The interaction of salinity and gibberellin on leaf abscission, dry matter, antioxidant enzymes activity and ion content in guava (Psidium guajava L)

Document Type : Research Paper

Authors

1 university of hormozgan

2 Ghazvin agriculture research center

Abstract

Guava is a rich source of vitamin C, with double-fruiting thorough a year and high yield, has considerable income to have delivered for the producer. But since the major tropical regions faced with the saline water, cultivating of this plant in such areas can affect the yield and the quality of the product. Therefore, in this research leaf abscission, dry matter, antioxidant enzymes activity and elemental content in Guava seedlings, under sodium chloride concentrations (1.7, 3 and 6 dSm-1) and gibberellic acid application (0, 250 and 500 ppm) was studied. According to results salt rising from 3 to 6 dSm-1, increased the chlorine, Ca/(Na+K), Na/K, Ca/Mg and Na/Ca in leaves and roots and reduced leave number and dry matter. salinity reduced the peroxidase and polyphenol oxidase activity, wherease it increased the catalase activity. The most sodium and the least potassium was observed under 6 dSm-1 salinity. Foliar gibberellic acid (500 ppm) application under salt condition, decreased leaf abscission and increased K, and K/Na as well as Ca content, which can be introduced as an effective approach to reduce the damages which caused by salinity stress on guava seedlings.

Keywords

Main Subjects

برهمکنش شوری و جیبرلین بر ریزش برگ، ماده خشک، فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدان و محتوای عناصر در گواوا (Psidium guajava L.)

زهرا پشنگه1، منصوره شمیلی1، فرزین عبدالهی1 و مصطفی قاسمی2

1 ایران، بندرعباس، دانشگاه هرمزگان، گروه باغبانی

2 ایران، قزوین، مرکز تحقیقات کشاورزی قزوین

تاریخ دریافت: 11/9/1397            تاریخ پذیرش: 4/6/1398

چکیده

میوه گواوا منبع بسیار غنی از ویتامین­ ث، با امکان دوبار میوهدهی در سال و عملکرد بالا، درآمد قابلتوجهی را برای تولید­کنندگان به ارمغان می­آورد. اما ازآنجا که عمده مناطق گرمسیر کشور با معضل شوری آب مواجه هستند، کشت این گیاه در مناطق مذکور می­تواند عملکرد و کیفیت محصول را تحت تاثیر قرار دهد. از طرفی محلول‌پاشی گیاهان با جیبرلیک­اسید، در بهبود خسارت وارده از تنش شوری موثر بوده است. لذا در این تحقیق میزان ریزش برگ، ماده خشک، آنزیم­های آنتی­اکسیدان و محتوای عناصر در نهال­های بذری گواوا، تحت تاثیر سطوح مختلف کلرید­سدیم (7/1، 3 و 6 دسی­زیمنس­ بر ­متر) و جیبرلیک­اسید (0، 250 و 500 پی­پی­ام) مورد مطالعه قرار گرفت. بنا به نتایج با افزایش سطوح شوری از 3 تا 6 دسی­زیمنس ­بر ­متر، بر میزان کلر و نسبت کلسیم به مجموع سدیم و پتاسیم، نسبت سدیم به پتاسیم، نسبت کلسیم به منیزیم و نسبت سدیم به کلسیم در برگ و ریشه افزوده و از تعداد برگ و ماده خشک کاسته شد. همچنین شوری باعث کاهش در میزان فعالیت آنزیم­های پراکسیداز و پلی­فنل­اکسیداز و افزایش در فعالیت کاتالاز گردید. بیشترین میزان سدیم و کمترین میزان پتاسیم در تیمار شوری 6 دسی­زیمنس ­بر­ متر مشاهده شد. محلول­پاشی شاخساره با جیبرلیک­اسید (500 پی­پی­ام ) تحت تنش شوری، با افزایش میزان پتاسیم و نسبت پتاسیم به سدیم، توزیع بهتر کلسیم و کاهش ریزش برگ همراه بود و به عنوان راهکاری موثر در تخفیف خسارت وارده از تنش شوری بر نهال گواوا معرفی می‌گردد.

واژه های کلیدی: آنزیم­های آنتی­اکسیدان، پتاسیم، ریزش برگ، سدیم، شوری

* نویسنده مسئول، تلفن: دکتر منصوره شمیلی 07633711003 ، پست الکترونیکی: [email protected]

مقدمه

 

آب شور در خاک و محیط اطراف ریشه، با تغییر نسبت یون­های غیر­ضروری به ضروری، گیاه را ناگزیر به دریافت عناصر مورد نیاز خود از محیطی سرشار از عناصر غیر­ضروری و گاهی سمی، می­کند. اگر چه گونه­های مختلف گیاهان، واکنش­های متفاوتی به شرایط مذکور نشان می­دهند، ولی از آثار مشترک شوری می­توان به کاهش جذب آب توسط گیاه، سمیت یون­ها، نسبت زیاد سدیم به پتاسیم، سدیم به کلسیم، کلسیم به منیزیم، بر­هم­خوردن تعادل غذایی، اختلال در متابولیسم سلول از طریق خسارت بر اکسیداسیون لیپید­ها، پروتئین­ها و نوکلئیک­اسید­ها و سرانجام کاهش رشد اشاره کرد (47، 55).

گواوا (Psidium guajava L.)، سیب مناطق گرمسیر، مهم­ترین گونه زیر کشت تیره موردسانان (Myrtaceae) و بومی مناطق گرمسیری آمریکا است که از گذشته­های بسیار دور از مکزیک تا پرو کشت­و­کار می­شده­است (59). کشت­و­کار این درخت میوه در استان­های هرمزگان و سیستان­و­بلوچستان از قدمت زیادی برخوردار است و در میان مردم بومی این مناطق، میوه آن با نام "زیتون محلی" شناخته می­شود. بر اساس آمارنامه وزارت جهاد کشاورزی، از حدود 68/2 میلیون هکتار سطح باغ­های کشور (اعم از بارور و غیر­بارور)، حدود 14 هزار هکتار، معادل 5/0 % به میوه­های گرمسیری اختصاص داشته که از این مقدار، گواوا 8 درصد از کل سطح باغ­های گرمسیری را شامل شده­­است. سطح زیر کشت گواوا در استان هرمزگان، بر اساس همین آمار، معادل 174 هکتار و عملکرد آن 83/4 تن بوده­است (1). میوه گواوا منبع بسیار غنی از ویتامین­ث (دو برابر مرکبات)، فیبر خوراکی، ویتامین A، پکتین و دارای مقادیر قابل­توجهی از کلسیم و فسفر بوده و همچنین بذر­های آن غنی از آهن می­باشد (59).

این گیاه به دامنه وسیعی از بافت خاک سازگار است، در خاک­های غیر­حاصلخیز و کم­عمق رشد کرده و خشکی را نیز تحمل می­کند، اما نمو آن به شدت تحت تاثیر شوری قرار می­گیرد (17). بنا به گزارش والکر و همکاران (1979) شوری به میزان 30 تا 50 میلی­مولار (کلرید­سدیم) در محیط ریشه سبب آسیب به درختان گواوا می­شوند. در گزارشی دیگر نهال­های گواوا که با آب­ شور (هدایت الکتریکی بیشتر از 5/4 دسی­زیمنس ­بر­ متر) آبیاری شده بودند، از بین رفتند (58). حتی نهال­های آبیاری شده با آب نسبتا شور (هدایت الکتریکی نزدیک به 5/1 دسی­زیمنس بر متر)، کیفیت مناسبی برای کاشت نداشتند (18). گزارش شده که کلرید­سدیم اثرات زیان­آور بیشتری نسبت به کلرید­کلسیم و سولفات­سدیم بر رشد این گیاه دارد (35) و نهال‌های یکساله از مرحله جوانه­زنی تا استقرار بیشترین خسارت را از این تنش متحمل شدند (28 و 43) که در نهایت این موضوع منجر به کاهش کلروفیل و فتوسنتز خالص شد (13).

در مناطق شور، بمنظور مدیریت تولید بهینه گیاهان و در راستای بهبود خسارت وارده از تنش، راهکارهایی نظیر تغذیه با سیلیسیوم (36)، محلول‌پاشی با پلی­آمین­ها (41)، سالیسیلیک­اسید (51)، آسکوربیک­اسید­ (21) و جیبرلیک­اسید (31) به طور موثری مورد استفاده قرار گرفته­است.

میوه گواوا از محصولات اقتصادی در مناطق گرمسیر کشور می­باشد که با امکان دوبار گلدهی و میوه­دهی در سال و عملکرد بالا، درآمد قابل­توجهی را برای تولید­کنندگان به ارمغان می­آورد. در چند سال اخیر این میوه نه تنها در بازار داخلی میوه (بالاخص در مناطق جنوب و جنوب­شرق کشور) جهت مصرف تازه­خوری، بلکه در صنایع تبدیلی (جهت تهیه آب­میوه، کنسانتره، ژله، مربا و کمپوت) جای خود را باز کرده­است. ضمن آنکه این گیاه، در باغات انبه که به دلیل خشکی از بین رفته­اند، به عنوان گیاه جایگزین کشت­و­کار می­شود. اما از آنجا که عمده مناطق گرمسیر کشور با معضل شوری آبی مواجه هستند، کشت این گیاه در مناطق مذکور می­تواند عملکرد و کیفیت این محصول را تحت­تاثیر قرار دهد. لذا تحقیقاتی بمنظور بررسی اثر تنش­های محیطی بر خصوصیات فیزیولوژیک و بیوشیمیایی نهال­های گواوا ضروری می­باشد. از آنجا که گزارشی از کاربرد جیبرلیک­اسید جهت افزایش تحمل به تنش شوری در این گیاه موجود نیست، ارزیابی درصد ریزش برگ، محتوای ماده خشک، فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدان و میزان عناصر نهال گواوا در شرایط تنش شوری آب و تاثیر هورمون­پاشی با جیبرلیک­اسید بر آن، مساله اصلی مورد توجه در این تحقیق می­باشد.

مواد و روشها

آماده سازی مواد گیاهی و اجرای آزمایش: بمنظور بررسی اثر متقابل شوری کلرید­سدیم و هورمون جیبرلیک­اسید بر میزان ریزش برگ، ماده خشک، میزان فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدان و محتوای عناصر در برگ و ریشه نهال­های گواوا، این آزمایش به صورت فاکتوریل در قالب طرح بلوک­های کاملا تصادفی اجرا و نهال­ها در نهالستان باغو واقع در شهرستان بندرعباس مستقر شدند. تیمار­های آزمایش شامل شوری با نمک کلرید­سدیم (7/1، 3، 6 دسی­زیمنس بر متر) و جیبرلیک­اسید (0، 250 و 500 پی­پی­ام) بودند (کلرید­سدیم و جیبرلیک­اسید مورد استفاده محصول شرکت مرک بودند).

نهال­های یکساله بذری گواوا با ارتفاع تقریبا یکسان (حدود 75 سانتی­متر) از نهالستانی واقع در شهرستان رودان تهیه و به نهالستان منتقل شد. دو هفته بعد از استقرار گلدان­ها (از نوع پلاستیکی به ارتفاع 5/19، قطر پائینی 17 و قطر بالائی 23 سانتی­متر) در محل جدید، قبل از آماده­سازی و پر­کردن گلدان­ها با خاک جدید، 3 نمونه خاک جهت تعیین خصوصیات فیزیکی و شیمیایی خاک و توصیه کودی، تهیه گردید. نتایج آزمون خاک در جدول 1 آورده شده است. همزمان با آماده کردن خاک گلدان­ها (5 کیلوگرم خاک در هر گلدان)، مقادیر 113/0 گرم در گلدان نیتروژن (به صورت اوره)، 113/0گرم در گلدان پتاسیم (به صورت سولفات­پتاسیم) و 110/0 گرم در گلدان فسفر (به صورت سوپر­فسفات) با مخلوط خاکی ترکیب گردید. سپس نهال‌ها درون گلدان‌های 5 لیتری بدون زهکش (بمنظور ممانعت از آبشویی نمک­های اعمال شده در تیمار شوری)، در شرایط نیمه سایه، رطوبت 70 درصد و دمای 24+ 1 درجه سانتی­گراد قرار داده شدند.

 

جدول 1- ترکیب خاک مورد استفاده به عنوان بستر کشت

بافت

شن (درصد)

سیلت (درصد)

رس (درصد)

هدایت الکتریکی عصاره اشباع

pH گِل اشباع

لومی

39.67±0.58

416±38.33

22±3.61

0.93±0.25

8.4±0.2

 

 

 

 

 

 

آهک (درصد)

نیتروژن (ppm)

پتاسیم (ppm)

فسفر (ppm)

درصد اشباعیت

کربن آلی

28.33±3.51

0.01±0.00

112.33±2.52

1.73±0.31

40.33±1.53

0.1±0.05

 

 

چهار هفته پس از استقرار نهال­ها، اولین تیمار با جیبرلیک­اسید به واحد­های آزمایشی (مطابق با غلظت مورد نظر در طرح) اعمال شد. بدین منظور جیبرلیک­اسید در اتانول حل شده و با آب مقطر به حجم مورد نظر رسانده شد. محلول جیبرلیک­اسید به هر دو سطح روئی و زیرین برگ­ها اسپری شد. تنش شوری از هفته پنجم تا پایان هفته دوازدهم، از طریق آب آبیاری اعمال شد (13). دومین مرحله تیمار هورمونی، بمنظور حصول اطمینان از محلول­پاشی یکنواخت در کلیه واحدهای آزمایشی، در هفته ششم بعد از استقرار نهال‌ها (یعنی یک هفته بعد از شروع تنش) انجام شد (7). بمنظور جلوگیری از بروز تنش ناگهانی، تیمار شوری به صورت تدریجی اعمال گردید، بدین­صورت که با غلظت 2 دسی­زیمنس بر متر شروع و در هفته­های بعد به غلظت نهایی رسید. تا پایان هفته دوازدهم تیمارهای ذکر شده همراه با آب آبیاری اعمال شدند و پس از آن به مدت 4 هفته آبیاری کلیه گلدان­ها با آب شهری صورت گرفت.

ارزیابی عناصر در برگ و ریشه نهال­ها: شانزده هفته بعد از استقرار نهال­ها (12 هفته بعد از شروع تنش شوری)، نمونه­های 50 گرمی از برگ و ریشه را به طور جداگانه درون پاکت­های کاغذی قرار داده به مدت72 ساعت در آون (85 درجه سانتی­گراد) خشک شدند، سپس با استفاده از یک دستگاه آسیاب برقی پودر شدند. نمونه­های خشک جهت سنجش بعدی کلسیم، منیزیم، سدیم، پتاسیم و کلر استفاده­ شد (2 و 8).

اندازه­گیری کلسیم، منیزیم، سدیم و پتاسیم: بدین­منظور 2 گرم نمونه پودر خشک توزین و در کوره (8 ساعت دمای 550 درجه سانتی­گراد) قرار داده شد. بعد از خنک شدن، آن را با کمی آب مرطوب کرده و با شیشه ساعت پوشانده شد. سپس به آرامی مقدار 10 میلی­لیتر اسید­هیدروکلریک 2 مولار اضافه گردید. پس از آن، ظروف حاوی نمونه­ها حرارت (80 درجه سانتی­گراد) داده شد. محتویات ظرف از کاغذ صافی ریز عبور داده و کاغذ­صافی چندین بار با آب مقطر شستشو داده شد و در نهایت با آب مقطر به حجم 100 میلی­لیتر رسانده شد (2). این عصاره جهت سنجش بعدی کلسیم، منیزیم، سدیم و پتاسیم مورد استفاده قرار گرفت.

جهت سنجش همزمان کلسیم و منیزیم، 5 سی­سی از عصاره مذکور با آب مقطر به 150 میلی­لیتر رسانده شد. به هر نمونه 2 میلی­لیتر بافر آمونیاکی و چند قطره معرف اریوکروم­بلاک­تی اضافه گردید و به آرامی با EDTA تیتر شد تا رنگ محلول از آبی به قرمز تبدیل گردید (8). میزان کلسیم به­علاوه منیزیم از رابطه 1 محاسبه گردید:

Ca+Mg (meq/lit) = ((EDTA ml × EDTA N)/ (حجم مصرفی عصاره)) ×1000

(1)

که در آن Ca+Mg جمع دو عنصر کلسیم و منیزیم، EDTA ml حجم EDTA مصرفی برای تیتر­کردن و EDTA N نرمالیته EDTA بود.

جهت سنجش کلسیم، 5 سی­سی از عصاره با آب مقطر به حجم 100 میلی­لیتر رسانده شد. سپس به ازاء هر 5 میلی­لیتر از محلول، یک قطره سود 4 نرمال اضافه گردید و بهم زده شد. بعد از آن به ازاء هر 5 میلی­لیتر از محلول، 10 میلی­گرم معرف موروکساید به آن افزوده شد و با EDTA تیتر گردید تا رنگ محلول از صورتی به ارغوانی تبدیل شد (8). میزان کلسیم از رابطه 2 بدست آمد:

Ca (meq/lit) = ((EDTA ml (× (N EDTA (/ (حجم مصرفی عصاره)( ×1000

(2)

که در آن EDTA ml حجم EDTA مصرفی برای تیتر­کردن و EDTA N نرمالیته EDTA بود.

از تفاوت دو عدد بدست آمده از رابطه یک (میزان کلسیم و منیزیم توام) و رابطه دو(میزان کلسیم به تنهایی)، میزان منیزیم محاسبه گردید.

همچنین محتوای سدیم و پتاسیم عصاره با دستگاه فلیم­فتومتر (JENWAY PFP-7)، اندازه­گیری شدند.

در نهایت جهت اندازه­گیری کلر، 5/0 گرم از نمونه خشک (تهیه شده در بخش 2-2)، با 12/0 گرم اکسید­کلسیم و آب مقطر مخلوط، سپس در کوره­الکتریکی (دمای 540 درجه سانتی­گراد به مدت 6 ساعت) قرار داده شد تا خاکستر شود. بعد از بیرون آوردن از کوره 15 میلی­لیتر آب مقطر جوش به آن اضافه، از کاغذ صافی واتمن (شماره 42) گذرانیده و با آب مقطر جوش حجم آن به 50 میلی­لیتر رسانده شد. بعد از آن pH محلول با اسید­استیک رقیق (33 میلی­لیتر اسید­استیک در 67 میلی­لیترآب مقطر) به 7 رسانده شد. بعد از آن چند قطره کرومات­پتاسیم 5 درصد (5 گرم کرومات­پتاسیم در 85 میلی­لیتر آب مقطر حل شده و پس از گذرانیدن از کاغذ­صافی، با آب مقطر به حجم 100 میلی­لیتر رسانده شد) به آن افزوده و در نهایت با نیترات­نقره 05/0 نرمال (493/8 گرم نیترات­نقره با آب مقطر به حجم یک لیتر رسانده شد) عمل تیتر ­کردن انجام شد. تیتر­ کردن تا زمانی ادامه یافت که رنگ عصاره به قرمز آجری تغییر پیدا کرد سپس میزان نیترات­نقره مصرفی یاداشت شد. برای نمونه شاهد یک میلی­لیتر کرومات­پتاسیم که در 49 میلی­لیتر آب مقطر حل شده بود با نیترات­نقره تیتر و عدد مربوطه یاداشت شد. اختلاف بین نیترات­نقره مصرفی برای تیتر کردن نمونه شاهد و نیترات­نقره مصرفی برای تیتر کردن نمونه­های تیمار یاداشت و میزان کلر از رابطه 3 محاسبه شد (2، 20).

(3)

%Cl=

که در آن ml AgNO3: حجم نیترات­نقره مصرفی، ml blank حجم نیترات­نقره مصرفی برای نمونه شاهد، N AgNO3: نرمالیته نیترات­نقره، g sample: وزن نمونه بر حسب گرم است.

درصد ریزش برگ: تعداد اولیه برگ­ها در ابتدا و انتهای آزمایش ثبت و تفاضل تعداد، به عنوان میزان ریزش برگ ثبت و بر حسب درصد محاسبه شد.

ماده خشک (برگ و ریشه): در انتهای آزمایش، نمونه­های برگ و ریشه جمع­آوری و به آزمایشگاه منتقل شد. کلیه نمونه­ها، به طور جداگانه، تمیز و وزن تر آن­ها ثبت شد. در پاکت­های کاغذی قرار گرفته و در آون (مدل Memmert ساخت کارخانه Karl Klob آلمان) در دمای 75 درجه سانتی­گراد خشک (نمونه برگ 48 ساعت، نمونه ریشه 96 ساعت) شدند و پس از آن وزن خشک آن­ها ثبت و درصد ماده خشک از رابطه 4 محاسبه شد (61).

(4)

ماده خشک = ((وزن تر- وزن خشک)/وزن تر)×100

تهیه عصاره آنزیمی جهت سنجش آنزیم­های آنتی­اکسیدان: پس از پودر کردن 5/0 گرم برگ تازه در ازت مایع و افزودن یک سی­سی بافر استخراج حاوی 100 سی­سی بافر فسفات 50 میلی­مولار، 0372/0 گرم EDTA و یک گرم PVP، 15 دقیقه سانتریفیوژ (12000 دور در دقیقه) انجام شد. از روشناور جهت ارزیابی بعدی فعالیت کاتالاز، پراکسیداز و پلی­فنل­اکسیداز استفاده گردید (23).

ارزیابی فعالیت آنزیم کاتالاز: بدین منظور 50 میکرولیتر عصاره آنزیمی با یک میلی‌لیتر محلول واکنش کاتالاز حاوی بافر فسفات­پتاسیم 50 میلی­مولار با pH برابر 7 و پراکسید­هیدروژن 15 میلی­مولار مخلوط و جذب آن در طول‌موج 240 نانومتر با دستگاه اسپکتروفتومتر (Cecil CE2501) قرائت گردید. ضریب­خاموشی آنزیم معادل mM-1Cm-14/39 می‌باشد (23).

ارزیابی فعالیت آنزیم پراکسیداز: بدین­منظور 33 میکرولیتر عصاره آنزیمی با یک میلی‌لیتر محلول واکنش پراکسیداز حاوی 13 میلی­مول گوایکول و 5 میلی­مول پراکسید­هیدروژن و 50 میلی­مول بافر فسفات­پتاسیم با pH برابر 7 مخلوط و جذب آن در طول‌موج 470 نانومتر قرائت گردید. ضریب­خاموشی آنزیم معادلmM-1Cm-16/26 می‌باشد (19).

ارزیابی فعالیت آنزیم پلی­فنل­اکسیداز: بدین منظور 100 میکرولیتر عصاره آنزیمی با یک میلی‌لیتر محلول واکنش پیروگالول حاوی 5/2 میلی­لیتر بافر فسفات­پتاسیم 50 میلی­مولار و 200 میکرولیتر پیروگالول 02/0 مولار مخلوط و جذب آن در طول‌موج 420 نانومتر قرائت گردید. ضریب­خاموشی آنزیم mM-1Cm-140/26 می‌باشد (33).

تجزیه و تحلیل داده­ها: داده­های تحقیق به صورت آزمایش فاکتوریل دو عاملی در قالب طرح بلوک­های کاملا تصادفی و با استفاده از نرم­افزار­ MSTATC مورد تجزیه و تحلیل قرار گرفت. میانگین داده­ها با آزمون دانکن مقایسه گردید. ترسیم نمودار­ها با برنامه Excel 2013 انجام شد.

نتایج

سدیم برگ و ریشه: با افزایش شوری بر میزان سدیم برگ افزوده و از میزان آن در ریشه کاسته شد. بیشترین میزان سدیم برگ (04/2 میلی­گرم در گرم) در نمک 6 دسی­زیمنس بر متر بهمراه جیبرلین 250 پی­پی­ام و در ریشه (78/0 میلی­گرم در گرم) در شوری7/1 دسی­زیمنس بر متر و جیبرلیک­اسید 500 پی­پی­ام مشاهده شد (جداول 2 و 3). کمترین مقدار سدیم در برگ و ریشه (بترتیب37/0 و 25/0 میلی­گرم در گرم) مربوط به شوری 7/1 دسی­زیمنس بر متر و جیبرلین 250 پی­پی­ام بود (جدول 3).

پتاسیم برگ و ریشه: میزان پتاسیم در برگ و ریشه با افزایش شوری کاهش یافت. بیشترین پتاسیم برگ و ریشه (بترتیب 48/1 و 4/0 میلی­گرم در گرم) بترتیب در دو تیمار جیبرلین 250 پی­پی­ام و تیمار شوری 3 دسی­زیمنس بر متر بود. کمترین پتاسیم برگ و ریشه در تیمار شوری 7/1 دسی­زیمنس بر متر همراه با جیبرلین 250 پی­پی­ام و تیمار شوری 3 دسی­زیمنس بر متر مشاهده گردید (جداول 2 و3).

کلسیم برگ و ریشه: کلسیم برگ و ریشه گواوا با افزایش شوری کاهش و با افزایش میزان جیبرلین در برگ ثابت و در ریشه افزایش یافت. بیشترین میزان کلسیم برگ و ریشه (بترتیب 79/1 و 52/1 میلی­گرم در گرم) در تیمار شوری 6 دسی­زیمنس بر متر با جیبرلین 500 پی­پی­ام و شوری صفر با جیبرلین 500 پی­پی­ام مشاهده گردید. کمترین کلسیم برگ و ریشه (بترتیب 01/1 و 1/0 میلی­گرم در گرم) در تیمار شوری 3 دسی­زیمنس بر متر با جیبرلین 250 پی­پی­ام و شوری 6 دسی­زیمنس بر متر با جیبرلین 250 پی­پی­ام بود (جداول 2 و 3).

منیزیم برگ و ریشه: با افزایش شوری میزان منیزیم در برگ افزایش و در ریشه کاهش یافت. بیشترین و کمترین منیزیم در برگ 80/9 و 36/0 میلی­گرم در گرم و در ریشه 69/0 و 06/0 میلی­گرم در گرم بود (جداول 2 و 3).

 

جدول2- مقایسه میانگین اثر متقابل شوری و جیبرلیک­اسیدبر عناصر موجود در برگ

 

 

Cl

Mg

Ca

K

Na

کلرید سدیم 7/1 دسی­زیمنس بر متر

جیبرلیک­اسید 0، پی­پی­ام

0.91 F

0.66C

1.66B

1.15C

0.4G

جیبرلیک­اسید 250 پی­پی­ام

0.90 F

0.39G

1.39D

1.48A

0.41G

جیبرلیک­اسید 500 پی­پی­ام

0.91 F

0.60D

1.39D

1.31B

0.37H

کلرید سدیم 3 دسی­زیمنس بر متر

جیبرلیک­اسید 0، پی­پی­ام

4.07E

0.36H

1.13E

0.88D

1.06D

جیبرلیک­اسید 250 پی­پی­ام

4.05E

0.46F

1.01G

0.82E

0.98E

جیبرلیک­اسید 500 پی­پی­ام

5.42C

0.38GH

1.13E

0.61H

0.95F

کلرید سدیم 6 دسی­زیمنس بر متر

جیبرلیک­اسید 0، پی­پی­ام

5.45B

0.50E

1.06F

0.00I

1.10 C

جیبرلیک­اسید 250 پی­پی­ام

4.98D

1.68B

1.63C

0.68F

1.66B

جیبرلیک­اسید 500 پی­پی­ام

6.32A

9.80A

1.79A

0.65G

2.04A

اعداد دارای حروف مشابه در هر ستون فاقد تفاوت معنی­داری در سطح 5 درصد هستند

 

جدول 3- مقایسه میانگین اثر متقابل شوری و جیبرلیک­اسید بر عناصر موجود در ریشه

 

 

Cl

Mg

Ca

K

Na

کلرید سدیم 7/1 دسی­زیمنس بر متر

جیبرلیک­اسید 0، پی­پی­ام

0.45G

0.38C

1.3B

0.33 B

0.53D

جیبرلیک­اسید 250 پی­پی­ام

0.80F

0.25E

1.06D

0.17D

0.38E

جیبرلیک­اسید 500 پی­پی­ام

1.3D

0.32D

1.5A

0.28C

0.78A

کلرید سدیم 3 دسی­زیمنس بر متر

جیبرلیک­اسید 0، پی­پی­ام

0.12H

0.69A

1.01E

0.40 A

0.66B

جیبرلیک­اسید 250 پی­پی­ام

0.93E

0.4 B

0.23G

0.08F

0.26G

جیبرلیک­اسید 500 پی­پی­ام

0.12H

0.44B

1.15 C

0.32B

0.59C

کلرید سدیم 6 دسی­زیمنس بر متر

جیبرلیک­اسید 0، پی­پی­ام

1.80A

0.063 H

0.52F

0.10E

0.36F

جیبرلیک­اسید 250 پی­پی­ام

1.36C

0.09G

0.10H

0.036G

0.25G

جیبرلیک­اسید 500 پی­پی­ام

1.52B

0.14F

0.23G

0.10E

0.39E

اعداد دارای حروف مشابه در هر ستون فاقد تفاوت معنی­داری در سطح 5 درصد هستند

 

کلر برگ و ریشه: میزان کلر در برگ و ریشه با افزایش شوری افزایش یافت. در محلول‌پاشی جیبرلین با افزایش غلظت جیبرلین در برگ میزان کلر ثابت ماند. بیشترین میزان کلر برگ و ریشه بترتیب مربوط به تیمار شوری 6 دسی­زیمنس بر متر با جیبرلین 500 پی­پی­ام (32/6 میلی­اکی­والان بر لیتر) و تیمار شوری 6 دسی­زیمنس بر متر (8/1 میلی­اکی­والان بر لیتر) بود. کمترین میزان کلر برگ در تیمار شوری 3 دسی­زیمنس بر متر با جیبرلین 250 پی­پی­ام(05/4 میلی­اکی­والان بر لیتر) و در ریشه در تیمار شوری 3 دسی­زیمنس بر متر با جیبرلین 500 پی­پی­ام(12/0 میلی­اکی­والان بر لیتر) مشاهده شد (جداول 2 و 3).

نسبت سدیم به پتاسیم برگ و ریشه: با افزایش شوری، نسبت سدیم به پتاسیم افزایش و با کاربرد جیبرلین کاهش داشت (شکل 1). کمترین نسبت سدیم به پتاسیم برگ و ریشه بترتیب در تیمار شوری 6 دسی­زیمنس بر متر با جیبرلین صفر و تیمار شاهد و بیشترین میزان نسبت مذکور در تیمار شوری 6 دسی­زیمنس بر متر با جیبرلین 500 پی­پی­ام و تیمار شوری 6 دسی­زیمنس بر متر با جیبرلین 250 پی­پی­ام مشاهده گردید.

 

شکل 1- برهمکنش شوری و جیبرلیک­اسید بر نسبت سدیم به پتاسیم در برگ و ریشه نهال گواوا، حروف مشابه نشان­دهنده­ی عدم معنی­داری در سطح یک درصد.

GA0، GA250، GA500، S1.7، S3 و S6 بترتیب معادل جیبرلیک‌اسید 0، 250، 500 پی‌پی‌ام ، کلرید سدیم 7/1، 3 و 6 دسی­زیمنس بر متر

 

نسبت کلسیم به منیزیم برگ و ریشه: افزایش شوری نسبت کلسیم به منیزیم در برگ را کاهش و بر میزان آن در ریشه افزود. محلول­پاشی با جیبرلین اما، نسبت را در برگ افزایش داد (شکل 2). بیشترین و کمترین نسبت مذکور بترتیب در تیمارهای شوری صفر با جیبرلین 250 پی­پی­ام و شوری 6 دسی­زیمنس بر متر با جیبرلین 500 پی­پی­ام مشاهده گردید.

نسبت کلسیم به مجموع سدیم و پتاسیم برگ و ریشه: با افزایش غلظت کلرید­سدیم، نسبت کلسیم به مجموع سدیم و پتاسیم در برگ و ریشه افزایش داشت. با تیمار جیبرلین، بر نسبت مذکور در برگ افزوده و از میزان آن در ریشه کاسته شد (شکل 3). کمترین نسبت مذکور در تیمار شوری 6 دسی­زیمنس بر متر با جیبرلین 250 پی­پی­ام و بیشترین مقدار آن در تیمار شوری صفر با جیبرلین 250 پی­پی­ام ریشه مشاهده شد.

درصد ریزش برگ: نتایج نشان داد با شدت یافتن تنش از تعداد برگ کاسته شد (شکل 4). در شوری 3 و 6 دسی­زیمنس تیمار با جیبرلین از شدت ریزش برگ­ها کاست. بیشترین درصد ریزش برگ مربوط به تیمار شوری 6 و 3 دسی­زیمنس بر متر بود.

 

شکل 2- برهمکنش شوری و جیبرلیک­اسید بر نسبت کلسیم به منیزیم در برگ و ریشه نهال گواوا، حروف مشابه نشان­دهنده­ی عدم معنی­داری در سطح یک درصد.

GA0، GA250، GA500، S1.7، S3 و S6 بترتیب معادل جیبرلیک‌اسید 0، 250، 500 پی‌پی‌ام ، کلرید سدیم 7/1، 3 و 6 دسی­زیمنس بر متر

 

شکل 3- برهمکنش شوری و جیبرلیک­اسید بر نسبت کلسیم به مجموع سدیم و پتاسیم  برگ و ریشه گواوا، حروف مشابه نشان­دهنده­ی عدم معنی­داری در سطح یک درصد.

GA0، GA250، GA500، S1.7، S3 و S6 بترتیب معادل جیبرلیک‌اسید 0، 250، 500 پی‌پی‌ام ، کلرید سدیم 7/1، 3 و 6 دسی­زیمنس بر متر

 

ماده خشک (برگ و ریشه): نتایج نشان داد که شوری تاثیر معنی­داری بر ماده خشک برگ و ریشه دارد (شکل 5). شوری باعث کاهش ماده خشک برگ گردید و این کاهش با افزایش غلظت نمک بیشتر بود. بیشترین ماده خشک (89/65%) در تیمار شاهد و کمترین ماده خشک (84/53­%) در تیمار شوری 6 دسی­زیمنس بر متر مشاهده

گردید.

 

شکل 4- برهمکنش شوری و جیبرلیک­اسید بر درصد ریزش برگ نهال گواوا، حروف مشابه نشان­دهنده­ی عدم معنی­داری در سطح یک درصد.

GA0، GA250، GA500، S1.7، S3 و S6 بترتیب معادل جیبرلیک‌اسید 0، 250، 500 پی‌پی‌ام ، کلرید سدیم 7/1، 3 و 6 دسی­زیمنس بر متر

 

محلول­پاشی با جیبرلین 250 پی­پی­ام در غلظت 6 دسی­زیمنس بر متر نمک باعث افزایش ماده خشک برگ (03/56­%) گردید. تغییرات ماده خشک ریشه، روندی مشابه با ماده خشک برگ داشت (شکل 5). به طوریکه از 02/61% در تیمار شاهد به 54.76% در شوری 3 دسی­زیمنس بر متر و 36/40% در شوری 6 دسی­زیمنس بر متر رسید. این مشخصه نیز با تیمار جیبرلین روند افزایشی نشان داد.

ارزیابی فعالیت کاتالاز: بر اساس نتایج شوری افزایش فعالیت آنزیم کاتالاز را باعث گردید. بیشترین فعالیت آنزیم در شوری 6 دسی­زیمنس بر متر (40/128 میکرومول در دقیقه در گرم وزن تازه) و کمترین فعالیت در تیمار شاهد (21/32 میکرومول در دقیقه در گرم وزن تازه) مشاهده شد. کاربرد اسید­جیبرلیک باعث کاهش میزان آنزیم کاتالاز در برگ دانهال گواوا گردید. پایین­ترین میزان آنزیم در تیمار اسید­جیبرلیک 500 پی­پی­ام(26/4 میکرومول در دقیقه در گرم وزن تازه) مشاهده شد (شکل 6).

ارزیابی فعالیت پراکسیداز: بر اساس یافته­های تحقیق حاضر، شوری باعث روندی نزولی در فعالیت آنزیم پراکسیداز و اسید­جیبرلیک موجب نرخ افزایشی در آن گردید. فعالیت پراکسیداز از 28/17 (میکرومول در دقیقه در گرم وزن تازه) در شوری 6 دسی­زیمنس بر متر به 0/21 (میکرومول در دقیقه در گرم وزن تازه) در شوری 6 دسی­زیمنس بر متر و اسید­جیبرلیک 500 پی­پی­ام رسید. فعالیت آنزیم در تیمار شاهد 62/23 میکرومول در دقیقه در گرم وزن تازه بود (شکل 7).

ارزیابی فعالیت پلی­فنل­اکسیداز: بنا بر نتایج فعالیت پلی­فنل­اکسیداز، با افزایش شوری نرخی کاهشی داشت. کمترین در شوری 6 دسی­زیمنس بر متر (94/0 میکرومول در دقیقه در یک گرم وزن تازه) و بیشترین فعالیت در تیمار اسید­جیبرلیک 500 پی­پی­ام (57/1 میکرومول در دقیقه در یک گرم وزن تازه) مشاهده شد (شکل 8).

بحث و نتیجه گیری

از اولین  نشانه­های  ظاهری  تنش شوری، ریزش ناگهانی

برگ­ها، ناشی از افزایش سنتز آبسزیک­اسید در ریشه و افزایش موقتی تولید اتیلن می­باشد (40). به­علاوه تجمع زیاد نمک­ها در دیواره سلولی و سیتوپلاسم، موجب آب­زدایی و چروکیدگی سلول، جلوگیری از فعالیت­های آنزیمی، صدمه به برگ، پیری پیش از موعد و در نهایت ریزش برگ می­شود (46).

 

 

شکل 5- برهمکنش شوری و جیبرلیک­اسید بر درصد ماده خشک برگ و ریشه نهال گواوا، حروف مشابه نشان­دهنده­ی عدم معنی­داری در سطح یک درصد.

GA0، GA250، GA500، S1.7، S3 و S6 بترتیب معادل جیبرلیک‌اسید 0، 250، 500 پی‌پی‌ام ، کلرید سدیم 7/1، 3 و 6 دسی­زیمنس بر متر

شکل 6- برهمکنش شوری و جیبرلیک­اسید بر فعالیت آنزیم کاتالاز گواوا، حروف مشابه نشان­دهنده­ی عدم معنی­داری در سطح یک درصد.

GA0، GA250، GA500، S1.7، S3 و S6 بترتیب معادل جیبرلیک‌اسید 0، 250، 500 پی‌پی‌ام ، کلرید سدیم 7/1، 3 و 6 دسی­زیمنس بر متر



شکل 7- برهمکنش شوری و جیبرلیک­اسید بر فعالیت آنزیم پراکسیداز گواوا، حروف مشابه نشان­دهنده­ی عدم معنی­داری در سطح یک درصد.

GA0، GA250، GA500، S1.7، S3 و S6 بترتیب معادل جیبرلیک‌اسید 0، 250، 500 پی‌پی‌ام ، کلرید سدیم 7/1، 3 و 6 دسی­زیمنس بر متر

 

 

 

شکل 8- برهمکنش شوری و جیبرلیک­اسید بر فعالیت آنزیم پلی­فنل­اکسیداز گواوا، حروف مشابه نشان­دهنده­ی عدم معنی­داری در سطح یک درصد.

GA0، GA250، GA500، S1.7، S3 و S6 بترتیب معادل جیبرلیک‌اسید 0، 250، 500 پی‌پی‌ام ، کلرید سدیم 7/1، 3 و 6 دسی­زیمنس بر متر

 

کاهش تعداد برگ گیاهان در مواجه با شوری در سایر درختان میوه از جمله مرکبات (38) و انجیر (60) نیز گزارش شده بود. همچنین به گزارشی محلول­پاشی با جیبرلین در شرایط تنش شوری، موجب کاهش ریزش برگ کُنار گردید (7).

تنش شوری از طریق کاهش تکثیر­سلولی و کاهش تجمع ماده­ خشک باعث کوتاه­شدن میان­گره­ها، ارتفاع بوته و در نتیجه وزن خشک برگ و اندام هوایی می­گردد (5). همچنین تنش شوری باعث کاهش سرعت تقسیم سلول­های مریستم ریشه و در نتیجه کاهش ماه خشک در این اندام می­گردد (31). کاربرد جیبرلین ، تاثیرات منفی تنش شوری را از طریق افزایش فعالیت کربونیک­آنهیدراز، تنظیم­اسمزی، افزایش جریان آب، افزایش سطح فتوسنتز بهبود داده و باعث افزایش ماده خشک برگ می­گردد. همچنین جیبرلین از طریق افزایش میزان انتقال مواد فتوسنتزی از برگ­ به ریشه­، افزایش وزن خشک ریشه را به­همراه می­آورد (31 و 32). اثر شوری بر کاهش ماده برگ و ریشه در سایر محصولات از جمله انجیر(60)، انار (37) و مرکبات (38) گزارش شده است. همچنین تاثیر اسید­جیبرلیک بر افزایش ماده خشک شاخساره و برگ بنه و کلخونگ تحت تنش شوری، بر نتایج تحقیق ما صحه گذاشت (3)

در شرایط بروز تنش شوری، افزایش سدیم باعث بر­هم­خوردن تعادل­اسمزی، تخریب غشاهای سلولی، جلوگیری از تقسیم­سلولی، بزرگ­شدن آن­ها و کاهش رشد می­گردد (57). بنا به گزارش­ها، در شرایط تنش شوری، محلول­پاشی با جیبرلیک­اسید، تجمع سدیم و کلر را در شاخساره و ریشه متعادل ساخته و تحمل گیاه را به تنش افزایش می‌دهد. در واقع هرچند جیبرلیک­اسید بر جذب سدیم به طور مستقیم اثر ندارد؛ اما با تاثیر بر جذب و انتقال عناصر کلسیم و پتاسیم، بر نسبت نهائی سدیم به کلسیم، سدیم به پتاسیم و پتاسیم به سدیم اثرگذار است (34 و 50).

پتاسیم در حفظ تعادل­اسمزی، باز و بسته شدن روزنه­ها و فعال­کردن آنزیم­ها و نقل و انتقالات درون گیاه نظیر پیروات­کیناز موثر است. همچنین با اتصال tRNA به ریبوزوم­ها، در سنتز پروتئین نیز نقش دارد. (57). کاهش پتاسیم در زمان بروز تنش شوری، می­تواند به دلیل رقابت سدیم بر سر مکان­های اتصال به ناقل­های غشاء­پلاسمایی و یا نشت پتاسیم به دلیل عدم ثبات غشاء­پلاسمایی باشد (24). میزان جذب پتاسیم در مقایسه با سدیم در شرایط تنش، به نوع گونه گیاهی و میزان مقاومت آن به شوری متفاوت می­باشد (57).

جانشینی یون سدیم به جای کلسیم در غشاء سلول­های ریشه و طی آن نشت یون پتاسیم از ریشه و کاهش آن در شرایط شور، باعث افزایش کلسیم در شاخساره و کاهش آن در ریشه می­گردد (25). در شرایط تنش­های محیطی بخصوص تنش شوری، علاوه بر تداخل جذب کلسیم با عناصری نظیر سدیم، کارکرد این عنصر در فعالیت­های حیاتی گیاه نیز تحت­تاثیر قرار می­گیرد. کلسیم از طریق تشکیل پیوند­های بین مولکولی باعث حفظ تمامیت غشاء، پایداری دیواره­ سلول و ممانعت از ورود سدیم به درون سلول می­گردد. از این­رو، در شرایط تنش بسته به میزان کلسیم ریشه، نفوذ­پذیری غشاء، تنظیم فشار­اسمزی، محتوای سدیم و در نتیجه نسبت پتاسیم به سدیم تحت­تاثیر قرار می­گیرد (31).

بعد از مواجه گیاه با شوری، انباشته­ شدن سمی سدیم و کلر در برگ­ها معمولا در جذب برخی عناصر ضروری بیوسنتز کلروفیل نظیر منیزیم اختلال ایجاد می­کند. در این شرایط، انتقال منیزیم از ریشه کاهش می­یابد و طی آن افزایش غلظت منیزیم مشاهده خواهد­شد (49).

گارسیا­لگاز و همکاران (2008)، افزایش غلظت کلر در شاخساره لوکات (Eriobotrya japonica L.) در محیط­های شور را به کاهش تراوائی ریشه نسبت داده­اند. اختلال در رشد و فتوسنتز در شرایط تنش شوری، تا حد زیادی به تجمع کلر در برگ­ها مربوط است (25). از طرفی تحمل به شوری به میزان جذب و انتقال یون­های کلر از ریشه به شاخه بستگی دارد. به عبارت دیگر گیاهانی که قابلیت بیشتری برای انتقال یون­های کلر دارند، کمتر این عنصر را در برگ­ها انباشته می­کنند و در نتیجه خسارت کمتری متحمل می­شوند (44).

هرچند هر دو یون سدیم و پتاسیم در تنظیم­ اسمزی بافت­های برگ درگیر هستند، اما جذب آن­ها به عنوان فرآیند­های رقابتی در گیاهان در نظر گرفته می­شود. چون پتاسیم اغلب در پاسخ به رطوبت کم خاک افزایش می­یابد، در­حالی­که تجمع سدیم تحت شرایط شوری رخ می­دهد. لذا اغلب نسبت بین آن­ها در شرایط تنش خشکی و شوری مورد توجه محققان می­باشد (52).

پتاسیم عنصری ضروری است که به علت نقش آن در تنظیم اسمزی و نیز نقش رقابتی با سدیم، تغییرات نسبت آن با سدیم در شرایط شوری مورد توجه می­باشد. مقادیر بالای پتاسیم با افزایش نسبت پتاسیم به سدیم، رابطه نزدیکی با مقاومت (و یا تحمل) به شوری دارد (52). در شرایط تنش شوری، اختلال در جذب پتاسیم سبب کاهش سنتز پروتئین می­شود. در این شرایط، سدیم با پتاسیم برای جذب از عرض غشاء­پلاسمایی سلول­های گیاهی رقابت می­کند. این امر منجر به کاهش نسبت پتاسیم به سدیم، کاهش رشد گیاه و در نتیجه افزایش سمیت سدیم می­گردد (53). در لیمو نیز تحت تاثیر شوری، نسبت پتاسیم به سدیم کاهش یافت (26).

در مطالعه گارسیا-سانچز و همکاران (2003) با افزایش شوری، نسبت کلسیم به منیزیم در برگ لیمو تحت­تاثیر قرار گرفت (26). احتمالا سدیم از حرکت شعاعی کلسیم در ریشه، جلوگیری می­نماید. کمبود کلسیم در شرایط شور به خصوص وقتی که سدیم تحرک کلسیم را در بافت­های جوان در حال نمو کاهش می­دهد، بیشتر نمود می­یابد (27). نائینی و همکاران (1383)، نشان دادند که افزایش شوری موجب افزایش محتوای سدیم و رقابت سدیم با کلسیم در جذب و انتقال، کاهش غلظت کلسیم در اندام هوایی انار گردیده و نسبت کلسیم به سدیم را کاهش داده­است (9). در پژوهش اقبال و اشرف (2013)، بر دو رقم گندم تحت تنش شوری، کاربرد جیبرلین، سدیم شاخساره و ریشه را کاهش بر پتاسیم و کلسیم ریشه افزود (32).

شوری موجب بروز نارسایی­های گوناگون تغذیه­ای در گیاه می­شود که ناشی از اثرات منفی شوری بر جذب عناصر غذایی و ایجاد رقابت بین یون­ها در بخش­های مختلف گیاه است. در واقع اثرات سمیت کلرید­سدیم، نه تنها به دلیل اثرات مستقیم تجمع یون سدیم، بلکه ناشی از کاهش مقدار عناصر ضروری (نظیر پتاسیم و کلسیم) در گیاه می­باشد (52). در شرایط مذکور، عناصر­غذایی مورد نیاز برای گیاه دچار محدودیت شده، pH و ساختمان خاک تغییر کرده و منجر به کاهش میزان اکسیژن در محیط ریشه می­گردد. با افزایش مقدار سدیم (یا نسبت سدیم به کلسیم) در محیط ریشه، غلظت پتاسیم در بافت­های گیاهی کاهش می­یابد. در ادامه کاهش کلسیم، منیزیم، نیتروژن، فسفر و در نتیجه افزایش نسبت سدیم/پتاسیم، سدیم/کلسیم، سدیم/منیزیم و سدیم/فسفر در برگ، منجر به افزایش احیاء قند­ها، اختلال در سنتز پروتئین­ها، هیدرولیز پروتئین­ها، کاهش پروتئین­های محلول، تخریب کلروفیل، اختلال در فعالیت آنزیم­های دخیل در بیوسنتز (نظیر فسفو­اینول­پیروات­کربوکسیلاز، ریبولوز­بی­فسفات­کربوکسیلاز، آنزیم­های مسیر پنتوز­فسفات و آنزیم­های مسیر گلیکولیز) و در نهایت کاهش بیوماس می­گردد (22).

گیاهان، اما، راهکار­های مختلف مورفولوژیک، بیوشیمیایی و مولکولی برای مقابله با این تنش دارند. کاهش توسعه برگ، برگ­های کوتاه و ضخیم، کاهش رشد طولی اندام­ها و حذف اندام­های اضافی حاوی تجمع املاح مضر، از جمله نمودهای مورفولوژیک تنش شوری در گیاهان و ناشی از کاهش کارایی زنجیره انتقال الکترون و کمپلکس­های جمع­کننده نور، کاهش کارآیی کربوکسیلازی آنزیم روبیسکو، مهار سنتز ATP، غیر­فعال­شدن فتوسیستم یک و دو، تغییر در هدایت­روزنه­ای، افزایش نرخ­تعرق، کاهش محتوای­نسبی­آب و کاهش فشار تورژسانس، تغییر در مقدار رنگیزه­های فتوسنتزی و شدت فعالیت آنزیم کلروفیلاز، کاهش میزان فتوسنتز، اختلال در جذب و انتقال یون­های ضروری و اکسیداسیون ترکیبات مهم زیستی و آسیب به غشا­های زیستی هستند(5، 29، 50). از جمله واکنش­های بیوشیمیایی و مولکولی می­توان به کاهش جذب یون­های کلر و سدیم توسط ریشه­ها (51)، کاهش انتقال کلر و سدیم به شاخه، تجمع انتخابی یون­ها، سنتز ترکیبات متعادل کننده فشار­اسمزی، هدایت یون­های سمی به واکوئل، تغییر در مسیر فتوسنتزی، تغییر در ساختار غشایی، افزایش فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدان و تولید هورمون­های درون­زا نظیر جیبرلیک­اسید اشاره کرد (61).

تنش غیرزیستی باعث تغییر در فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدانی در ریشه و برگ گیاهان می‌گردد. افزایش در کاتالاز تحت شرایط شوری در این تحقیق با یافته­های محققان قبلی هم­سو بود (15). افزایش کاتالاز با توقف واکنش­های زنجیر­ه­ای رادیکال­های آزاد، از گیاهان در برابر تنش اکسیداتیو محافظت می­کند (52). محلول­پاشی با اسید­جیبرلیک تحت تنش شوری با تحریک سنتز کاتالاز، اثرات منفی این تنش را تخفیف می­دهد (14). پلی­فنل­اکسیدازها و پراکسیدازها علاوه بر لیگنینی­شدن دیواره­سلولی در تحمل به شوری نیز ایفای نقش می­کنند (15 و 45). از طرفی در گیاهان تحت تنش، جیبرلین، با بهبود فعالیت آنزیم­های پلی­فنل­اکسیداز، پر­اکسیداز و سوپر­اکسید­دیسموتاز، رفتار رشدی گیاه را بهبود می­بخشد (39).

همچنین محلول‌پاشی با جیبرلین با افزایش میزان فتوسنتز، ترمیم رنگدانه­های فتوسنتزی تخریب­ شده و به عنوان یک ترکیب ضد تنشی، تحریک در رشد، بهبود محتوای آب نسبی، بهبود جذب پتاسیم، افزایش نسبت پتاسیم به سدیم برگ، حفظ پتاسیم در سلول­های محافظ روزنه، ثبات هدایت روزنه­ای و تداوم ورود گاز دی­اکسید­کربن به سلول­های مزوفیل، باعث توزیع متعادل یون­ها در ریشه و شاخساره در گیاهان تحت تنش شوری می­گردد. هچنین جیبرلین غلظت سدیم و کلر را کاهش و تجمع کلسیم را افزایش می­دهد (6، 31، 32، 34، 54، 56). علاوه­بر آن گزارش شده فعالیت آنزیم ساکارز­فسفات­سنتتاز با کاربرد برگی GA7، GA4 و GA3 در گیاه تحریک شده (14) و جیبرلین از طریق فعال­سازی برخی آنزیم­ها، تحریک  سنتز کاتالاز و برخی متابولیت­های ثانویه از آثار شوری کاسته، سپس با تبدیل گلوتامات به پرولین و تغییر در نفوذپذیری غشاء باعث افزایش تحمل به شوری می­گردد (4، 14).

به­علاوه اخیرا اثبات شده زمانی که گیاهان مواجه شده با تنش­های غیر­زیستی با جیبرلیک­اسید تیمار می‌شوند، سنتز پروتئین­های DELLAs القاء شده و در نتیجه رشد و نمو گیاه نرخ کمتری به خود می‌گیرد. این دسته پروتئین­ها از فعالیت آنزیم­هایی که در رشد و نمو نقش دارند ممانعت می­کند. در نتیجه تولید گونه­های فعال اکسیژن محدود شده و از مرگ سلول جلوگیری می‌گردد (10 و 42). در واقع پروتئین­های DELLAs همانند نوعی کنترل­کننده درونی عمل می‌کند (30 و 42)، که در حضور جیبرلیک­اسید، نوعی خودتنظیمی درونی-سلولی را در راستای تحمل تنش وارده، اعمال می‌کند (10، 11، 12). در نتیجه با وجود اینکه در شرایط تنش تیمار با جیبرلیک­اسید باعث افزایش رشد در گیاه نمی‌گردد، اما گیاه قادر به جذب انتخابی یون­ها گشته و از تجمع بیش از حد یون­های سمی ممانعت به عمل می‌آید (12).

در مطالعه حاضر با افزایش شوری، میزان سدیم و منیزیم در برگ افزایش و در ریشه کاهش یافت. همچنین میزان پتاسیم، کلسیم، نسبت پتاسیم به سدیم و نسبت کلسیم به سدیم در برگ و ریشه کاهش یافت. میزان کلر و نسبت کلسیم به مجموع سدیم و پتاسیم در برگ و ریشه افزایش یافت. در نهایت نسبت سدیم به پتاسیم، نسبت کلسیم به منیزیم و نسبت سدیم به کلسیم در برگ و ریشه روندی صعودی داشت. در این تحقیق بیشترین درصد کاهش برگ­های سالم مربوط به تیمارهای شوری 6 و 3 دسی­زیمنس بر متر بود. همچنین شوری باعث کاهش وزن خشک برگ و ریشه گردید و این کاهش با افزایش غلظت نمک مشهودتر بود. محلول­پاشی شاخ و برگ با جیبرلیک­اسید، بر توزیع و نسبت عناصر در ریشه و برگ تاثیر گذاشته و نسبت کلر و سدیم را متعادل ساخت که با افزایش میزان پتاسیم و تعدیل نسبت سدیم به پتاسیم و پتاسیم به سدیم، توزیع بهتر کلسیم بین برگ و ریشه و تعادل در نسبت کلسیم به سدیم، سدیم به کلسیم و کلسیم به منیزیم همراه بود. بعد از تیمار با جیبرلین ریزش برگ به طرز معنی­داری کاهش پیدا کرد.

همچنین شوری باعث کاهش میزان فعالیت آنزیم­های پراکسیداز و پلی­فنل­اکسیداز و افزایش در فعالیت کاتالاز در دانهال گواوا گردید، اما اسید­جیبرلیک با کاهش اثرات تنش ­اکسیداتیو و کاهش در فعالیت کاتالاز؛ بهبودی صفات رشدی را باعث گردید. بنا به یافته­های تحقیق حاضر، جیبرلیک­اسید به میزان 500 پی­پی­ام توانست به عنوان تیماری مدیریتی و راهکاری موثر در تخفیف خسارت وارده از تنش شوری بر نهال گواوا ایفای نقش کند و به نظر می­رسد بتواند به عنوان تکنیکی ساده و کارا در نهالستان­ها و باغات، مورد استفاده تولید­کنندگان قرار گیرد.

سپاسگزاری

از معاونت محترم پژوهش و فناوری دانشگاه هرمزگان به دلیل تامین هزینه­های انجام این تحقیق سپاسگزاری می­گردد.

  • آمارنامه کشاورزی ایران، 1395، نشریه شماره 01/79. اداره کل آمار و اطلاعات کشاورزی.
  • امامی، ع. 1375. روش­های تجزیه گیاه. نشریه فنی شماره 982، انتشارات موسسه تحقیقات خاک و آب، تهران، 128صفحه.
  • بانی­نسب، ب. و راحمی، م. 1377. تاثیر کاربرد اسید­جیبرلیک در رشد و نمو دانهال­های بنه و کلخونگ. مجله علوم کشاورزی ایران، جلد 29، شماره1. صفحه 33-27.
  • فیروزه، ر. خاوری نژاد، ر . نجفی، ف و سعادتمند، س. 1397. اثرات جیبرلین بر محتوای رنگیزه های فتوسنتزی، پرولین، فنل و فلاونوئید در گیاه دارویی تحت تنش شوری
    (Satureja hortensis ) مرزه. مجله پژوهشهای گیاهی زیست شناسی ایران. 31 (4).
  • کافی، م. برزوئی، ا. صالحی، م. کمندی، ع. معصومی، ع و نباتی، ج. 1388. فیزیولوژی تنش­های محیطی در گیاهان. جهاد دانشگاهی مشهد. مشهد.
  • عباسپور، ح و رضایی، ح. 1393. اثر جیبرلیک اسید بر سرعت واکنش هیل، رنگیزه های فتوسنتزی و ترکیبات فنلی در گیاه در شرایط تنش خشکی (Dracocephalum moldavica) دارویی بادرشبو. مجله پژوهشهای گیاهی زیست شناسی ایران. 27 (5): 893-903.
  • عبدالهی ، ف. جعفری ل. گردی­تختی ش. 1392. بررسی تاثیر­جیبرلین (GA3) بر رشد و ترکیب شیمیایی برگ گیاهچه کنار تحت تنش شوری. فرآیند و کارکرد گیاهی 2(2) .53-67.
  • علی­احیایی، م. و بهبهانی­زاده، ع. ا. 1372. شرح روش­های تجزیه شیمیایی خاک، نشریه فنی شماره 1024، انتشارات موسسه خاک و آب، تهران، 108صفحه.
  • نائینی، م. ر.، لسانی، ا.، خوش­گفتار منش، ح. و میرزا­پور، م.ه. 1383. اثر تنش شوری ناشی از کلرور­سدیم بر غلظت و توزیع عناصر­معدنی و قند­های محلول سه رقم تجاری انار. مجله علوم خاک و آب. شماره 18: 106- 97.

 

  • Achard P., Cheng H., De Grauwe L., Decat J., Schoutteten H., Moritz T., Van Der Straeten D., Peng J., Harberd N. P. 2006. Integration of plant responses to environmentally activated phytohormonal signals. Science 311, 91-94.
  • Achard P., Gong F., Cheminant S., Alioua M., Hedden P., Genschik P. 2008a. The cold-inducible CBF1 factordependent signaling pathway modulates the accumulation of the growth-repressing DELLA proteins via its effect on gibberellin metabolism. Plant Cell 20, 2117-2129.
  • Achard P., Renou J.-P., Berthomé R., Harberd N. P., Genschik P. 2008b. Plant DELLAs restrain growth and promote survival of adversity by reducing the levels of reactive oxygen species. Curr. Biol. 18, 656-660.
  • Ali-Dinar, H. M., G. Ebert and P. Ludders. 1999. Growth, chlorophyll content, photosynthesis and water relations in guava (Psidium guajava ) under salinity and different nitrogen supply. Gartenbauwissenschaft; 64:54–59.
  • Ali, H. M., M. H. Siddiqui, M. O. Basalah, M. H. Al- Whaibi, A. M. Sakran and A. Al-Amri. 2012. Effect of gibberellic acid on growth and photosynthetic pigments of Hibiscus sabdariffa Afr.J. Biotechnol. 11: 800-804.
  • Atak, C., Celik, O., Olgun, A., Alikamanoglu, S. and Rzakoulieva, A. 2007. Effect of magnetic field on peroxidase activities of soybean tissue culture. Biotechnology 2: 21-25.
  • Betrand, A. M. and A. Ernstsen. 2001. Endogenous gibberellins in Lolium perenne and influence of defoliation on their contents in elongating leaf bases and in leaf sheaths. Physiol Plant. 111,123-231.
  • Cavalcante L.F., J.R.M. Costa, F.K.D. Oliveira, Í.H.L. Cavalcante and F.A.R. Araújo. 2005. Produçăo do maracujazeiro-amarelo irrigado com água salina em cova protegidas contra perdas hídricas, IRRIGA. 10(3): 229-240.
  • Cavalcante, I. H. L., L. F. Cavalcante, Y. Hu and M. Z. B. Cavalcante. 2007. Water salinity and initial development of four Guava (Psidium guajava L.) cultivars in North-Eastern Brazil. J. Fruit Ornam. Plant Res. 15: 71-80.
  • Chance, B. Maehly, AC. 1995. Assay of proxidases. Methods enzymol. 11: 755 – 764.
  • Chapman, H.D., Pratt, P.F., 1961. Methods of analysiS for soils , plants , and waters. Univ. of Calif. , Div. Agr. Sci . , Berkeley, Calif.
  • Conklin, P.L. 2001. Recent advances in the role and biosynthesis of ascorbicacid in plants. ‎Plant Cell Environ. 244: 383–394.
  • Demiral, M.A. 2005. Comparative response of two olive (Olea europaea ) cultivars to salinity. TUR. J. A. 29:267-274.
  • Dhindsa R.S., Plumb-Dhindsa P., Thorpe T. 1981. Leaf senescence: correlated with increased levels of membrane permeability and lipid peroxidation, and decreased levels of superoxide dismutase and catalase. Journal of Experimental Botany. 32: 93–101.
  • Ferreira-Silva, S.L., J. Silveira., E. Voigt., L. Soares., and R. Viegas. 2008. Changes in physiological indicators associated with salt tolerance in two contrasting cashew rootstocks. Braz. J. Plant Physiol. 20(1): 51-59.
  • Garcia-Legaz, M.F., E. Lopez-Gomez, J.M. Beneyto A. Navarro and M. Sanchez-Blanco. 2008. Physiological behaviour of loquat and anger rootstocks in relation to salinity and calcium addition. J. Plant Physiol. 165: 1049- 1060.
  • Garcia-Sanches, F., M. Carvajal, I. Porras, P. Botia and V. Martinez. 2003. Effect of salinity and rate of irrigation on yield, fruit quality and mineral composition of 'Fino 49' lemon. Eur J Agron. 19:427-437.
  • Grattan, S. R. and C. M. Grieve. 1992. Mineral nutrient acquisition and response by plants growth in saline environment. Agric. Ecosyst. Environ. 38:275-300.
  • Hooda P. S. and R. Yamdagni. 1991. Salt tolerance of guava (Psidium guajava) and amla (Emblica officinalis) at germination stage. Research and DevelopmentTechnical Report. 8(1): 36-38.
  • Hopkins, W.., 2008. Introduction to plant physiology. Wiley.
  • Ikeda, A., Ueguchi-Tanaka, Sonoda Y., Kitano H., Koshioka M., Futsuhara Y., Matsuoka M., Yamaguchi J. 2001. Slender rice, a constitutive gibberellin response mutant, is caused by a null mutation of the SLR1 gene, an ortholog of the heightregulating gene GAI/RGA/RHT/D8. The Plant Cell. 13 (5): 999–1010.
  • Iqbal M. and M. Ashraf. 2010. Changes in hormonal balance: a possible mechanism of presowing chilling-induced salt tolerance in spring wheat. J. Agron. Crop Science. doi:10.1111/j.1439-037X.2010.00434.x.
  • Iqbal M. and M. Ashraf. 2013. Gibberellic acid mediated induction of salt tolerance in wheat plants: Growth, ionic partitioning, photosynthesis, yield and hormonal homeostasis. Environ Exper Bot. 86: 76-85.
  • Kar M. and Mishra D. 1976. Polyphenoloxidase activity during rice leaf senescence. Plant physiology. 57: 315-319.
  • Karim F., M. Asharaf and E. Rasoul. 2001. Influence of gibberellic acid (GA3) on growth and ion accumulation of two elite spring wheat cultivars under saline conditions Pak.J. Bot. 33: 463-471.
  • Kaul M. K., P. K. Mheta and R. K. Baskshi. 1988. Note on effect of different salts on seed germination of Psidiumguajava cv. L-49 (Sadar). Current agriculture. 12(1-2): 83-85.
  • Kaya C., L. Tuna and D. Higgs. 2006. Effect of silicon on plant growth and mineral nutrition of maize grown under water – stress condition. J. Plant Nutrition. 29:1469- 1480.
  • Khayyat, M., Tehranifar, A., Davarynejad, G.H., and M.H. Sayyari-Zahan. 2014. Vegetative growth, compatible solute accumulation, ion partitioning and chlorophyll fluorescence of Malase-e-Saveh and Shishe-kab pomegranate in response to salinity stress. Photosenthetica, 5:301-312.
  • Khoshbahkt, D., Ghorbani, A., Baninasab .B., Naseri, L. A. and M, Mirzaei, M. 2014. Effects of supplementary potassium nitrate on growth and gas-exchange characteristics of salt-stressed citrus seedling. Photosynthetica, 52:589-596.
  • Levent Tuna A., Cengiz K., Murat D. and David H. 2008. The combined effects of gibberellic acid and salinity on some antioxidant enzyme activities, plant growth parameters and nutritional status in maize plants. Environmental and Experimental Botany. 62: 1-9.
  • Levy Y. and Syvertsen J. 2004. Irrigation water quality and salinity effects in citrus trees. Horticultural. Review. 30: 37-82.
  • Liu, J., B. J. Yu and Y. L. Liu. 2006. Effects of spermidine and sperimine levels on salt tolerance associated with tonoplast H+ ATPase and H+-PPase activities in barley roots. Plant Growth Regul. . 49: 119-126.
  • Magome H., Yamaguchi S., Hanada A., Kamiya Y., Oda K. 2008. The DDF1 transcriptional activator upregulates expression of a gibberellin-deactivating gene, GA2ox7, under high-salinity stress in Arabidopsis. Plant J. 56, 613-626.
  • Makhija, M., Dhankhar O.P., Singhrot R.S. 1980. Effect of soil salinity levels on growth and leaf mineral composition of guava (Psidium guajava ). Haryana Journal of Horticultural Science. 9(1-2): 21-25.
  • Marschner H., 1995. Functions of mineral nutrients: Micronutrients. Mineral nutrition of higher plants. 2nd ed. Academic Press Limited. San Diego. CA. 313-396.
  • Mohammadi M. and Kazemi H. 2002. Changesin peroxidase and polyphenol oxidase activities insusceptible and resistance wheat heads inoculated with fusarium graminearum and inducedresistance. Plant Science. 162: 491-498.
  • Munns, R. 2002. Comparative physiology of salt and water stress. Plant, Cell & Environment, 25(2), 239–250.
  • Munns, R. and M. Tester. 2008. Mechanisms of salinity tolerance. Annu Rev Plant Biol. 59: 651-681.
  • Mutsushita, N. and T. Matoch. 1992. Function of the shoot base of salt tolerance reed (Phragmites Communis Trinius) plants from Na+ exclusion from the shoots. J. Soil Sci. Plant Nutr. 38:565-571.
  • Neocleous, D. and M. Vasilakakis. 2007. Effects of NaCl stress on red raspberry (Rubus idaeus "Autumn Bliss"). Sci Hortic. 112: 282-289.
  • Rama T., R. Rashad and A. Hussien. 2014. A comparison study on the effect of some growth regulators on the nutrients content of maize plant under salinity conditions. Annals of Agricultural Science. 59(1), 89–94.
  • Raskin, I. 1992. Role of salicylic acid in plants. Annu Rev Plant Biol. . 43: 439-463.
  • Rukmini M.S., Benedicta D.S. and Vivan D.S. 2004. Superoxide dismutase and catalase activities andtheir correlation with malon dialdehyde in Schizophrenic Patients. Indian journal of Clinical Biochemistery.1919: 114-118.
  • Sato, S., S. Sakaguchi, H. Furukawa and H. Ikeda. 2006. Effects of NaCl application to hydroponic nutrient solution on fruit characteristics of tomato (lycopersicon esculentum). Sci Hortic. 109: 248-253.
  • Schachman, D. and W. Lio. 1999. Molecular pieces to puzzle of intraction between potassium and sodium uptake in plants. Trends in Plant Sci. 4:281-287.
  • Shah, S. H. 2007. Effect of salt stress on mustard as affected by gibberellic acid application. Gen. Appl. Plant Physiol. 33(1-2): 97-106.
  • Smirnoff N. 1993. The role of active oxygen in the response of plants to water deficit and desiccation. New Phytologist. 125: 27-58
  • Subbarao G.V., C. Johansen, M. K. Jana, J. V. K. Kao. 1990. Effects of sodium/calcium ratio in modifying salinity responses of pigeon pea (Cajanus cajan). J. Plant Physiol. 136, 439–443.
  • Szczerba, M. W., D. T. Britto and H. J. Kronzucker. 2009. K+ transport in plants: physiology and molecular biology. J. Plant Physiol. 166: 447-466.
  • Walker, R. R., P. E. Kriedemann and D. G. Maggs. 1979. Growth, leaf physiology and development in salt-stressed guavas. Aust J Agric Res. 30: 477–488.
  • Yadava, U. L. 1996. Guava (Psidium guajava ): An exotic tree fruit with potential in the southeastern United States. Hort. Science. 31:789-794.
  • , M., Azizi., M., Rahemi., M., & Tehranifar., A. 2016. Evaluation of NaCl Salinity Tolerance of Four Fig Genotypes Based on Vegetative Growth and Ion Content in Leaves, Shoots, and Roots. HortScience, 51, 1427–1434.
  • Zekri, M. 1991. Effect of NaCl on growth and physiology of Sour orange and Cleopatra mandarin seedlings. Sci Hortic. 47: 305-319.
Volume 33, Issue 4
December 2020
Pages 932-942
  • Receive Date: 25 June 2019
  • Accept Date: 26 August 2019
  • First Publish Date: 21 December 2020