Alleviating effects of humic acid on germination and vegetative growth of canola under salinity stress

Document Type : Research Paper

Authors

1 Maragheh, University of Maragheh, Faculty of Agriculture, Department of Plant Production and Genetics

2 university of maragheh

3 Department of Biology, Faculty of Basic Sciences, University of Maragheh

4 1Maragheh, University of Maragheh, Faculty of Agriculture, Department of Plant Production and Genetics

Abstract

Salinity is an effective abiotic stress on plants production that the application of suitable organic materials reduces its consequences. Thus, in this experiment, the mitigating effects of humic acid (0, 500 and 1000 mg.l-l) on salinity (EC; 0, 4, 8 and 12 dS.m-1) was evaluated at germination and vegetative stages of canola. According to the results, inhibitory effects of salinity on seed germination, germination rate, radicle and shoot length, and dry weights of radicle and shoot were significant. Also, salinity decreased the leaves chlorophylls contents and their membrane stabilities. Humic acid treatment increased chlorophyll (chl) a, total chl and carotenoid contents at 1000 mg l-1 concentration. Regarding to significant interaction effects of humic acid and salinity on membrane stability, seed gemination, germination rate and radicle length traits, results represent a mitigating effect of humic acid on mentioned traits under salinity condition. The humic acid at 1000 mg.l-1 level alleviates seed germination percentage at EC 4 dS.m-1, as well as improved germination rate under EC 8 dS m-1. Likewise, mitigating effect of humic acid on membrane stability at EC 8 and 12 dS.m-1 was noticeable. It was concluded that, under moderate levels of salinity, application of humic acid as seed treatments is recommended to alleviate the stress effects.

Keywords

اثرات تعدیلی اسید هیومیک روی جوانه­زنی و رشد رویشی گیاه کلزا تحت تنش شوری

علی اصغر علیلو*1، زهرا شیری آذر1،  شهریار دشتی1، صالح شهابی وند2 و علیرضا پورمحمد1

1 ایران، مراغه، دانشگاه مراغه، دانشکده کشاورزی، گروه مهندسی تولید و ژنتیک گیاهی

2 ایران، مراغه، دانشگاه مراغه، دانشکده علوم پایه، گروه زیست شناسی

تاریخ دریافت: 5/10/97                تاریخ پذیرش: 13/7/98

چکیده

شوری تنش غیر زیستی موثر بر تولید گیاهان است که با کاربرد مناسب مواد آلی می­توان از تبعات آن کاست. به همین منظور در این آزمایش، اثر تعدیلی تیمار اسید هیومیک (شاهد، 500 و 1000 میلی گرم در لیتر) بر تنش شوری (شاهد، 4، 8 و 12 دسی­زیمنس) روی صفات جوانه­زنی بذر و برخی از خصوصیات فیزیولوژیکی گیاه کلزا در دو مرحله جوانه­زنی و رشد رویشی بررسی شد. با توجه به نتایج، اثر بازدارندگی تنش شوری روی صفات جوانه­زنی معنی­دار بود. همچنین تیمار شوری، محتوی کلروفیل برگ و پایداری غشا آن را به شدت کاهش داد. تیمار اسید هیومیک باعث افزایش نسبی محتوی کلروفیل a، کلروفیل کل و کارتنوئید برگ گیاه در غلظت 1000 میلی­گرم در لیتر شد. معنی­دار شدن اثر متقابل تیمار شوری و اسید هیومیک روی صفات پایداری غشا، درصد جوانه زنی، سرعت جوانه­زنی و طول ریشه­چه، حاکی از تعدیل تنش شوری توسط تیمار اسید هیومیک در این صفات بود، بطوری­که تیمار 1000 میلی گرم بر لیتر اسید هیومیک توانست در سطح 4 دسی زیمنس تنش شوری، درصد جوانه­زنی را بهبود دهد. همچنین این تیمار سرعت جوانه زنی را در سطح 8 دسی زیمنس بر متر افزایش داد. اثرات تعدیلی تیمار اسید هیومیک بر پایداری غشاء در سطوح 8 و 12 دسی زیمنس نیز قابل­توجه بود. به این ترتیب، پیشنهاد می­گردد جهت تعدیل سطوح متوسط شوری، اسید هیومیک بصورت تیمار بذری بکار رود.

واژهای کلیدی: شوری، هیومیک، کلروفیل، جوانه­زنی

* نویسنده مسئول، تلفن: 09163722831 ، پست الکترونیکی: [email protected]

مقدمه

 

گیاهان مهم­ترین تامین کننده غذا، دارو و دیگر نیازهای انسان بوده و اهمیت آن­ها با رشد روزافزون جمعیت جهان بیشتر می­شود. کشور ایران با دارا بودن اقلیم­های متفاوت، شرایط مناسبی را برای رشد انواع گیاهان زراعی بومی و غیر­بومی فراهم ساخته است که دانه­های روغنی از جمله آنها می باشند. کلزا با نام علمی (Brassica napus L.) از خانواده شب بو (Brassicacea)، بعد از سویا دومین مقام را در تامین دانه­های روغنی به خود اختصاص داده­است (22). عموماً، رشد و نمو گیاهان تحت تاثیر تنش­های زنده و غیر­زنده قرار می­گیرد که آفات و بیماری­ها، علف­های هرز، شوری آب و خاک، کم­آبی، سرما، یخ­زدگی، دمای بالا، فلزات سنگین، غرقابی، تابش پرتوهای فرابنفش و آسیب­های ناشی از کمبود یا بیش­بود عناصر غذایی و مواد­آلی خاک از مهم­ترین آن­ها به شمار می­آیند (42). در بین انواع تنش­ها، شوری آب و خاک از معضلات جهانی به شمار آمده و بخش کشاورزی را در مناطق خشک و نیمه خشک را تهدید می­کنند. جوانه­زنی بذر یکی از اساسی­ترین و حیاتی­ترین مراحل رشد گیاه می­باشد که عملکرد را تعیین می­کند. با این حال تاثیر مضر تنش شوری روی جوانه زنی گیاهان مختلف، از جمله برنج (51)، گندم (16)، ذرت (38)، خیار (37) و کلزا (31) ثابت شده است. تاثیر شوری روی جوانه­زنی معمولا از طریق کاهش پتانسیل اسمزی و سمیت ایجاد می شود و فعالیت آنزیم­های متابولیسم اسید نوکلئیک (27) و متابولیسم پروتئین ها را تغییر می­دهد (19)، تعادل هورمونی را مختل می­کند (35 و 36) و استفاده از ذخایر دانه ها کاهش پیدا می­یابد (44) که در نهایت سرعت و درصد جوانه زنی  و قدرت رشد گیاهچه کاهش می یابد (32).

از فاکتورهای مهم حفظ تولید در گیاهان، ظرفیت بالای فتوسنتز در آنهاست است که این ظرفیت به دلیل کاهش پتانسیل آب و حضور  غلظت بالای سدیم و کلر در کلروپلاست کاهش پیدا می­کند (53). باید توجه داشت که سیستم فتوسنتزی در نتیجه­ی تنش­های محیطی مختل می­شود (25). معمولا در اکثر گزارشات به کاهش محتوای کلروفیل بعنوان یک شاخص زیستی در تنش شوری اشاره شده است (10). کاهش مقدار کلروفیل a و b برگ در حضور شوری در گیاهان برنج (17 و 18)، ماش (43) و خیار (37) گزراش شده است. کاهش میزان رنگدانه­ها با کاهش 16 درصدی فلورسانس کلروفیل همراه است و معمولا در گیاهان غلظت کلروفیل a  بیشتر از کلروفیلb  است که در تنش شوری مقادیر آن­ها به هم نزدیک می­شود (40). انتخاب صحیح گونه­های گیاهی، مدیریت آب و خاک از جمله راه­کارهای مقابله با تنش شوری است.  در مدیریت خاک معمولا استفاده از انواع کود­ها روشی مهم بشمار می­رود که در این بین اثر کود­های آلی بیش از کود شیمیایی است، زیرا کودهای شیمیایی کارایی اندکی در تعدیل تنش شوری داشته و باعث تجمع  مواد سمی در گیاهان می­شوند و محیط زیست را با خطرات دیگری مواجه می­سازند. به همین دلیل استفاده از کودهای آلی از جمله مواد هیومیکی که از تجزیـه مـواد گیاهی و حیوانی تشکیل مـی­شـوند توصیه می­شود. مواد هومیکی (HS)، از مهمترین مواد آلی خاک می­باشند که موضوع مطالعه­ی در اصلاح خاک، حاصلخیزی (48)، فیزیولوژی گیاهی و علوم زیست محیطی می باشد. زیرا به خاطر داشتن نقش­های متعدد، می­توانند به رشد گیاه کمک کنند. افزایش رشد ریشه­ها (50)، افزایش جذب آهن(47)، بهبود عملکرد غشاء سلولی (49) افزایش سطوح فتوسنتز و تنفس (29)،  بهبود کلروفیل (52) و  افزایش فعالیت آنزیم روبیسکو (21) در نتیجه­ی کاربرد خارجی اسید هیومیک روی گیاهان گزارش شده است. همانطور که اشاره شد شوری عملکرد گیاهان را به طور چشمگیری کاهش می­دهد و بررسی اثر تعدیل کنندگی مواد هیومیکی در این شرایط می­تواند سودمند باشد. بنابراین در این تحقیق سعی شد اثر اسید هیومیک در تعدیل تنش مذکور روی  برخی صفات فیزیولوژیکی و جوانه زنی گیاه کلزا بررسی شود.

مواد و روشها

این آزمایش در پاییز 1396 در آزمایشگاه مهندسی تولید و ژنتیک گیاهی دانشکده کشاورزی دانشگاه مراغه صورت گرفت. بذر  گواهی شده هیبرید کلزا (دانوب) از اداره کشاورزی شرستان بناب تهیه شد. روش کشت گلدانی ( cm5/21×23) و اطاقک کشت (دمای20 درجه سانتیگراد،  نور با شدت1800 لوکس و رطوبت نسبی 70 درصد) برای پرورش گیاهان استفاده شد. برای آزمایش از خاک لومی رسی (خاک مزرعه دانشگاه مراغه)  با هدایت الکتریکی 9/1 دسی زیمنس بر متر و با ماده آلی کمتر از نیم درصد استفاده شد. فاکتور­های آزمایش شامل شوری در چهار سطح با هدایت الکتریکی(EC) 0، 4، 8 و 12 دسی زیمنس بر متر از منبع NaCl و اسیدهیومیک در سه سطح 0، 500 و 1000 میلی گرم بر لیتر بودند که به صورت آبیاری زیر­گلدانی همراه با محلول یک­دوم هوگلند در اختیار گیاهان قرار می­گرفتند. برای آزمایش سه تکرار و دوبار نمونه­گیری بر هر تکرار (زیرنمونه) در نظر گرفته شد. صفات مورد مطالعه در این آزمایش عبارتند بود از:

شاخص پایداری غشا (MSI): برای اندازه گیری شاخص پایداری غشا چند برگ از هر گلدان انتخاب شده و 5/0 گرم  دور از محل رگبرگ را دیسک زده و در داخل لوله آزمایش ریخته و در داخل بنماری در دمای 40 درجه سانتی گراد قرار داده شد و بعد از 30 دقیقه از داخل بنماری خارج و EC آن با EC متر اندازه گیری شد (EC1)، و دوباره در بنماری با دمای 100 درجه سانتی گراد قرار گرفته و بعد از 30 دقیقه دوباره EC آن را اندازه گرفته (EC2)  و از روی فرمول زیر شاخص پایداری غشا را محاسبه گردید (44).

[1]                    MSI = [ 1 – EC1 / EC2] × 100

محتوی آب نسبی (RWC): برای اندازه­گیری محتوای آب نسبی چند برگ از هر گلدان انتخاب کرده و  از آن­ها 20 بار دیسک زده بلافاصله وزن تر (Fresh Weight) آن اندازه­گیری شد. پس از آن نمونه­ها را در داخل پتری ریخته و روی آن ها را با آب مقطر پر کرده و نمونه­ها را پس از 24 ساعت از آب خارج کرده و مجددا وزن شد (Turgid Weight) و بعد از آن در داخل فویل آلومینیومی ریخته و در آون قرار داده و بعد از خشک شدن وزن خشک آن­ها (Dry Weight) اندازه گیری شد. بعد از آن محتوای رطوبت نسبی با استفاده از فرمول زیر محاسبه شد (28).

 

[2]

RWC (%) = (Fresh Weight – Dry Weight) / (Turgid Weight – Dry Weight) × 100


سنجش رنگدانه­های فتوسنتزی: به منظور اندازه­گیری کلروفیل برگ ابتدا 5/0 گرم برگ تازه گیاه در هاون چینی کاملا سائیده تا یک توده یکنواخت به دست آمد. مخلوط حاصل در داخل ارلن 100 میلی­لیتر، با آب مقطر به حجم 50 میلی­لیتر رسید. سپس یک میلی­لیتر از عصاره نمونه با 9 میلی­لیتر استون 80 درصد مخلوط شد. محلول حاصل به مدت 10 دقیقه در 3000 دور سانتریفیوژ و محلول رویی با استفاده از اسپکتروفتومتر در طول موج 3/663 و 8/646 و 470 نانومتر قرائت شد و غلظت کلروفیل و کارتنوئید با استفاده از فرمول­های زیر به دست آمد (39).

 

[3]

Chl.a = 12.25 A663.2 – 2.79 A646.8

کلروفیل a

[4]

Chl.b = 21.50 A646.8 – 5.10 A663.2

کلروفیل b

[5]

c(x+c) = (1000 A470 – 1.82 Chl.a – 85.02 Chl.b)/198

کارتنوئید

 

آزمایش دیگری همزمان اثرات تیمارهای مذکور را در شرایط کنترل شده (ژرمیناتور) بر روی خصوصیات جوانه زنی و گیاهچه با استفاده از آزمون استاندارد جوانه زنی و رشد گیاهچه در دمای 20 درجه سانتی گراد ارزیابی کرد. و صفات درصد و سرعت جوانه زنی، طول ریشه­چه و ساقه­چه، وزن تر ریشه­چه و ساقه­چه، وزن خشک ریشه­چه و ساقه­چه و تعداد گیاهچه نرمال بررسی شد.

جهت اندازه گیری سرعت جوانه زنی (R) از فرمول زیر استفاده شد (24):

[6]                                R=

در فرمول بالا، -N  نشان دهنده ی کل بذور جوانه زده در دوره­ی آزمایش، -D مشخص کننده روز و ni- تعداد بذر جوانه زده در همان روز را نشان می دهد.

تحلیل آماری: از نرم افزار SAS  برای تجزیه های آماری استفاده شد. داده بعد از تست مفروضات تجزیه واریانس، بصورت آزمایش فاکتوریل  در قالب بلوک­های کامل تصادفی تجزیه واریانس شد. برای مقایسات میانگین از روش چند دامنه­­ی دانکن در سطح احتمال آماری 5 درصد استفاده شد. 

نتایج

رنگدانه­های فتوسنتزی، پایداری غشاء و محتوی آب نسبی: کلروفیل  a,b, (a+b) و نسبت :a/b نتایج به دست آمده نشان داد که اثر اسید هیومیک بر روی کلروفیل a در سطح احتمال 5 درصد معنی­دار شد ولی تیمار شوری و ترکیب تیماری شوری و اسیدهیومیک تاثیر معنی­داری روی این صفت نداشتند. همچنین با توجه به نتایج، اثر تیمارها روی کلروفیل b و نسبت a/b معنی­دار  نبود (جدول 1). با توجه به جدول مقایسه میانگین (جدول 2) میزان کلروفیل a در تیمار 1000 میلی گرم بر لیتر اسید هیومیک افزایش یافت که این افزایش نسبت به شاهد معنی­دار نبود ولی بین دو سطح 500 و 1000 میلی گرم بر لیتر اسید هیومیک اختلاف معنی­داری مشاهده شد.  در مورد مجموع کلروفیل ها، اثر تیمارهای شوری و اسید هیومیک روی کلروفیل کل در سطح احتمال 5 درصد معنی­دار شد ولی ترکیب تیماری آن­ها روی این صفت معنی­دار نشد. نتایج نشان داد که (جدول 3) سطوح مختلف شوری نسبت به تیمار شاهد، میزان کلروفیل کل را کاهش داد که این کاهش فقط در سطح شوری 8 و دسی زیمنس بر متر معنی­دار شد. همچنین غلظت 1000 میلی گرم بر لیتر اسید هیومیک نسبت به تیمار شاهد کلروفیل کل را افزایش و غلظت 500 میلی گرم بر لیتر اسید هیومیک این صفت را نسبت به شاهد کاهش داد که این تغییرات غیرمعنی­دار بودند ولی بین دو غلظت اسید هیومیک اختلاف معنی­داری مشاهده شد (جدول 2).

 

جدول 1- تجزیه واریانس اثر تیمار اسید هیومیک روی رنگدانه های فتوسنتزی، شاخص پایداری غشا و محتوای آب نسبی گیاه کلزا تحت تنش شوری.

 

 

میانگین مربعات

محتوای آب نسبی

شاخص پایداری غشا

نسبت کلروفیل (a+b)/(x+c)

نسبت کلروفیل a/b

کلروفیل a+b

کارتنوئید (x+c)

کلروفیل b

کلروفیل a

درجه­آزادی

منابع تغییر

ns584/78

ns359/2

ns38/15

ns9/166

ns012/0

ns013/0

ns006/0

ns012/0

2

تکرار

**200/261

**687/96

ns97/44

ns07/60

*479/0

ns006/0

ns076/0

ns229/0

3

شوری

ns343/126

ns815/2

ns53/77

ns49/50

*744/0

*052/0

ns081/0

*538/0

2

اسید هیومیک

ns255/20

*001/15

ns94/30

ns6/219

ns153/0

ns006/0

ns072/0

ns122/0

6

ترکیب تیماری

99/53

89/4

7/85

5/170

177/0

011/0

059/0

112/0

22

خطا

6/10

¼

1/1

4/1

2/0

2/1

8/0

2/0

ضریب تغیرات (درصد)

** معنی­دار در سطح احتمال یک درصد، * معنی­دار در سطح احتمال 5 درصد، ns غیرمعنی­دار

جدول 2- مقایسه میانگین اثر تیمار اسید هیومیک بر رنگدانه­های فتوسنتزی، صفات جوانه زنی و گیاهچه­ای کلزا.

تیمار اسید هیومیک (mg/l)

کلروفیلa

(mg/g.Fw)

کارتنوئید(x+c) (mg/g.Fw)

کلروفیل(a+b)

(mg/g.Fw)

درصد جوانه­زنی

طول ریشه­چه

(سانتی متر)

طول ساقه­چه

(سانتی متر)

وزن خشک ساقه­چه

(گرم)

شاهد

ab47/1

ab27/0

ab64/1

a75/81

a04/11

a45/6

a0715/0

500

b23/1

b21/0

b54/1

ab87/79

ab85/11

ab83/5

ab0641/0

1000

a63/1

a34/0

a97/1

b77

b07/10

b99/5

b0625/0

حروف مشابه دارای اختلاف معنی­داری در سطح احتمال پنج درصد نمی­باشند. مقادیر رنگدانه­ها بر حسب وزن تر می باشد.


محتوی کارتنوئید و نسبت کلروفیل کل به کاروتنوئید (a+b)/(x+c): نتایج نشان داد (جدول 1) که اثر اسید هیومیک روی کارتنوئید در سطح احتمال 5 درصد معنی­دار شد ولی اثر تیمار شوری و ترکیب تیماری شوری و اسید هیومیک بر روی صفت مذکور معنی­دار نشد. با توجه به جدول مقایسه میانگین (جدول 2) تیمار500 میلی گرم بر لیتر اسید هیومیک میزان کارتنوئید را بهبود بخشید و تیمار 1000 میلی گرم بر لیتر اسید هیومیک این را صفت افزایش داد که این تغییرات نسبت به شاهد معنی­دار نبود ولی بین دو تیمار اسید هیومیک اختلاف معنی­داری مشاهده شد. همچنین با توجه به جدول تجزیه واریانس (جدول 1) هیچکدام از تیمارهای شوری و اسید هیومیک و ترکیب تیماری آن­ها تاثیر معنی­داری روی نسبت کلروفیل به کاروتنوئید نداشتند.

 

جدول3- مقایسه میانگین اثر سطوح مختلف شوری روی صفات اندازه­گیری شده در گیاه کلزا.

وزن خشک ریشه­چه (گرم)

طول ساقه­چه (سانتی متر)

طول ریشه­چه (سانتی متر)

سرعت جوانه­زنی

درصد جوانه­زنی

محتوای آب نسبی برگ (درصد)

شاخص پایداری غشا (درصد)

کلروفیل (a+b) (mg/g)

تیمار شوری (ds/m)

a0062/0

a1/6

a16/12

a41/2

a66/88

b78/61

a0/58

a05/2

شاهد

a0061/0

a2/6

ab4/11

a3/2

b66/81

a81/74

a2/56

ab59/1

4

ab0055/0

b5/5

bc3/10

b09/2

c16/75

a11/70

b9/50

b44/1

8

b0044/0

b1/5

c1/9

b05/2

c33/73

a24/69

b6/52

ab59/1

12

حروف مشابه دارای اختلاف معنی­داری در سطح احتمال پنج درصد نمی­باشند.


پایداری غشا: بر اساس جدول شماره یک نتایج نشان داد، اثر تیمار شوری بر روی شاخص پایداری غشا در گیاه کلزا در سطح احتمال یک درصد معنی­دار شد، همچنین اثر ترکیب تیماری آن­ها بر روی این صفت در سطح احتمال 5 درصد معنی­دار بود. ولی اثر تیمار اسید هیومیک بر صفت مذکور تاثیر معنی­داری نداشت. بر اساس جدول شماره 3، تیمار شوری 8 و 12 دسی زیمنس بر متر در مقایسه با تیمار شاهد باعث تغییر معنی­دار شاخص پایداری غشا شد و میزان این صفت را نسبت به شاهد کاهش دادند ولی تیمار چهار دسی زیمنس برمتر نسبت به تیمار شاهد تغییر معنی­داری از خود نشان نداد. با توجه شکل یک، نتایج نشان داد که در تیمار شاهد شوری، هر دو غلظت اسید هیومیک نسبت به تیمار شاهد باعث کاهش غیرمعنی­دار شاخص پایداری غشا شدند که میزان این کاهش در تیمار 1000 میلی گرم بر لیتر اسید هیومیک بیشتر بود. در شوری چهار دسی زیمنس بر متر تیمار­های اسید هیومیک نسبت به شاهد اختلاف معنی­داری نشان ندادند. در  شوری 8 دسی زیمنس بر متر تیمار 500 و 1000 میلی گرم بر لیتر اسید هیومیک شاخص پایداری غشا را افزایش دادند که تاثیر تیمار 500  میلی گرم بر لیتر اسید هیومیک معنی­دار بود. همچنین در شوری 12 دسی زیمنس بر متر تیمار 500 میلی گرم بر لیتر اسید هیومیک اختلاف معنی­داری با تیمار شاهد نشان نداد ولی تیمار  1000 میلی گرم بر لیتر اسید هیومیک نسبت به شاهد شاخص پایداری غشا را به طور معنی­داری افزایش داد.

 

 

شکل 1- مقایسه میانگین ترکیب تیماری (شوری × اسید هیومیک) روی درصد شاخص پایداری غشای کلزا؛ حروف مشابه اختلاف معنی­داری در سطح احتمال پنج درصد ندارند (آزمون دانکن، p≥0.05)؛ بدون تیمار (شاهد)؛ dS/m، دسی زیمنس بر متر


محتوای آب نسبی: با توجه به جدول شماره یک، نتایج نشان داد تاثیر تیمار شوری بر­ روی محتوای آب نسبی در سطح احتمال یک درصد معنی­دار بود ولی اسید هیومیک و ترکیب ­تیماری آن با سطوح شوری بر روی این صفت تاثیر معنی­داری نداشتند. بر اساس جدول مقایسه میانگین (جدول 3)، محتوای آب نسبی برگ در تمامی تیمار­های شوری به طور معنی­داری بالا­تر از تیمار شاهد می­باشد. که بیشترین مقدار این صفت در تیمار چهار دسی زیمنس بر متر مشاهده شد.

درصد جوانه­زنی: باتوجه به جدول تجزیه واریانس (جدول 4)، اثر تیمار شوری و ترکیب تیماری شوری و اسید هیومیک بر درصد جوانه­زنی در سطح احتمال یک درصد معنی­دار شدند. با افزایش سطوح شوری در صفت درصد جوانه زنی نسبت به تیمار شاهد کاهش معنی­داری مشاهده شد (جدول 3)، همچنین غلظت 1000 میلی گرم بر لیتر اسید هیومیک نیز نسبت به تیمار شاهد باعث کاهش معنی­دار این صفت شد (جدول 2). با توجه شکل 2، نتایج نشان داد که در تیمار شاهد شوری، هر دو غلظت اسید هیومیک باعث کاهش درصد جوانه­زنی نسبت به شاهد شدند که این کاهش فقط در غلظت 1000 میلی گرم بر لیتر معنی­دار بود. در شوری چهار دسی زیمنس بر متر تیمار 500 میلی گرم بر لیتر اسید هیومیک نسبت به شاهد درصد جوانه زنی را کاهش و غلظت 1000 میلی گرم بر لیتر این صفت را افزایش داد که این تغییرات غیر معنی­دار بود. در  شوری 8 و 12 هیچ یک از غلظت­های اسید هیومیک نتوانستند نسبت به شاهد تاثیری روی درصد جوانه­زنی داشته باشند.

 

 

شکل 2- مقایسه میانگین ترکیب تیماری (شوری × اسید هیومیک) روی درصد جوانه­زنی کلزا؛ حروف مشابه اختلاف معنی­داری در سطح احتمال پنج درصد ندارند (آزمون دانکن، p≥0.05)؛ بدون تیمار (شاهد)؛ dS/m، دسی زیمنس بر متر


سرعت جوانه­زنی: باتوجه به تجزیه واریانس (جدول 4)، اثر تیمار شوری و ترکیب تیماری شوری و اسید هیومیک بر سرعت جوانه­زنی در سطح احتمال یک درصد معنی­دار شدند. با افزایش سطوح شوری سرعت جوانه­زنی کاهش یافت که این کاهش در سطوح 8 و 12 دسی زیمنس بر متر نسبت به تیمار شاهد معنی­داری شد (جدول 3). با توجه شکل 3، نتایج نشان داد که در تیمار شاهد شوری، غلظت 1000 میلی گرم بر لیتر اسید هیومیک باعث افزایش سرعت جوانه­زنی نسبت به شاهد شد. در  شوری 4 دسی زیمنس بر متر هیچ یک از غلظت­های اسید هیومیک نتوانستند نسبت به شاهد تاثیری روی سرعت جوانه­زنی داشته باشند در شوری 8 دسی زیمنس بر متر هر دو غلظت اسید هیومیک به صورت معنی­دار سرعت جوانه­زنی را نسبت به تیمار شاهد افزایش دادند. در سطح شوری 12 دسی زیمنس بر متر فقط غلظت 500 میلی گرم بر لیتر این صفت را نسبت به تیمار شاهد به طور معنی­دار افزایش داد.

 

 

شکل 3- مقایسه میانگین ترکیب تیماری (شوری × اسید هیومیک) روی سرعت جوانه­زنی کلزا؛ حروف مشابه اختلاف معنی­داری در سطح احتمال پنج درصد ندارند (آزمون دانکن، p≥0.05)؛ بدون تیمار (شاهد)؛ dS/m، دسی زیمنس بر متر


طول ریشه­چه و ساقچه: با توجه شکل 4، شوری 4 دسی زیمنس بر متر غلظت 1000 میلی گرم بر لیتر اسید هیومیک باعث کاهش معنی­دار طول ریشه­چه نسبت به شاهد شد. در شوری 8 دسی زیمنس بر متر هر دو غلظت اسید هیومیک باعث طول ریشه­چه نسبت به تیمار شاهد شد که این کاهش در غلظت 500 میلی گرم بر لیتر نسبت به شاهد معنی­دار شد. در سطح شوری 12 دسی زیمنس بر متر هیچ یک از غلظت­های اسید هیومیک تاثیر معنی­داری نسبت به شاهد روی صفت طول ریشه­چه نداشتند.

 

 

شکل 4- مقایسه میانگین ترکیب تیماری (شوری × اسید هیومیک) روی طول ریشه­چه کلزا؛ حروف مشابه اختلاف معنی­داری در سطح احتمال پنج درصد ندارند (آزمون دانکن، p≥0.05)؛ بدون تیمار (شاهد)؛ dS/m، دسی زیمنس بر متر

 

همچنین باتوجه به جدول مقایسه میانگین (جدول 4)، اثر تیمار اسید هیومیک در سطح احتمال یک درصد و تیمار شوری در سطح احتمال 5 درصد روی طول ساقه­چه معنی­دار شدند با افزایش سطوح شوری صفت طول ساقه چه کاهش یافت (جدول 3). همچنین غلظت 1000 میلی گرم بر لیتر اسید هیومیک نیز نسبت به تیمار شاهد باعث کاهش معنی­دار طول ریشه­چه شد (جدول 2).

وزن خشک ریشه­چه وساقه چه: باتوجه به جدول مقایسه میانگین (جدول 4)، اثر تیمار شوری روی وزن خشک ریشه چه  در سطح احتمال یک درصد معنی­دار شد. با افزایش سطوح شوری وزن خشک ریشه چه کاهش یافت که این کاهش در سطح شوری 12 دسی زیمنس بر متر نسبت به تیمار شاهد معنی­داری شد (جدول 3). اما اثر تیمار اسید هیومیک روی وزن خشک ساقه­چه معنی دار بود بطوری که غلظت 1000 میلی گرم بر لیتر اسید هیومیک باعث کاهش  وزن خشک ساقه­چه نسبت به تیمار شاهد شد (جدول 2).

وزن تر ریشه چه ساقه چه و تعداد گیاهچه نرمال: باتوجه به جدول مقایسه میانگین (جدول 4)، هیچ کدام از تیمار ها بر وزن تر ریشه­چه و ساقه­چه و تعداد گیاهچه نرمال تاثیر معنی­داری نداشتند.

بحث

شوری یکی از عوامل مهم در تغییر فعالیت­های فیزیولوژیکی گیاهان عالی بشمار می­رود که عمدتا با کاهش رشد و عملکرد آنها همراه است. نتایج این آزمایش نشان داد که مقدار کلروفیل، پایداری غشا و صفات گیاهچه­ای در اثر این تنش کاهش می­یابد ولی شوری محتوی آب نسبی برگ را افزایش داد که موید همین تغییرات فیزیولوژیکی است. رنگدانه­های فتوسنتزی یکی از فاکتورهای مهم در حفظ ظرفیت فتوسنتزی گیاهان هستند و عوامل تاثیرگذار بر این رنگدانه­ها می­تواند باعث تغییر کارایی فتوسنتز و در نهایت تغییر عملکرد گیاهان شود. در آزمایش اخیر میزان کلروفیل با شروع تنش کاهش یافت که شدت آن متناسب با سطح تنش بود. تنش­های محیطی از عوامل بسیار مهم و موثر بر مقدار و ترکیب این رنگدانه ها بشمار می­روند. در بین تنش­های محیطی غیر­زنده،  تنش شوری توانایی کاهش محتوی کلروفیل a و b را در گیاهان حساس و نیمه­حساس را از خود نشان می­دهد (45). عموما تنش شوری با افزایش میزان اکسیژن فعال باعث کاهش میزان کلروفیل می­شود (2). همچنین میزان آبسیزیک اسید و اتیلن در شرایط تنش شوری افزایش یافته که موجب فعالیت آنزیم کلروفیلاز شده که در نهایت موجب کاهش کلروفیل می­شود (23). نتایج مشابه از کاهش میزان کلروفیل در گیاهان گندم (4)، پنبه (7)، برنج (13)، ماش (26)، جو (15 و 41) نیز گزارش شده است. در این آزمایش شاخص پایداری غشا در اثر شوری کاهش یافت که شدت کاهش با افزایش سطح شوری روند افزایشی را نشان می داد. نتایج مشابه اثر تنش شوری روی کاهش پایداری غشا درگیاهان  گندم (5)، گوجه فرنگی (9)،  کاهو (11)، کلزا (8 و 10)، اسپرس (6)، شنبلیله (3) و چغندرقند (14) گزارش شده است. عموماً شاخص پایـداری غشـاء بـا میـزان نشت یونی از سلول که حاصل خسـارت بر غشـاء و بـر هـم خـوردن پایـداری آن است ناشی می شود (8). تنش شوری باعث کاهش سنتز آنزیم رابیسکو و احیا قندها می­شود و در مقابل با تولید گونه­های اکسیژن فعال باعث صدمه به لیپیدها و اسیدهای چرب غشا شده، و پایداری غشا را کاهش می­دهد (46).  در این آزمایش محتوی آب نسبی برگ ها نیز در اثر تنش افزایش یافت.  نتیجه مشابه از آزمایش لطف­الهی و همکاران (12) روی گیاه بابونه آلمانی گزارش شده است. این محققین افزایش انتقال املاح به برگ­ها را که به عنوان عامل تعدیل کننده فشار اسمزی نقش ایفا می­کند را دلیل این کار دانسته­اند. در گیاه آتریپلکس نیز شوری باعث افزایش محتوای آب نسبی برگ شد که همراه با افزایش فعالیت آنزیم فسفوآنول پیروات کربوکسیلاز (آنزیم کربوکسیل اولیه) در گیاه مورد مطالعه بود (20). بر خلاف گزارش اخیر مطالعات  آذری و همکاران (1) نشان دادند از محتوای نسبی آب گیاه کلزا تحت تنش شوری کاسته می­شود. مشابه این نتایج نیز از گیاه شنبلیله گزارش شد (3). با توجه به معنی دار شدن اثر ترکیب تیماری شوری و اسید هیومیک روی صفات پایداری غشا، درصد و سرعت جوانه­زنی و طول ریشه­چه نتایج حاکی از اثرات تعدیلی اسید هیومیک در شرایط تنش شوری در این صفات بجز طول ریشه چه بود. بطوریکه تیمار 1000 میلی گرم بر لیتر اسید هیومیک توانست در سطح 4 دسی زیمنس تنش شوری باعث بهبود درصد جوانه زنی شود. همچنین این تیمار سرعت جوانه زنی در سطح شاهد و 8 دسی زیمنس بر متر تنش شوری افزایش داد. اثرات تعدیلی تیمار اسید هیومیک بر پایداری غشاء در سطوح 8 و 12 دسی زیمنس تنش شوری نیز قابل توجه بود. نتایج مشابهی در مورد اثرات تعدیلی اسید هیومیک روی تنش شوری در مورد گیاهان ذرت (33)، آرابیدوپسیس (35) و بادام (30) گزارش شده است. این محققیق دلیل تعدیلی اثر هیومیک اسید را افزایش میزان پرولین، فعالیت سیستم آنتی اکسیدانی، پایداری سنتز کلروفیل و پایداری غشا در شرایط تنش شوری اعلام کردند.

نتیجه گیری

در مطالعه اخیر تنش شوری باعث تغییر در فرآیندهای جوانه زنی، رشد گیاهچه و رشد رویشی گیاه کلزا شد. در اغلب موارد اثرات بازدارندگی در صفات مشخص بود. آزمایش حاکی از حساسیت بالای کلروفیل کل نسبت به تنش در مقایسه با سایر صفات بود. زیرا کاهش 25 درصدی در محتوی کلروفیل در سطح شوری چهار دسی زیمنس بر متر نسبت به شاهد برای این صفت مشاهده شد که می تواند به عنوان یک شاخص حساس زیستی در این تنش استفاده شود. همچنین تغییرپذیری مثبت این صفت نسبت به تیمار اسید هیومیک نیز قابل توجه بود. نتایج نشان دهنده­ی تعدیل تنش شوری با تیمار اسید هیومیک روی صفات درصد جوانه­زنی، سرعت جوانه زنی و شاخص پایداری غشا برگ گیاه کلزا در سطوح مختلف شوری بود. در کل اثرات تعدیلی بر روی صفات جوانه زنی بیش از صفات رویشی بود. بنابراین پیشنهاد می گردد از این تیمار در غلظت 500 الی 1000 میلی گرم در لیتر برای تیمارهای بذری کلزا استفاده شود.

1-      آذری، آرمان. مدرس ثانوی، سید علی محمد. عسگری، حسین. قناتی، فائزه. ناجی، امیر محمد.  و علیزاده، بهرام. (1391). اثر تنش شوری بر صفات مورفولوژیک و فیزیولوژیک دو گونه کلزا و شلغم روغنی (Brassica napus and B. rapa). علوم زراعی ایران، 14(2)، 121-135.
2-      آروین، پویا. (1394). اثر جیبرلین بر روی برخی صفات رویشی، محتوای رنگیزههای فتوسنتزی و پرولین در گیاه دارویی مرزه (Satureja hortensis L.) در شرایط تنش شوری، مجله پژوهش های به زراعی، 7(2)، 89-103.
3-      آرویی، حسین، ناصری، محبوبه، نعمتی، سید حسین. و کافی، محمد. (1393). تأثیر سیلیس در کاهش اثرات تنش شوری در گیاه شنبلیله  Trigonella foenum- graecum. پژوهش های کاربردی زراعی، 27(104)، 165-172.
4-      حاجی نیا، سمیه. زارع، محمد جواد. محمدی گل تپه، ابراهیم رجالی، فرهاد. (1390). بررسی سودمندی قارچ اندوفیت Piriformospora indica  و باکتری Azospirillum Sp.  در افزایش تحمل گندم رقم سرداری (Triticum aestivum) به تنش شوری. تنش‌های محیطی در علوم زراعی، 4(1)، 21-31.
5-      داوودی­فرد، مهدی. حبیبی، داوود. و داوودی­فرد، فرهاد. (1391). بررسی اثر تنش شوری بر پایداری غشاء سیتوپلاسم، میزان کلروفیل، و اجزاء عملکرد در گندم تلقیح شده با باکتری­های محرک رشد و اسید هیومیک. مجله زراعت و اصلاح نباتات، 8(2)، 71-86.
6-      رامک، پروین. مهرنیا، محمد. و اسمعیل­زاد بهابادی، صدیقه. (1393). اثر تنش آب بر برخی محلول های سازگارکننده و پایداری غشاء در دو گونه اسپرس (radiate Onobrychis و Onobrychis viciifolia). مجله فیزیولوژی و بیوشیمی گیاهی ایران، 1(1)، 1-16.
7-      شریعتی­نیا، فاطمه. کریمی گوغری، علیرضا، امیری جبالبارز، فرامرز. و سلطانی­نژاد، نرگس. ( ۱۳۹۳). بررسی تاثیر اسید هیومیک و شوری بر رشد رویشی و برخی خصوصیات فیزیولوژیکی پنبه (رقم ورامین). سیزدهمین همایش علوم زراعت و اصلاح نباتات ایران و سومین همایش علوم و تکنولوژی بذر ایران، انجمن علوم زراعت و اصلاح نباتات ایران.
8-      شهبازی، مریم. کیانی علیرضا. و رئیسی، سامیه. (1390). تعیین آستانه تحمل به شوری در دو رقم کلزا (Brassica napus L.). مجله علوم زراعی ایران. 13(1)، 18-31.
9-      طباطبائیان، جواد. (1393). بررسی تأثیر کلسیم در بهبود آسیب­های ناشی از تنش شوری در گیاه گوجه فرنگی. نشریه پژوهش­های تولید گیاهی، 21(2)، 125-137.
10-   عموآقایی، ریحانه. قربان­نژاد، هاجر. (1393). بررسی اثر شوری بر رشد گیاهچه، میزان کلروفیل، محتوای نسبی آب و پایداری غشا در دو رقم کلزا. مجله پژوهشهای گیاهی، 27(2)، 259-268.
11-   فتاحی، سجاد, صیدی, مهدی, زارع, محمد جواد. (1396). بررسی پاسخ‌های مورفولوژیک و فیزیولوژیک گیاه کاهو در تلقیح با قارچ Piriformospora indica تحت تنش شوری. به زراعی کشاورزی، 19(2)، 243-255.
12-   لطف الهی، لیلا. ترابی گلسفیدی، حسین. و امیدی، حشمت. (1394). بررسی تأثیر سطوح مختلف شوری بر پرولین، رنگدانه های فتوسنتزی و رطوبت نسبی برگ گیاه دارویی بابونه آلمانی (Matricaria chamomilla L.) در محیط آبکشت، نشریه پژوهش­های تولید گیاهی،22(1)، 89-103.
13-   مجیدی­مهر، احمد. امیری فهلیانی، رضا. (1395). تجزیه و تحلیل اثر شوری بر میزان کلروفیل، شاخص‌های‌ فلورسانس کلروفیل و عملکرد دانه برخی ارقام برنج. پژوهشنامه اصلاح گیاهان زراعی، ۸ (۱۸)، 190-183.
14-   محمدی چراغ­آبادی، مریم. روشنفکر، حبیب­اله. حسینی، پیمان. و مسکرباشی، موسی. (1394). تاثیر محلول پاشی اسیدسالسیلیک بر برخی شاخص­های فیزیولوژیکی چغندرقند در شرایط تنش شوری. مجله علوم گیاهان زراعی ایران، 46(4)، 591-604.
15-   یوسفی­نیا، مهدی. و قاسمیان، علیرضا. (1394) ارزیابی اثرات تنش شوری بر فتوسنتز و فلورسانس کلروفیلa در گیاه جو. فصلنامه زیست شناسی تکوینی، 8(1)، 35-44.
 
16-   Akbarimoghaddam H, Galavi M, Ghanbari A, Panjehkeh N (2011) Salinity effects on seed germination and seedling growth of bread wheat cultivars. Trakia J Sci 9:43–50.
17-   Amirjani, Mohammad R (2011) Effect of salinity stress on growth, sugar content, pigments and enzyme activity of rice. Int J Bot 7:73–81.7
18-   Chutipaijit, Sutee, Suriyan Cha-um, and Kanokporn Sompornpailin. (2011) High contents of proline and anthocyanin increase protective response to salinity in Oryza sativa L. spp. indica. Aust J Crop Sci 5:1191–1198.
19-   Dantas BF, De Sa RL, Aragao CA (2007) Germination, initial growth and cotyledon protein content of bean cultivars under salinity stress. Rev Bras de Sementes 29:106–110.
20-   De Araújo, S. A., Silveira, J. A., Almeida, T. D., Rocha, I., Morais, D. L., and Viégas, R. A. (2006). Salinity tolerance of halophyte Atriplex nummularia L. grown under increasing NaCl levels. Revista Brasileira de Engenharia Agrícola e Ambiental, 10(4), 848-854.
21-   Delfine, S., Loreto, F., Pinelli, P., Tognetti, R., and Alvino, A. (2005). Isoprenoids content and photosynthetic limitations in rosemary and spearmint plants under drought water stress. Agric. Ecosystem Environ. 106, 243–252. doi: 10.1016/j.agee.2004.10.012.
22-   Diepenbrock, W. (2000). Yield analysis of winter oilseed rape (Brassica napus L.): a review. Field Crops Research67(1), 35-49.
23-   Draikewicz, M. (1994). Chlorophylase occurrence functions, mechanism of action, effect of extra and internal factors. Phtosyth. 30, 321-337.
24-   Ellis, R. H., Covell, S., Roberts, E. H., & Summerfield, R. J. (1986). The influence of temperature on seed germination rate in grain legumes: II. Intraspecific variation in chickpea (Cicer arietinum L.) at constant temperatures. Journal of Experimental Botany37(10), 1503-1515.
25-   Fan, Xingli., Zhang, Z., Gao, H., Yang, C., Liu, M., Li, Y., & Li, P. (2014). Photoinhibition-like damage to the photosynthetic apparatus in plant leaves induced by submergence treatment in the dark. Plos one, 9(2), e89067.
26-   Ghassemi-Golezani, K., and Lotfi, R. (2015). The impact of salicylic acid and silicon on chlorophyll a fluorescence in mung bean under salt stress. Russian journal of plant physiology, 62(5), 611-616. 26
27-   Gomes-Filho E, Machado Lima CRF, Costa JH, da Silva AC, da Guia Silva Lima M, de Lacerda CF, Prisco JT (2008) Cowpea ribonuclease: properties and effect of NaCl-salinity on its activation during seed germination and seedling establishment. Plant Cell Rep 27:147–157.
28-   González, L., & González-Vilar, M. (2001). Determination of relative water content. In Handbook of plant ecophysiology techniques (pp. 207-212). Springer, Dordrecht.
29-   Haghighi, M., Kafi, M., & Fang, P. (2012). Photosynthetic activity and N metabolism of lettuce as affected by humic acid. International Journal of Vegetable Science18(2), 182-189.
30-   Hatami, E., Shokouhian, A. A., Ghanbari, A. R., & Naseri, L. A. (2018). Alleviating salt stress in almond rootstocks using of humic acid. Scientia Horticulturae237, 296-302.
31-   Ibrar M, Jabeen M, Tabassum J, Hussain F, Ilahi I (2003) Salt tolerance potential of Brassica juncea Linn. J Sci Tech Univ Peshawar 27:79– 84.
32-   Kaveh H, Nemati H, Farsi M, Jartoodeh SV (2011) How salinity affect germination and emergence of tomato lines. J Biol Environ Sci 5: 159–163.
33-   Kaya, C., Akram, N. A., Ashraf, M., & Sonmez, O. (2018). Exogenous application of humic acid mitigates salinity stress in maize (Zea mays L.) plants by improving some key physico-biochemical attributes. Cereal Research Communications46(1), 67-78.
34-   Khaleda, L., Park, H. J., Yun, D. J., Jeon, J. R., Kim, M. G., Cha, J. Y., & Kim, W. Y. (2017). Humic Acid Confers high-affinity K+ transporter 1-Mediated Salinity Stress Tolerance in Arabidopsis. Molecules and cells40(12), 966.
35-   Khan MA, Rizvi Y (1994) Effect of salinity, temperature and growth regulators on the germination and early seedling growth of Atriplex griffithii var. Stocksii. Can J Bot 72:475–479.
36-   Khan MA, Weber DJ (2008) Ecophysiology of high salinity tolerant plants (tasks for vegetation science), 1st edn. Springer, Amsterdam.
37-   Khan MM, Al-Mas'oudi RSM, Al-Said F, Khan I (2013) Salinity effects on growth, electrolyte leakage, chlorophyll content and lipid peroxidation in cucumber (Cucumis sativus L.)2013 International. Conference on Food and Agricultural Sciences IPCBEE vol.55, IACSIT Press, Singapore doi:10.7763/IPCBEE.2013. V55. 6.
38-   Khodarahmpour Z, Ifar M, Motamedi M (2012) Effects of NaCl salinity on maize (Zea mays L.) at germination and early seedling stage. Afr J Biotechnol 11:298–304.
39-   Lichtenthaler, H. K., & Buschmann, C. (2001). Chlorophylls and carotenoids: Measurement and characterization by UV‐VIS spectroscopy. Current protocols in food analytical chemistry1(1), F4-3.
40-   Mane AV, Karadge BA, Samant JS (2010) Salinity induced changes in photosynthetic pigments and polyphenols of Cymbopogon Nardus (L.) Rendle. J Chem Pharm Res 2:338–347.
41-   Othman Y, Al-Karaki G, Al-Tawaha AR, Al-Horani A (2006) Variation in germination and ion uptake in barley genotypes under salinity conditions. World J Agric Sci 2:11–15.
42-   Rao, K. M., Raghavendra, A. S., & Reddy, K. J. (Eds.). (2006). Physiology and molecular biology of stress tolerance in plants. Springer Science & Business Media.
43-   Saha, Papiya, Paramita Chatterjee, and Asok K. Biswas (2010) NaCl pretreatment alleviates salt stress by enhancement of antioxidant defense system and osmolyte accumulation in mungbean (Vigna radiata L.Wilczek). Indian J Exp Biol 48:593–600.
44-   Sairam, R. K., G. C. Srivastava, S. Agarwal, and R. C. Meena. "Differences in antioxidant activity in response to salinity stress in tolerant and susceptible wheat genotypes." Biologia Plantarum 49, no. 1 (2005): 85.
45-   Sairam, R. K., Rao, K. V., and Srivastava, G. C. (2002). Differential response of wheat genotypes to long term salinity stress in relation to oxidative stress, antioxidant activity and osmolyte concentration. Plant Science, 163(5), 1037-1046.
46-   Sofo, A., Dichio, B., Xiloyannis, C., & Masia, A. (2004). Lipoxygenase activity and proline accumulation in leaves and roots of olive trees in response to drought stress. Physiologia plantarum, 121(1), 58-65.
47-   Stevenson, F. J. (1994). Humus chemistry: genesis, composition, reactions. John Wiley and Sons. 48
48-   Tan, K.H., 1998. Colloidal chemistry of organic soil constituents. In: Tan, K.H., (Ed.), Principles of Soil Chemistry, Marcel Dekker, New York, pp. 177–258.
49-   Varanini, Z., and Pinton, R. (2000). Direct versus indirect effects of soil humic substances on plant growth and nutrition. The Rhizosphere. Marcel Dekker, New York, 141-157.
50-   Vaughan, D., and Malcolm, R. E. (1985). Influence of humic substances on growth and physiological processes. In Soil organic matter and biological activity (pp. 37-75). Springer, Dordrecht.
51-   Xu S, Hu B, He Z, Ma F, Feng J, Shen W, Yan J (2011). Enhancement of salinity tolerance during rice seed germination by presoaking with hemoglobin. Int J Mol Sci 12:2488–2501.
52-   Xu, Yan-Hong, Liu, R., Yan, L., Liu, Z.Q., Jiang, S.C., Shen, Y.Y., Wang, X.F., and Zhang, D.P. (2012). Light-harvesting chlorophyll a/b-binding proteins are required for stomatal response to abscisic acid in Arabidopsis. J. Exp. Bot. 63:1095–1106.
53-   Zhang, Minghua, Zhihao Qin, and Xue Liu, (2005). Remote sensed spectral imagery to detect late blight in field tomatoes. Precision Agriculture 6: 489–508.
Volume 33, Issue 4
December 2020
Pages 985-997
  • Receive Date: 26 December 2018
  • Revise Date: 17 August 2019
  • Accept Date: 05 October 2019
  • First Publish Date: 21 December 2020