید آراشیدونیک بود. در مطالعه دیگر مقدار PUFA (بطور عمده اسیدهای آراشیدونیک و ایکوزپنتانوئیک اسید) در Rhodophyta گزارش شده است (29).

Imbs و همکاران (17) نشان داده­اند که
G. vermiculophylla و G. austramaritima میزان اسیدهای چرب غیر اشباع آن (PUFA) بالاتر از SFA و MUFA است، در این مطالعه نیز میزان PUFA بالاتر بود. اسیدهای لینولئیک و آراشیدونیک دو PUFA، n-6 و اسید لینولنیک، ایکوزپنتانوئیک اسید، ایکوزاترینوئیک اسیدهای PUFA، n-3 حاضر در Gp. persica تشخیص داده شد. همچنین مجموع PUFA، n-6 بالاتر از n-3 مطابق است با مطالعات قبلی که به عنوان کسر غالب ثبت شده است (29).

PUFA از اجزای حیاتی در تغذیه انسان و به عنوان چندین اثرات مفید برای سلامت انسان شناخته شده است. مصرف رژیم غذایی از PUFA شامل هر دو اسید چرب n-3 و n-6 به تعدیل کردن فرایندهای التهابی در عملکرد سلول شناخته شده است (21). اخیراً اهمیت نسبت n-6/n-3 در گزارش­های علمی مورد بحث قرار گرفته است. مصرف رژیم غذایی بالا از اسیدهای چرب n-6 در یک رژیم غذایی غنی از روغن­های گیاهی باعث بر هم خوردن تعادل نسبت n-6/n-3 به اسیدهای چرب n-3 می­شود (47)، همچنین مصرف بالای n-6 و یک نسبت بیش از حد بالای n-6/n-3 بیماری­های پاتوژنز، التهابی، اتوایمون قلبی-عروقی و سرطان را ترویج می­دهد (49). از آنجائیکه مسیر بیوسنتز اسیدهای چرب برای n-3 و n-6 از PUFA متکی بر آنزیم­های مشابه است اثرات ارتقا سلامت وابسته به نسبت n-6/n-3 از طریق رژیم غذایی بدست آمده است. بنابراین سازمان جهانی بهداشت (WHO) یک نسبت کمتر از 10 را برای n-6/n-3 توصیه کرده است (51).

Hugo و همکاران (16) نشان داده­اند که این نسبت در گونه­های مختلف از جلبک قرمز در محدوده بین 29/0 و 92/1 می باشد، در مطالعه دیگر Matteo و همکاران (33) نشان داده­اند که جلبک G. gracilis در فصول مختلف سال نسبت n-6/n-3 آن در محدوده بین 95/3 و 48/20 است. در این مطالعه، جلبک Gp. persica را می­توان به عنوان منبع خوبی از اسیدهای چرب غیر اشباع رژیم غذایی در نظر گرفت. چرا که نسبت n-6/n-3 آن 83/6 درصد بود.

جلبک­های دریایی علاوه بر مشخصات تغذیه مناسب، برای اهداف دارویی نیز بهره برداری می­شوند. بسیاری ازPUFA ­ها مولکول­های قدرتمند در برابر بیماری­های مختلف در نظر گرفته شده و در حال حاضر در برنامه­های مختلف پزشکی استفاده می­شود. بطور مثال، چندین گزارش نشان می­دهد که اسیدهای چرب n-3، عمدتاً EPA و DHA ممکن است پتانسیل قابل توجهی در درمان بیماری های خودایمنی (اتوایمیون) و التهابی داشته باشد (46). انواع برنامه­های کاربردی بالقوه برای EPA و DHA شرح داده شده که پتانسیل قابل توجهی برای اهداف دارویی مثل درمان سرطان، آسم، آرتریت روماتوئید، آنتی بیوتیک، بیماری های التهابی روده، افسردگی، آلرژی، بیماری های قلبی و عروقی دارد (6). اخیراً ثابت شده است که PUFA یک پتانسیل قوی در رهایی از مواد مخدر را داراست، PUFA همچنین بدلیل ویژگی­های چربی دوست منحصر به فرد خود قادر به نفوذ کارآمدتر مولکول­های خاص از طریق غشا سلولی از سلول­های تومور می­شود (52).

با توجه به فواید غذایی و دارویی PUFA و همچنین افزایش دشواری در پیدا کردن منابع پایدار n-3، VLC PUFA (PUFA با زنجیره بسیار طولانی) که بطور سنتی از ماهی و روغن ماهی بدست می­آید، کاهش ذخیره ماهی ناشی از صید بی­رویه در این دهه همیشه این ضرورت را برای پیدا کردن جایگزین­های غیر سنتی برای جهان فراهم می سازد، همانطور که VLC PUFA معمولاً در گیاهان عالی زمینی وجود ندارد (35)، محصولات سنتی نیز می­تواند بعنوان منابع قابل دوام از این اسیدهای چرب کنار گذاشته شود. اگر چه این کمبود را می­توان با غلبه بر مهندسی ژنتیک بکار برد. غذاهای تراریخت (ترانس ژنیک) نیز همیشه بخوبی توسط عموم مردم پذیرفته نیست، بنابراین n-3 VLC PUFA معمولاً با ارگانیسم­های دریایی در ارتباط است و جلبک­ها بعنوان پایه­ای از زنجیره تغذیه­های دریایی، بعنوان یک منبع بسیار امیدوار کننده از VLC PUFA شناخته شده است و کشاورزی در مقیاس بزرگ از جلبک­های دریایی با موفقیت برای صدها سال انجام شده است (27).

نتیجه­ گیری

افزایش در میزان رنگیزه­ها در جلبک مورد مطالعه با کاهش شدت نور و افزایش عمق نشان می­دهد که تغییر در غلظت رنگدانه بعنوان یک نتیجه از پارامترهای زیست محیطی است که منعکس کننده ظرفیت زیاد این گونه و سازگار شدن با شرایط محیطی می­باشد. مقدار PUFA بدست آمده و نسبت n-6/n-3 از زیست توده Gracilaria می­تواند یک کاندید جالب توجه به عنوان منبعی از PUFA باشد. اگرچه مقدار چربی این جلبک دریایی کم است، با این حال از کیفیت خوبی برخوردار است بدلیل سطح بالایی از اسیدهای چرب غیر اشباع در مقایسه با گیاهان خشکی که معمولاً استفاده می­شود و در نهایت می­توان گفت این گونه از لحاظ اقتصادی و زیست محیطی مزیت دارد و بعنوان مواد غذایی برای مصرف انسان توصیه می­شود.

  • O.A.C. 1975. Official methods of analysis of the association of official Analytical Chemists. Arlington, USA. 14.019, 225.
  • Armisen, R. and Galatas, F. 2000. Agar. In: Phillips G, Williams P, editors. Handbook of Hydrocolloids. Boca Raton, Florida–Crc Press. 21-40.
  • Beer, S. and Eshel, A. 1985. Determining phycoerythrin and phycocyanin concentrations in aqueous crude extracts of red algae. Australian Journal of Marine and Freshwater Research. 36(6): 785–792.
  • Bernal, J., Mendiola, J.A., Ibañez, E. and Cifuentes, A. 2011. Advanced analysis of nutraceuticals. Journal of Pharmatical and Biomedical Analysis. 55: 758–774.
  • Bezerra, A.F. and Marinho-Soriano, E. 2010. Cultivation of the red seaweed Gracilaria birdiae (Gracilariales, Rhodophyta) in tropical waters of northeast Brazil. Biomass and Bioenergy. 34: 1813-1817.
  • Calder, P.C. 2010. Omega-3 fatty acids and inflammatory processes. Nutrients. 2: 355–374.
  • Carrillo, S., Casas, M., Ramos, F., Perez-Gil, F. and Sanchez, I. 2002. Algas marinas de Baja California Sur, Mexico: Valor nutrimental. Archivos Latinoam Nutrrician. 52: 400–405.
  • Chandini, S. K., Ganesan, P., Suresh, P. V. and Bhaskar, N. 2008. Seaweeds as source of nutritionally beneficial compounds, A review. Journal of Food Science and Technology. 45(1): 1–13.
  • D’Ayala, G. G.; Malinconico, M. and Laurienzo, P. 2008. Marine derived polysaccharides for biomedical applications: Chemical modification approaches. Molecule. 13: 2069–2106.
  • Denis, C., Morançais, M., Li, M., Deniaud, E., Gaudin, P., Wielgosz-Collin, G., Barnathan, G., Jaouen, P. and Fleurence, J. 2010. Study of the chemical composition of edible red macroalgae Grateloupia turuturu from Brittany (France). Food Chemistry. 119: 913–917.
  • Dhargalkar, V. K. and Kavlekar, D. 2005. Seaweeds A field Manual. National Institute of Oceanography. Dona Paula, Goa. 42pp.
  • Faulkner, D.J. 2002. Marine natural products. Natural Product Reports. 19: 1–48.
  • Freile-Pelegrrn, Y. 2000. Does storage time influence yield and agar properties in the tropical agarophyte Gracilaria cornea. Journal Applied Phycology. 12: 153–158.
  • Graeve, M., Kattner, G., Wiencke, C. and Karsten, U. 2002. Fatty acid composition of Arctic and Antarctic macroalgae: Indicator of phylogenetic and trophic relationships. Marine Ecology Progress Series. 231: 67–74.
  • Hotchkiss, S. and Trius, A. 2007. Seaweed: the most nutritious form of vegetation on the planet. Food Ingredients Health and Nutrition. 22-33.
  • Hugo, P., Luísa, B., F, Figueiredo., Luísa, C., Catarina, V-D., Cristina, P., Eva, R., Aschwin, E and João, V. 2012. Polyunsaturated fatty acids of marine macroalgae: Potential for nutritional and pharmaceutical applications. Marine Drugs. 10: 1920-1935.
  • Imbs, A.B., Vologodskaya, A.V., Nevshupova, N.V., Khotimchenko, S.V. and Titlyanoy, E.A. 2001. Response of prostaglandin content in the red alga Gracilaria verrucosa to season and solar irradiance. Phytochemistry. 58: 1067–1072.
  • ISO, 14156, IDF, 172. 2001. Milk and milk products. Extraction methods for lipid and liposoluble compounds.
  • Jha, R.K. and Zi-rong, X. 2004. Biomedical compounds from marine organisms. Marine Drugs. 2: 123–146.
  • Juntian, X. and Kunshan, G. 2007. Growth, pigments, UV-absorbing compounds and agar yield of the economic red seaweed Gracilaria lemaneiformis (Rhodophyta) grown at different depths in the coastal waters of the South China Sea. Journal of Applied Phycology. 20: 681-686.
  • Kumar, V. and Fotedar, R. 2009. Agar extraction process for Gracilaria cliftonii (Withell, Millar, & Kraft, 1994). Carbohydrate Polymers. 78: 813–819.
  • Kumari, P., Kumar, M., Gupta, V. C.R., Reddy, K. and Jha, B. 2010. Tropical marine macroalgae as potential sources of nutritionally important PUFAs. Food Chemistry. 120: 749–757.
  • La Barre, S., Potin, P., Leblanc, C. and Delage, L. 2010. The halogenated metabolism of brown algae (Phaeophyta), its biological importance and its environmental significance. Marine Drugs. 8: 988–1010.
  • Lee, J. C., Hou, M. F., Hurng-Wern Huang, H. W., Fang-Rong Chang, F.R.,  Yeh, C. C., Jen-Yang Tang, J. Y. and Chang, H. W. 2013. Marine algal natural products with anti-oxidative, anti-inflammatory, and anti-cancer properties. Cancer Cell Int 13: 55.61.
  • Li, X., Fan, X., Han, L. and Lou, Q. 2002. Fatty acids of some algae from the Bohai Sea. Phytochemistry. 59: 157–161.
  • Liu, S. 1987. Study on the commerical cultivation of Gracilaria in south. Chinese Journal of Oceanology and Limnology. 5: 281-283.
  • Luning, K. and Pang, S.J. Mass cultivation of seaweeds: Current aspects and approaches. Journal of Applied Phycology. 15: 115–119.
  • Madhusudan, C., Manoj, S., Rhaul, K. and Rishi, C. 2011. Seaweeds: A Diet with nutritional, medicinal and industrial value. Research Journal of Medicinal Plant. 5: 153-7.
  • Manoj, K., Puja, K., Nitin, T., Mahendra K, S., Vishal, G., C. R. K, R. and Bhavanath, J. 2011. Minerals, PUFAs and antioxidant properties of some tropical seaweeds from Saurashtra coast of India, Journal of Applied Phycology. 23: 797–810.
  • Marinho-Soriano, E. 2012. Effect of depth on growth and pigment contents of the macroalgae Gracilaria bursapastoris. Brazilian Journal of Pharmacognosy. 22(4): 730-735.
  • Marquardt, R., Hendrik Schubert, H., Varela, DA., Pirjo Huovinen, P., Luis Henríquez, L. and Buschmann, AH. 2010. Light acclimation strategies of three commercially important red algal species. Aquaculture. 299: 140-148.
  • Martin, L.A., Rodriguez, M.C., Matulewicz, M.C., Fissore, E.N., Gerschenson, L.N and Leonadi, P.I. 2013. Seasonal variation in agar composition and properties from Gracilaria gracilis (Gracilariales, Rhodophyta) of the Patagonian coast of Argentina. Phycological Research. 61: 163–171.
  • Matteo, F., Massimo, F., Massimo, M. and Carmela, C. 2013. The Red Seaweed Gracilaria gracilis as a Multi Products Source. Marine Drugs. 3754-3776.
  • Muñoz, J. and R. Fotedar, 2011.Seasonal variations of agar extracted from different life stages of Gracilaria cliftonii (Gracilariales, Rhodophyta) from Western Australia. African Journal of Marine Science. 33 (1): 59-65.
  • Napier, J.A. 2007. The production of unusual fatty acids in transgenic plants. Annual Review Plant Biology. 58: 295–319.
  • Newman, D.J., Cragg, G.M. and Snader, K.M. 2003. Natural products as sources of new drugs over the period 1981–2002. Journal of Natural Products. 66: 1022–1037.
  • O’Sullivan, L., Murphy, B., McLoughlin, P., Duggan, P., Lawlor, P.G., Hughes, H. and Paniagua-Michel, J., Capa-Robles, W., Olmos-Soto, J. and Gutierrez-Millan, L.E. 2009. The carotenogenesis pathway via the isoprenoid-beta-carotene interference approach in a new strain of Dunaliella salina isolated from Baja California Mexico. Marine Drugs. 7: 45–56.
  • Olivira, V. P, Freire, F. A. M. and Soriano, E. M. 2012. Influence of depth on growth of the seaweed Gracilaria Birdiae (Rhodophyta) in a shrimp pond. Brazilian Journal of Aquatulture Science and Technology. 16 (1): 33-39.
  • Ortiz, J., Uquiche, E., Robert, P., Romero, N., Quitral, V. and Lianten, C. 2008. Functional and nutritional value of the Chilean seaweeds Codium fragile, Gracilaria chilensis and Macrocystis pyrifera. European Journal Lipid Science Technology. 110: 1–8.
  • Paniagua-Michel, J., Capa-Robles, W., Olmos-Soto, J., Gutierrez-Millan, L.E. 2009. The carotenogenesis pathway via the isoprenoid-beta-carotene interference approach in a new strain of Dunaliella salina isolated from Baja California Mexico. Marine Drugs. 7: 45–56.
  • Pereira, L., Amado, AM., Critchley, AT., van de Velde, F. and Ribeiro-Claro, PJA. 2009. Identification of selected seaweed polysaccharides (phycocolloids) by vibrational spectroscopy (FTIR-ATR and FT-Raman). Food Hydrocolloids. 23: 1903-1909.
  • Porra, RJ., Thompson, WA. and Kriedermann, PE. 1989. Determination of accurate extinction coefficients and simultaneous equations for assaying chlorophylls a and b extracted with four different solvents: verification of the concentration of chlorophyll standards by atomic absorption spectroscopy. Biochimica et Biophysica Acta. 975: 384-394.
  • Ranga Rao, A. and Ravishankar, G. A. 2018. Algae as source of functional ingredients for health benefits. Agricultural Research and Technology. 14 (2): 1-4.
  • Sahoo, D. and Yarish, C. 2005. Mariculture of seaweeds. In: Andersen, R. (Ed.), Phycological Methods: Algal Culturing Techniques. Academic Press. New York. 219–237.
  • Sampath-Wiley, P., Neefus, CD. and Jahnke, LS. 2008. Seasonal effects of sun exposure and emersion on intertidal seaweed physiology: Fluctuations in antioxidant contents, photosynthetic pigments and photosynthetic efficiency in the red alga Porphyra umbilicalis Kützing (Rhodophyta, Bangiales). Journal Experimental Marine Biology Ecology. 361: 83-91.
  • Shaikh, S.R. and Edidin, M. 2008. Polyunsaturated fatty acids and membrane organization: The balance between immunotherapy and susceptibility to infection. Chemistry and Physics of Lipids. 153: 24–33.
  • Simopoulos, A.P. 2002. Omega-3 fatty acids in inflammation and autoimmune diseases. Journal of the American College Nutrition. 21: 495–505.
  • Simopoulos, A.P. 2008. The importance of the omega-6/omega-3 fatty acid ratio in cardiovascular diseases and other chronic diseases. Experimental Biology and Medicine. 233: 674–688.
  • Sohrabipour, J., and Rabii, R. 1999. A list of marine algae of sea shores of the Persian Gulf and Oman Sea in the Hormozgan province. Iranian Journal of Botany. 8(1): 131–162.
  • Tapiero, H., Ba, G. N., Couvreur, P. and Tew, K. D. 2002. Pharmacother. 56(5): 215-22.
  • Van Ginneken, V.J., Helsper, J.P., de Visser, W., Keulen, H. and Brandenburg, W.A. 2011. Polyunsaturated fatty acids in various macroalgal species from north Atlantic and tropical seas. Lipids in Health and Disease. 10: 1–104.
  • Villanueva, R.D., Romero, J.B., Ragasa, A.L.R, Montaño, M.N.E., 2010. Agar from the red seaweed, Laurencia flexilis (Ceramiales, Rhodophyta) from northern Philippines. Phycological research. 58: 151-156.
  • Wang, J., Luo, T., Li, S. and Zhao, J. 2012. The powerful applications of polyunsaturated fatty acids in improving the therapeutic efficacy of anticancer drugs. Expert Opinion Drug Deli 9: 1–7.
  • Wells, M. L ., Potin, P., Craigie, J. S., Raven, J. A., Merchant, S. S., Helliwell, K. E., Smith, A. G., Camire, M. E. and Brawley, S. H. 2017. Algae as nutritional and functional food sources: revisiting our understanding. Journal of Applied Phycology. 29: 949–982.
  • Xu, J. and Gao, K. 2008. Growth, pigments, UV-absorbing compounds and agar yield of the economic red seaweed Gracilaria lemaneiformis (Rhodophyta) grown at different depths in the coastal waters of the South China Sea. Journal of Applied Phycology. 20: 681-686.
  • Yang, Y. F., Fei, X. G., Song, J. M., Hu, H. Y., Wan, G. C. and Chung, K. 2006. Growth of Gracilaria lemaneiformis under different cultivation conditions and its effects on nutrient removal in Chinese coastal waters. Aquaculture. 254: 248–255.
  • Yuvaraj, N, Arul, V. 2014. In vitro nti-tumor, nti-inflammatory, antioxidant and antibacterial activities of marine brown alga Sargassum wightii collected from Gulf of Mannar. Global Journal 0f Pharmacology. 8:566-577.
Journal of Plant Research (Iranian Journal of Biology)
Volume 34, Issue 1
April 2021
Pages 117-131
  • Receive Date: 10 March 2019
  • Accept Date: 01 May 2019