مجله پژوهشهای گیاهی (مجله زیست شناسی ایران)(علمی)

تاثیر سیلیکون و نانودی اکسید سیلیکون بر فاکتورهای رشدی، میزان اسمولیت ها و محتوای یونی گیاه زعفران(Crocus Sativus L.) تحت تنش شوری

نوع مقاله : مقاله پژوهشی

نویسندگان

دانشگاه ارومیه

چکیده

زعفران با نام عمومی (Saffron) و نام علمی (Crocus sativus L.) یکی از قدیمی‌ترین گیاهان دارویی است که همواره مورد توجه بوده و عملکرد آن به عوامل مختلفی وابسته است. هدف از این مطالعه بررسی اثر تنش شوری بر گیاه زعفران و نقش محلول‌پاشی سیلیکون و نانو دی‌اکسید سیلیکون در کاهش اثر شوری بود. برای این منظور گیاهان زعفران با سطوح مختلف شوری (0، 75 و 150 میلی‌مولار کلرید سدیم) و سیلیکون و نانو دی‌اکسید سیلیکون (5/0 و 1 میلی‌مولار) در 4 تکرار به مدت 3 ماه تیمار شدند. بعد از برداشت متغییرهای رشدی و بیوشیمیایی مورد ارزیابی قرار گرفتند. نتایج نشان داد که شوری موجب کاهش طول و وزن خشک اندام هوایی و زیرزمینی، میزان پتاسیم، نسبت K+/Na+ و RWC شد. علاوه‌بر این، شوری مرگ سلولی، میزان پرولین و گلایسین بتایین، محتوای یون‌های سدیم و کلر را در گیاهان تحت تیمار افزایش داد. اعمال سیلیکون و نانو دی‌اکسید سیلیکون موجب بهبود فاکتورهای رشدی، میزان پتاسیم، نسبت K+/Na+ و RWC شد. نتایج همچنین نشان داد که اعمال سیلیکون و نانو سیلیکون موجب کاهش اسمولیت‌های سازگار و یون‌های سدیم و کلر شد. می‌توان نتیجه گرفت که سیلیکون و نانو دی‌اکسید سیلیکون، به‌ویژه نانو ذره دی‌اکسید سیلیکون، توانایی کاهش سمیت حاصل از تنش شوری را در زعفران دارند و می‌توانند در افزایش مقاومت گیاهان زعفران در برابر تنش شوری نقش مهمی داشته باشند.

کلیدواژه‌ها

عنوان مقاله [English]

The effect of silicon and silicon dioxide nanoparticle on growth factors, osmolytes and ionic content of saffron (Crocus Sativus L.) under salinity stress

نویسندگان [English]

  • maryam Asemeh
  • L. pourakbar

Biologg Department< Science faculty< Urmia university

چکیده [English]

Saffron with scientific name of Crocus sativus L. is one of the oldest medicinal herbs which has always been center of attention and its performance depends on different factors. The aim of this study was to examine the effect of salinity stress on saffron plants and the role of foliar application of silicon and silicon nanoparticles in alleviating the impact of salinity. Saffron plants were treated at the four- leaf stage of plants by different levels of salinity (0, 75 and 150 mM), silicon and silicon dioxide NPs (0.5 and 1 mM) with four replications along 3 month. Aftert harvest, growth and biochemical variables were determined. The results showed that salinity reduced length of shoots and roots, fresh and dry weight of the aerial and underground organs, K+ content, K+/Na+ ratio and RWC. Forthermore, salinity incrased the cell death, amout of proline, glycine betain and Na+ and Cl- content in the treated plant. Foliar application of silicon and silicon dioxide nanoparticles improved growth factors, RWC, K+ content and K+/Na+ ratio. The results also showed applying silicon and nanosilicon decreased compatible osmolytes and Na+ and Cl- content. It can be concluded that Si and SiO2 NPs, especially SiO2 NPs, had the ability to reduce the toxicity created under salinity stress in saffron and could play an important role in increasing the resistance of saffron plants to salinity stress.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Saffron
  • Salinity
  • Silicon nanoparticles
  • Compatible osmolytes
  • Ionic content

تاثیر سیلیکون و نانودی اکسید سیلیکون بر فاکتورهای رشدی، مقدار اسمولیت­ها و محتوای یونی گیاه زعفران(Crocus Sativus L.) تحت تنش شوری

مریم عاصمه و لطیفه پوراکبر*

ایران، ارومیه، دانشگاه ارومیه، دانشکده علوم پایه، گروه زیست شناسی

تاریخ دریافت: 16/09/1398          تاریخ پذیرش: 7/07/1399

چکیده

هدف از این مطالعه بررسی اثر تنش شوری بر گیاه زعفران و نقش محلول­پاشی سیلیکون و نانو دی­اکسید سیلیکون در کاهش اثر شوری بود. در این راستا گیاهان زعفران به مدت 1 ماه در وضعیت گلخانه­ای و به روش هیدروپونیک کشت شدند و تیمار شوری در سه سطح (0، 75 و 150 میلی­مولار کلرید سدیم) بعداز مرحله 4 برگی (گیاهان 1 ماهه) به مدت سه ماه به گیاهان زعفران اعمال شد. سیلیکون و نانو ذرات دی­اکسید سیلیکون نیز در دو سطح 5/0 و 1 میلی­مولار به صورت افشانه بر برگ گیاه زعفران اعمال گردید. بعد از سه ماه اعمال تیمارها گیاهان برداشت گردیده و فاکتورهای رشدی و بیوشیمایی مورد بررسی قرار گرفت. نتایج نشان داد که شوری طول و وزن خشک اندام هوایی و زیرزمینی، مقدار پتاسیم (36/26 تا 84/45%)، نسبت K+/Na+ (67/4 تا 52/9 برابر) و RWC (75/5%) را کاهش داد. علاوه­بر این، شوری مرگ سلولی (142 تا 167%)، مقدار پرولین (74/119 تا 47/131%) و گلایسین بتایین (18/54 تا 70/ 65%)، محتوای یون­های سدیم (53/6 تا 78/8 برابر) و کلر (93/1 تا 92/4 برابر) را در گیاهان تحت تیمار افزایش داد. اعمال سیلیکون و نانو دی­اکسید سیلیکون موجب بهبود فاکتورهای رشدی، مقدار پتاسیم، نسبت K+/Na+ و RWC شد. نتایج همچنین نشان داد که اعمال سیلیکون و نانو سیلیکون موجب کاهش اسمولیت­های سازگار و یون­های سدیم و کلر شد. می­توان نتیجه گرفت که سیلیکون و نانو دی­اکسید سیلیکون، به­ویژه نانو ذره دی­اکسید سیلیکون در غلظت 5/0 میلی مولار، توانایی کاهش سمیت حاصل از تنش شوری را در زعفران دارند و می­توانند در افزایش مقاومت گیاهان زعفران در برابر تنش شوری نقش مهمی داشته باشند.

واژه های کلیدی: اسمولیت­های سازگار، زعفران، شوری، محتوای یونی، نانوذرات سیلیکون.

* نویسنده مسئول، تلفن: 04431942100، پست الکترونیکی: l.pourakbar@urmia.ac.ir

مقدمه

 

شوری یکی از تنش­های غیر­زنده است که عملکرد کشاورزی را تحت تاثیر قرار داده و حداقل به 20% از محصولات زراعی کشت شده در سراسر جهان آسیب می­رساند (24).  درک چگونگی واکنش گیاه به شوری می­تواند نقش عمده­ای در ثبات عملکرد گیاهان زراعی داشته باشد (13). میزان جذب آب در گیاهانی که تحت تنش شوری قرار می­گیرند شدیداً کاهش می­یابد که می­تواند بر آب درون و برون سلولی اثر گذاشته و از گسترش سلول جلوگیری کند که نهایتاً این امر منجر به افت عملکرد روزنه می­شود (20). لذا ضروری است که مکانیسم­های فیزیولوژیکی اثرات کمبود رطوبت و تنش اسمزی بر کاهش رشد گیاه مورد بررسی قرار گیرد (46). عمده­ترین اثر تنش شوری بر گیاهان جلوگیری از رشد است که ممکن است بدلیل کاهش تقسیم سلولی، عدم تعادل یونی، کاهش جذب آب، اختلال در جذب عناصر، اثرات یون­های سمی بویژه سدیم، اختلال در جذب، احیاء و متابولیسم ازت و پروتئین، بسته شدن جزئی یا کلی روزنه­ها و کاهش کارایی فتوسنتز باشد (41).

از میان رویکردها، بهبود وضع تغذیه­ای گیاهان با استفاده از مکمل­های خارجی برای جبران آسیب­های ناشی از تنش­های غیر­زیستی در گیاهان مورد توجه قرار گرفته است. در این راستا بهبود رشد و عملکرد گیاه زعفران تحت شرایط تنش با اعمال اگزوژنی (برون­زاد) مواد معدنی مانند پتاسیم (8) و نانو ذرات دی­اکسید تیتانیوم (37) گزارش شده است. به­علاوه برخی مواد مغذی معدنی سودمند نیز مورد بررسی قرار گرفته است که می­تواند در کاهش اثرات نامطلوب تنش شوری و افزایش مقاومت گیاهان در مقابل تنش موثر واقع شود (51). سیلیسیم (Si) دومین عنصر فراوان در سطح کره زمین و یکی از عناصر غذایی مفید در رشد و سلامت گیاهان می­باشد.  با وجود اهمیت Si به عنوان ماده معدنی گیاهی، Si به عنوان یک عنصر ضروری برای گیاهان به­غیر از اعضا دم اسبیان (Equisitaceae) محسوب نمی­شود و بنابراین در فرمول­بندی هیچیک از محلول­های غذایی مورد استفاده قرار نمی­گیرد (18). سیلیسیم نه تنها به عنوان یک مانع فیزیکی و مکانیکی در گیاهان عمل کرده و در دیواره سلولی ذخیره می­شود بلکه بطور فعال در فعالیت­های متابولیکی و یا فیزیولوژیکی مخصوصاً در گیاهان تحت تنش­های محیطی دخالت می­کند (32). به­عنوان اثر مفید سیلیسیم ثابت شده است که این عنصر می­تواند عاملی برای افزایش تولید و کیفیت محصول و کاهش تبخیر و تعرق باشد (14). تاثیر سیلیسیم بر عملکرد گیاه ممکن است به دلیل رسوب آن در پهنک برگ، افزایش استحکام برگ­ها و افزایش غلظت کلروفیل در واحد سطح برگ باشد که از این طریق توانایی گیاه برای استفاده موثرتر از نور را بالا می­برد (33). سیلیسیم تحمل به شوری در گیاه را به­وسیله بهبود تعادل آبی و کاهش سمیت یونی افزایش می­دهد (30). احتمال داده می­شود که سیلیسیم با ایجاد کمپلکس­های پیچیده با ترکیبات دیواره، در استحکام و اندازه منافذ دیواره و نیز رشد قطری و طولی یاخته­ها به ویژه، آوندهای چوبی گیاهان نقش اساسی داشته باشد. بنابر این تغذیه مناسب سیلیسیم مقدار تعرق را کاهش می­دهد که این امر ممکن است کاهش جذب سدیم تحت تاثیر شوری را به دنبال داشته باشد. از طرف دیگر مطالعات نشان داده است که حفظ یک­پارچگی ساختار دیواره سلولی ریشه توسط Si در گیاهان تحت تنش شوری منجر به القاء تارهای کشنده شده که جذب مواد مغذی از محیط هیدروپونیک را افزایش می­دهد (47). سمیت یونی یک عامل مهم دیگر برای محدودیت رشدی گیاه تحت تنش شوری می­باشد که Si می­تواند از طریق کاهش غلظت یون سدیم و افزایش غلظت یون پتاسیم در برگ­ها به میزان زیادی از ایجاد سمیت جلوگیری کند (14). در همین راستا مطالعات نشان داده است که اعمال Si در گیاه زعفران تحت تنش شوری 50 و 100 میلی­مولار موجب افزایش طول کلاله به ترتیب به مقدار 29 تا 42 درصد می­شود. همچنین نتایج این تحقیق نشان داده است که اعمال Si از طریق بهبود پارامترهای بیوشیمیایی و فیزیولوژیکی که شامل افزایش RWC، کاهش جذب ریشه­ای یون سدیم به عنوان یک یون سمی، کاهش انتقال یون سدیم به اندام هوایی و افزایش جذب یون پتاسیم می­باشد، اثرات بد شوری را تا حدودی بهبود می­بخشد (27).

زمینه­ی نانو تکنولوژی یکی از فعال­ترین رشته­های تحقیقاتی در علوم مادی مدرن می­باشد که روز به روز در حال گسترش و ورود به تمام زمینه­های زندگی بشر و تاثیر­گذاری در آن است (45). نانو ذرات به­دلیل اثرات خاص و ویژگی­های منحصر­به­فردشان، ورود گسترده­ای به دنیای کشاورزی و زیست­شناسی داشته­اند (40). با این­حال، تحقیقات در مورد رفتار نانوفلزات مانند نانوسیلیکون در گیاهان و مکانیسیم تعامل و تاثیر آن در کاربرد کشاورزی هنوز در مراحل ابتدایی قرار دارند (16). یافته­ها نشان می­دهد که نانوذرات سیلیکون موجب افزایش رشد در گونه­های مختلف گیاهی مثل ذرت (50) و برنج (16) می­شود. نتایج تحقیقات نشان داده است که اعمال نانوذرات دیگر مثل دی­اکسید تیتانیوم در گیاه زعفران تحت تنش اشعه فرابنفش B موجب بهبود فاکتورهای رشدی و افزایش خواص آنتی­اکسیدانی کلاله زعفران می­شود (37).

زعفران با نام عمومی Saffron و نام علمی Crocus sativus L. دارای 85 گونه است که به­عنوان گران­ترین محصول کشاورزی و دارویی جهان، جایگاه ویژه­ای در بین محصولات صنعتی و صادراتی ایران دارد (28). زعفران یک گیاه ژئوفیت (زمین­رست) است که گلدهی آن در فصل پاییز صورت می­گیرد (35). مطالعات اخیر نشان داده است که این گیاه یک داروی پیشگیری کننده و درمانی مفید برای سرطان­های مختلف است (12). در رابطه با پاسخ گیاه زعفران به تنش شوری مطالعات کمی در دست است. مطالعه اثر متقابل تنش شوری با رژیم آبیاری بر عملکرد و رشد زعفران نشان داده است که گلدهی و عملکرد بنه به­ترتیب بیش­ترین و کم­ترین حساسیت را به تنش شوری و کاهش آب آبیاری دارد و با افزایش شوری کاهش وزن خشک در گل­ها، بنه، ریشه و برگ­های زعفران مشاهده می­گردد (19). تحقیقات نشان است که اعمال شوری تا غلظت 200 میلی­مولار بر گیاهان زعفران منجر به کاهش رشد، محتوای نسبی آب و افزایش محتوای پرولین و یون سدیم در قسمت­های مختلف زعفران می­شود (44). نتایج تحقیقات در مراکش بر روی زعفران نشان داده است که شوری در غلظت 1 تا 5 میلی­گرم بر لیتر موجب کاهش میزان رنگیزه­های فتوسنتزی و عمکرد کوانتومی فتوسیستم II شده و تجمع پرولین و قندها را در پی دارد (38). همچنین مطالعه Dastranj and Sepaskhah (15) روی زعفران نشان داده است که اعمال شوری بر زعفران موجب کاهش نسبت رشد محصول و کاهش تراکم بوته و رشد زعفران می­شود.

اخیراً کشت گیاه زعفران در سطح وسیع در بیشتر شهرهای آذربایجان­غربی به ویژه ارومیه رو به افزایش است. با توجه به تغییرات اقلیم و کاهش بارندگی و همچنین خشک شدن تدریجی دریاچه ارومیه، شوری در خاک­های کشاورزی این منطقه رو به افزایش است و یافتن راه حل­هایی برای بهبود بخشیدن رشد گیاهان تحت تنش شوری ضروری به­نظر می­رسد. لذا از اهداف این مطالعه بررسی اثرات سیلیکون و نانو ذرات دی­اکسید سیلیکون بر برخی فاکتورهای رشدی، فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی گیاه زعفران تحت تنش شوری بود.

مواد و روشها

ابتدا بنه­های سالم و یک ساله­ی گیاه زعفران در فصل پاییز از مرکز تحقیقات کشاورزی و منابع طبیعی خراسان رضوی تهیه شدند. بنه­ها به گلدان­های پلاستیکی با قطر 20 و ارتفاع 30 سانتی­متر که حاوی پریلیت بودند در اواخر مهر ماه، انتقال داده شدند. بنه­ها در عمق 20 سانتی­متری قرار گرفتند و تا قبل از جوانه­زنی، گیاه در شرایط تاریکی قرار داشت و به محض دیدن اولین جوانه، گیاهان در اتاقک­های کشت با شرایط نوری 10 ساعت روشنایی و 14 ساعت تاریکی با شدت نور µmol. m-2. s 150 و در دمای بیشینه 29 درجه سانتی­گراد و کمینه 22 درجه سانتی­گراد قرار گرفتند.

اعمال تیمار: گلدان­ها به 15 گروه (تیمار) تقسیم شدند. هر گروه حاوی 4 گلدان که در هر کدام 2 بنه گیاه زعفران به روش هیدروپونیک مبتنی بر بستر ثابت پریلیت کاشته شد. گروه­های تیمار در جدول 1 آمده است.

لازم به ذکر است که از کلرید سدیم برای شوری و از سیلیکات سدیم برای تیمار سیلیکون استفاده شد. اعمال تیمار در مرحله­ی 4 برگی آغاز شد. آبیاری گیاه به فاصله هر 3 روز یک بار انجام گردید به این­صورت که یک روز تنها آب مقطر و 3 روز بعد محلول هوگلند همراه با شوری­های ذکر شده به گیاه داده شد و سیلیکون (Si) و نانو دی­اکسیدسیلیکون (SiO2 NPs) نیز روزانه روی برگ­های گیاه زعفران اسپری گردید. اعمال تیمارها 3 ماه به­طول انجامید.

 

جدول 1- تیمارهای انجام گرفته روی گیاه زعفران

شوری

Si

SiO2 NPs

NaCl 0

)شاهد)

Si 0.5 mM

SiO2 NPs o.5 mM

Si 1mM

SiO2 NPs 1mM

NaCl 75 mM

NaCl 75 mM+Si 0.5 mM

NaCl 75 mM+SiO2 NPs 0.5 mM

NaCl 75 mM+Si 1 mM

NaCl 75 mM+SiO2 NPs 1 mM

NaCl 150 mM

NaCl 150 mM+Si 0.5 mM

NaCl 150 mM+SiO2 NPs 0.5 mM

NaCl 150 mM+Si 1 mM

NaCl 150 mM+SiO2 NPs 1 mM

 

 

بعد از پایان اعمال تیمار، برداشت گیاهان انجام شد. طول اندام هوایی و زیرزمینی، وزن تر و خشک اندام هوایی و زیرزمینی اندازه­گیری شد. از کل نمونه­ها، از هر گلدان یک پایه به­عنوان نمونه تر و یک پایه به­عنوان نمونه خشک جدا­سازی شد. برای تهیه نمونه­های خشک، نمونه­ها بعداز جدا­سازی اندام هوایی از ریشه­ها در آون 70 درجه به­مدت 72 ساعت قرار داده شدند. نمونه­های تر نیز در دمای 80- درجه سانتی­گراد نگهداری شدند.

تهیه نانوذره سیلیکون: نانوذرات دی­اکسید سیلیکون (SiO2) از شرکت US Research Nanomaterials هوستون آمریکا خریداری گردید. اندازه نانوذرات خریداری شده 20-30 نانومتر با خلوص 98 درصد و دارای چگالی g/cm3 6/5 با رنگ سفید شیری و مورفولوژی بی­شکل و غیر متبلور بود (شکل1). غلظت 5/0 و 1 میلی­مولار از نانوذره دی­اکسیدسیلیکون تهیه شد و برای بدست آمدن محلول همگن، محلول­های تهیه شده از نانوذرات به مدت 30 دقیقه اولترا سونیک (100 وات و 40 کیلو هرتز) شدند.

 

 

شکل 1- A تصویر میکروسکوپ الکترونی و B گراف نانوذرات دی­اکسید سیلیکون

 

اندازه­گیری مرگ سلولی: مرگ سلولی به عنوان معیاری برای نشان دادن آسیب وارد شده به غشاء سلولی در گیاهان تیمار شده، با استفاده از جذب معرف آبی اوانس اندازه­گیری گردید (9). بعد از اعمال تیمار، سه قطعه ی 1 سانتی متری از نوک ریشه­ها در داخل معرف آبی اوانس 025/0 درصد در آب به مدت 30 دقیقه قرار داده شدند و بعد به مدت 15 دقیقه با آب شستشو داده شدند و سپس در 1 میلی لیتر محلول متانول 50 درصد له گردیدند که این عمل موجب آزاد شدن معرف به تله افتاده گردید. عصاره حاصل به مدت 15 دقیقه در داخل بن ماری Cº 50 قرار گرفته و سپس به مدت 15 دقیقه توسط دستگاه سانتریفوژ  Hermleمدل Z320 ساخت آلمان با نیروی  g14000 سانتریفوژ گردید. جذب توسط دستگاه اسپکتروفتومتر Dynamica مدل Halo DB-20 ساخت انگلیس در طول موج 600 نانومتر اندازه­گیری شد و در نهایت مقدار مرگ سلولی بر حسب درصد نسبت به شاهد با استفاده از فرمول زیر تعیین گردید:

 

100× (مقدار جذب گیاهان شاهد /مقدار جذب در هر یک از تیمارها) = درصد مرگ سلولی

 

اندازه­گیری محتوای نسبی آب: برای اندازه­گیری محتوای نسبی آب (RWC) از هر تیمار، 2/0 گرم از یک برگ توسعه یافته جدا شد. سپس قطعات به پتری دیش­های درب­دار حاوی آب مقطر منتقل شد و به مدت 16 ساعت در دمای Cº 4 و در تاریکی قرار داده شدند. پس از خارج کردن مقاطع از آب مقطر جهت حذف رطوبت اضافه، آن­ها را در بین دو لایه کاغذ صافی خشک کرده و سپس وزن آماس آن­ها اندازه­گیری شد. پس از تعیین وزن در حالت آماس کامل، مقاطع برگی را به آون ºC70 منتقل کرده و پس از گذشت 48 ساعت وزن خشک آن­ها تعیین گردید. در نهایت RWC با استفاده از رابطه­ی زیر محاسبه شد (53).

RWC = (FW-DW)*100/ (TW-DW)

FW: وزن تر

DW: وزن خشک

TW: وزن آماس

اندازه­گیری مقدار پرولین: مقدار پرولین آزاد به روشBates  و همکاران (10) اندازه­گیری شد. برای سنجش مقدار پرولین، 4 0/0 گرم از بافت خشک ریشه و برگ نمونه­ها به همراه 15 میلی­لیتر اسید سولفوسالیسیلیک 3 درصد در هاون سائیده شد و به مدت 72 ساعت در دمایºC4 قرار داده شد تا اسید آمینه پرولین آزاد شود. بعد از 72 ساعت نمونه­ها در دور g3000 به مدت 20 دقیقه سانتریفوژ شدند. سپس به 2 میلی­لیتر محلول رویی، 2 میلی­لیتر اسیداستیک گلاسیال و 2 میلی­لیتر معرف نین­هیدرین (شامل 20 میلی­لیتر اسید فسفریک 6 مولار، 30 میلی­لیتر استیک اسید گلاسیال و 25/1 گرم نین­هیدرین) اضافه شده و نمونه­ها به مدت یک ساعت در حمام آب گرم Cº100 قرار داده شدند و بلافاصله بعد از حمام آب گرم بوسیله یخ سرد شدند روی هر یک از نمونه­ها 4 میلی­لیتر تولوئن اضافه شد و خوب به­هم زده شد بعد از تشکیل دو فاز، جذب فاز رویی برای هر نمونه در طول موج 520 نانومتر توسط دستگاه اسپکتروفتومتر خوانده شد. مقدار پرولین با استفاده از منحنی استاندارد رسم شده پرولین با غلظت­های معلوم (0، 5، 10، 15، 20، 25، 30 و 35 g/lµ) و معادله خط 002/ 0- X 018/0=Y بر حسب میکروگرم بر گرم وزن خشک محاسبه گردید.

اندازه­گیری مقدار قندهای محلول: برای اندازه­گیری قندهای محلول از روش Dubious و همکاران (17) با اندکی تغییرات استفاده شد. بدین منظور، 10 میلی­لیتر از اتانول 80 درصد روی 05/0 گرم از ماده خشک برگ و ریشه اضافه شد. درب لوله­ها بسته و به منظور آزاد شدن قندهای محلول، به مدت یک هفته در یخچال در دمای 4 درجه نگهداری شدند. بعد از گذشت یک هفته ابتدا نمونه­ها سانتریفیوژ شده و از محلول­رویی برگ و ریشه بترتیب 5/0 و 1 میلی­لیتر بر­داشته و روی آن­ها 1 میلی­لیتر فنل 5% اضافه شد و پس از هم زدن به­وسیله دستگاه ورتکس، 5 میلی­لیتر اسید سولفوریک غلیظ به هر لوله اضافه شد. محلول تیره رنگ بدست آمده به­مدت نیم­ساعت در دمای آزمایشگاه سرد شد سپس شدت رنگ حاصل، با استفاده از دستگاه اسپکتروفتومتر در طول موج 485 نانومتر اندازه­گیری گردید. مقدار قند محلول با استفاده از منحنی استاندارد گلوگز با غلظت­های معلوم (0، 50، 100، 150، 200 و 250 mg/l) و معاددله خط 051/ 0- X 008/0=Y بر حسب میلی­گرم بر گرم وزن خشک محاسبه گردید.

اندازه­گیری مقدار گلایسین بتائین: مقدار گلایسین بتائین به روش Grieve و Grattan (22) اندازه­گیری شد. 1/0 گرم از ماده خشک برگ­ها در لوله­های محتوی 2 میلی­لیتر آب مقطر به مدت 24 ساعت روی شیکر قرار گرفت. سپس به مدت 20 دقیقه در g 4000 سانتریفیوژ شد. 200 میکرولیتر از اسید سولفوریک 2 نرمال روی 200 میکرولیتر از عصاره­رویی ریخته شد. یک ساعت در آب یخ گذاشته شد و پس از گذشت زمان تعیین شده مقدار 200 میکرولیتر از ترکیب KI-I2 به آن­ها اضافه گردید و پس از هم­زدن با دستگاه ورتکس، در دمای ºC 4 قرار داده شدند. بعد از گذشت 16 ساعت، نمونه­ها به مدت 30 دقیقه با g 4000 سانتریفوژ شدند. سپس محلول رویی دور ریخته شد و 6 میلی­لیتر دی­کلرو اتان روی رسوبات ته لوله ریخته و با ورتکس هم­زده شد. بعد از 2 ساعت و چند بار هم زدن توسط ورتکس، مقدار جذب در طول موج 520 نانومتر خوانده شد. مقدار گلایسین بتائین با استفاده از منحنی استاندارد بتائین با غلظت­های معلوم (0، 50، 100، 150، 200 و 250 µg/l) و معادله خط 009/0 - X 0044/0=Y بر حسب میکروگرم بر گرم وزن خشک محاسبه گردید.

تهیه عصاره برای اندازه­گیری عناصر سدیم، پتاسیم و کلر: برای این منظور، 100 میلی­گرم از ماده خشک پودر شده ریشه و برگ به طور ­جداگانه از کلیه تیمارها توزین گردید و در لوله­های آزمایش ریخته شد. سپس به هر یک از لوله­ها 10 میلی­لیتر آب مقطر اضافه شد. این لوله­ها به مدت 1 ساعت در بن­ماری جوشان حرارت داده شدند. پس از خنک شدن در هوای اتاق، به مدت 20 دقیقه در g5000 سانتریفوژ شدند، محلول­رویی به لوله آزمایش جدید منتقل و دوباره با آب مقطر به حجم 10 میلی­لیتر رسانیده شد. در نهایت این محلول به­ عنوان عصاره­ی خام برای اندازه­گیری مقدار عناصر مورد استفاده قرار گرفت (4). مقدار سدیم و پتاسیم با استفاده از دستگاه Flame photometer شرکت فاطر الکترونیک ساخت ایران اندازه­گیری شد و سپس مقدار این عناصر با استفاده از منحنی استاندارد سدیم با غلظت­های معلوم کلرید سدیم (0، 20، 40، 60، 80 و 100 mg/l) و معادله خط 42/4 + X 974/1=Y و پتاسیم با غلظت­های معلوم کلرید پتاسیم (0، 20، 40، 60، 80 و 100 mg/l) و معادله خط 012/3 + X 015/2=Y بر حسب میلی­گرم بر گرم وزن خشک محاسبه گردید. مقدار کلر با استفاده از دستگاه Chloride Analyzer (مدل Corning 926) اندازه­گیری شد و مقدار کلر برحسب میلی­گرم بر گرم وزن خشک محاسبه گردید.

آنالیز آماری

برای کاهش خطا نمونه­برداری و آزمایش‌ها به صورت 4 تکرار انجام شد. آنالیز داده­های آماری بر اساس مدل طرح پایه کاملاً تصادفی با استفاده از نرم افزارSPSS20  با تجزیه­ی واریانس دو سویه  (GLM)و برای گروه­بندی از آزمون توکی در سطح احتمال آماری p<0.05 انجام گرفت. نمودارها نیز با استفاده از نرم افزارEXCEL  سری 2010 رسم شدند.

نتایج

طول اندام هوایی و زیر­زمینی: بررسی نتایج طول اندام هوایی گیاه زعفران نشان داد که بیش­ترین طول اندام هوایی در تیمار SiO2 NPs 0.5 mM و کم­ترین آن در تیمار NaCl 150 mM+Si 1mM مشاهده شد. بررسی داده­ها نشان داد که شوری 75 و 150 میلی­مولار طول اندام هوایی را بترتیب 44/14 و 66/5% نسبت به شاهد کاهش داد (جدول 2). طول اندام هوایی زعفران تحت تیمار سیلیکون 5/0 و 1 میلی­مولار و نانوذره دی­اکسید سیلیکون 5/0 میلی­مولار بترتیب 29/26، 30/16 و 52/27%  نسبت به شاهد افزایش یافت.

محلول پاشی سیلیکون و نانوذره دی­اکسید سیلیکون در غلظت 5/0 میلی­مولار به گیاهان تحت تیمار شوری 75 میلی­مولار موجب افزایش طول اندام هوایی شد در صورتی­که در غلظت 150 میلی­مولار شوری موجب کاهش طول اندام هوایی نسبت به تیمار شوری در همان غلظت گردید (جدول 2).

بررسی طول اندام زیرزمینی در گیاهان زعفران تحت تیمار نشان داد که بیش­ترین طول اندام زیرزمینی در تیمار SiO2 NPs 0.5 mM و کم­ترین آن در تیمار NaCl 150 mM مشاهده گردید. اعمال شوری 75 و 150 میلی­مولار موجب کاهش طول اندام زیر­زمینی بترتیب به­مقدار 74/3 و 92/10%  گردید. اعمال سیلیکون 5/0 و 1 میلی­مولار در گیاه زعفران طول ریشه را بترتیب به مقدار 68/12 و 56/7%  و نانودی­اکسید سیلیکون 5/0 و 1 میلی­مولار طول ریشه را به­ترتیب 93/20 و 86/8% نسبت به شاهد افزایش داد.

محلول پاشی سیلیکون و نانودی­اکسید سیلیکون در هر دو غلظت در گیاهان تحت شوری طول ریشه را در مقایسه با گیاهان فقط تحت تیمار شوری افزایش داد که بیش­ترین افزایش در تیمار NaCl 150+ SiO2 NPs 1 mM به مقدار 63/13% نسبت به گیاهان تحت شوری 150 میلی مولار مشاهده شد (جدول 2).

وزن خشک اندام هوایی: بررسی وزن خشک اندام هوایی گیاه زعفران نشان داد که بیش­ترین وزن خشک اندام هوایی در تیمار Si 0.5 mM و کم­ترین آن در تیمار NaCl 150 mM مشاهده شد. اعمال شوری 75 و 150 میلی­مولار وزن خشک اندام هوایی را بترتیب 68/20 و 88/29% کاهش داد. اعمال سیلیکون 5/0 و 1 میلی­مولار بترتیب وزن خشک اندام هوایی را 59/4 و 2/29% و نانو ذره دی­اکسید سیلیکون 5/0 و 1 میلی­مولار بترتیب 44/3 و 14/1% را نسبت به شاهد افزایش داد (جدول 2).

محلول پاشی سیلیکون و نانوذره دی­اکسیدسیلیکون 5/0 و 1 میلی­مولار در گیاهان تحت شوری وزن خشک اندام هوایی را نسبت به گیاهان تحت تیمار فقط شوری افزایش داد که بیش­ترین افزایش در تیمار NaCl 75 mM+ SiO2 NPs 0.5 mM به­مقدار 86/27% نسبت به گیاهان تحت شوری 75 میلی­مولار مشاهده شد (جدول 2).

 

جدول 2- تغییرات فاکتورهای رشدی اندام هوایی و زیر­زمینی در گیاهان زعفران تحت تیمار شوری کلرید سدیم (0، 75 و 150 میلی­مولار) و محلول­پاشی سیلیکون و نانو ذره دی­اکسید سیلیکون (5/0 و 1 میلی مولار).

تیمار (میلی­مولار)

طول اندام هوایی (سانتی­متر)

طول اندام زیر­زمینی (سانتی­متر)

وزن اندام هوایی (گرم)

وزن اندام زیر­زمینی (گرم)

شاهد

b 22/1±33/32

de 64/0±09/13

a 021/0±87/0

b 041/0±80/1

NaCl 75

d 96/0±66/27

e 34/0±60/12

d 015/0±69/0

e 057/0±52/1

NaCl 150

c 75/0± 50/30

g 40/0±60/11

e 023/0±61/0

d 029/0±61/1

Si 0.5

a 46/1±83/40

b 21/0±75/14

a 018/0±91/0

ab 025/0±84/1

Si 1

d 72/0±60/37

c 31/0±08/14

a 031/0±89/0

a 021/0±97/1

SiO2 NPs 0.5

a  71/1±23/41

a 46/0±83/15

a 018/0±90/0

a 039/0±91/1

SiO2 NPs 1

b 94/0±00/33

bc 24/0±25/14

a 013/0±88/0

ab 043/0±87/1

NaCl 75+Si 0.5

cd11/1±55/22

cd 37/0±74/13

b 015/0±73/0

bc 043/0±71/1

NaCl 150+Si 0.5

d 85/0±97/27

f 19/0±16/12

d 019/0±66/0

cd 031/0±65/1

NaCl 75+Si 1

cd 08/1±85/29

cd 26/0±51/13

bc 032/0±74/0

d 017/0±61/1

NaCl 150+Si 1

e 96/0±25/24

ef 37/0±30/12

d 011/0±66/0

c 025/0±70/1

NaCl 75+ SiO2 NPs 0.5

cd 34/1±25/29

c 35/0± 95/13

c 014/0±78/0

c 036/0±78/1

NaCl 150+ SiO2 NPs 0.5

d 65/0±16/27

e 29/0±70/12

d 025/0±68/0

bc 024/0±77/1

NaCl 75+ SiO2 NPs 1

b 87/0±66/33

cd 48/0±66/13

bc 022/0±75/0

bc 027/0±74/1

NaCl 150+ SiO2 NPs 1

cd 31/1±91/29

d 23/0±25/13

d 031/0±69/0

b 032/0±81/1

اعداد میانگین 4 تکرار ± انحراف معیار بوده وحروف متفاوت نشان دهنده اختلاف معنی­دار در سطح 5% طبق آزمون توکی می­باشد.

 

وزن خشک اندام زیر­زمینی: بررسی وزن خشک اندام زیر­زمینی (کلیه اندام­های زیر خاک شامل بنه­ها و ریشه­ها) گیاه زعفران تحت تیمارهای اعمال شده نشان داد که بیش­ترین وزن خشک اندام زیر­زمینی در تیمار Si 1mM و کم­ترین آن در تیمار NaCl 75 mM مشاهده شد. بررسی نتایج نشان داد که اعمال شوری 75 و 150 میلی­مولار وزن خشک اندام زیرزمینی را بترتیب 55/15 و 55/10% نسبت به شاهد کاهش داد. اعمال سیلیکون 5/0 و 1 میلی­مولار وزن خشک اندام زیر­زمینی را بترتیب 22/2 و 44/9% و نانو ذره دی­اکسیدسیلیکون 5/0 و 1 میلی­مولار  نیز وزن خشک اندام زیر­زمینی را بترتیب 18/6 و 8/3%  نسبت به شاهد افزایش داد.

محلول­پاشی سیلیکون و نانو ذره دی­اکسید سیلیکون در هر دو غلظت به گیاهان تحت تیمار شوری وزن خشک اندام زیر­زمینی را نسبت به همان غلظت شوری افزایش داد که بیش­ترین افزایش در تیمار NaCl 75 mM+ SiO2NPs 0.5 mM به­مقدار 10/17% نسبت به شور 75 میلی­مولار مشاهده شد (جدول 2).

مرگ سلولی و محتوای نسبی آب: طبق شکل A2 بیش­ترین و کم­ترین مقدار مرگ سلولی بترتیب در گیاهان زعفران تحت تیمار شوری 150 میلی­مولار و سیلیکون 1 میلی مولار بدست آمد. شوری در غلظت 75 و 150 میلی­مولار مقدار مرگ سلولی را بترتیب 142 و 167 درصد، در مقایسه با شاهد افزایش داد. محلول­پاشی سیلیکون و نانوذره دی­اکسید سیلیکون در تمام تیمارها به­جز تیمار نانو دی­اکسید سیلیکون 1 میلی­مولار مقدار مرگ سلولی را نسبت به شاهد کاهش داد که بیش­ترین کاهش در تیمار سیلیکون 1 میلی­مولار مشاهده شد (شکل A2).

مقدار مرگ سلولی در تیمارهای توام محلول­پاشی سیلیکون و نانو ذره دی­اکسید سیلیکون در هر دو غلظت با شوری در مقایسه با گیاهان تحت تیمار شوری در همان غلظت کاهش یافت که بیش­ترین کاهش در محلول­پاشی سیلیکون 5/0 میلی­مولار به­همراه شوری 75 و 150 میلی­مولار مشاهده شد (شکل A2).

طبق شکل B2 بیش­ترین و کم­ترین محتوای آب نسبی بترتیب در تیمارهای NaCl 75 mM + Si NPs 0.5 mM و NaCl 150 mM بود. شوری در غلظت 150 میلی­مولار RWC را به مقدار 75/5% نسبت به شاهد کاهش داد. اعمال سیلیکون و نانو دی­اکسید سیلیکون در هر دو غلظت مقدار RWC را نسبت به گیاهان شاهد افزایش داد که بیش­ترین افزایش در تیمارنانودی­اکسید سیلیکون 5/0 میلی­مولار مشاهده گردید. محلول­پاشی سیلیکون و نانودی­اکسیدسیلیکون در هر دو غلظت به گیاهان تحت تیمار شوری موجب افزایش مقدار RWC نسبت به گیاهان تحت تیمار شوری در همان غلظت گردید که بیش­ترین افزایش در گیاهان تحت تیمارNaCl 75 mM+ SiO2 NPs 0.5 mM  مشاهده شد (شکل B2).

اسمولیت­های سازگار

قندهای محلول:  طبق نتایج بدست آمده بیش­ترین مقدار قندهای محلول اندام هوایی در تیمار SiO2NPs 0.5mM NaCl 150 mM+ کم­ترین آن در تیمار  NaCl 150mM+ Si 0.5 mMمشاهده گردید. مقدار قندهای محلول در غلظت 75 میلی­مولار کاهش (90/15%) یافت. مقدار قندهای محلول در تیمار سیلیکون و نانوذره دی­اکسید سیلیکون 5/0 و 1 میلی­مولار بترتیب 55/2، 62/10، 56/4 و 51/5% نسبت به شاهد افزایش یافت (جدول 3).

مقدار قندهای محلول اندام هوایی در تیمارهای توام شوری و سیلیکون و نانو ذره دی­اکسید سیلیکون به­غیر از تیمار NaCl 150 mM+Si 1 mM و NaCl 150mM+ SiO2 NPs 1 mM نسبت به شوری در همان غلظت افزایش نشان داد (جدول 3).

 

B A

شکل 1- تغییرات مرگ سلولی (A) و محتوای نسبی آب (RWC) (B) در گیاهان زعفران تحت تیمار شوری کلرید سدیم (0، 75 و 150 میلی­مولار) و محلول­پاشی سیلیکون و نانو ذره دی­اکسید سیلیکون(5/0 و 1 میلی­مولار). اعداد میانگین 4 تکرار ± انحراف معیار بوده وحروف متفاوت نشان­دهنده اختلاف معنی­دار در سطح 5% طبق آزمون توکی می­باشد.

 

طبق جدول 3 بیش­ترین مقدار قندهای محلول ریشه در تیمار NaCl 75 mM+ Si 0.5mm و کم­ترین آن در تیمار SiO2 NPs 0.5 mM بدست آمد. شوری 75 و 150 میلی­مولار مقدار این فاکتور را بترتیب 07/22 و 78/20% نسبت به گیاهان شاهد کاهش داد. در بین تیمارهای محلول­پاشی سیلیکون و نانوذره دی­اکسید سیلیکون فقط تیمار SiO2 NPs 1 mM  موجب افزایش قندهای محلول ریشه به مقدار31/5%  نسبت به شاهد شد و بقیه غلظت­های سیلیکون و نانو دی­اکسید سیلیکون مقدار قندهای محلول را نسبت به شاهد کاهش دادند که بیش­ترین کاهش در این تیمارها در تیمارSiO2 NPs 0.5 mM  به مقدار 48/27% نسبت به شاهد مشاهده گردید. مقدار قندهای محلول ریشه در تیمارهای توأم سیلیکون و نانو ذره دی­اکسید سیلیکون در هر دو غلظت با شوری 75 و 150میلی­مولار نسبت به شوری در همان غلظت­ها افزایش یافت که بیش­ترین افزایش در تیمار NaCl 75 mM+ Si 0.5 mM به مقدار 29/46% نسبت به گیاهان زعفران تحت شوری 75 میلی­مولار مشاهده گردید (جدول 3).

پرولین: بررسی نتایج مقدار پرولین اندام هوایی نشان داد که بیش­ترین مقدار آن در تیمار شوری 150 میلی­مولار و کم­ترین آن در تیمار NaCl 75 mM+Si 0.5 mM مشاهده شد. اعمال شوری 75 و 150 میلی­مولار مقدار پرولین اندام هوایی را بترتیب 74/119 و 47/131 درصد افزایش داد. مقدار پرولین اندام هوایی در تیمار سیلیکون 5/0 و 1 میلی­مولار و نانوذره دی­اکسیدسیلیکون 1 میلی­مولار بترتیب به­مقدار 89/4، 95/7 و 25/62% در مقایسه با شاهد افزایش یافت (جدول 3).

بررسی اثر توأم شوری با سیلیکون و نانوذره دی­اکسید سیلیکون بر مقدار پرولین اندام هوایی نشان داد که همه غلظت­های در تیمارهای توام منجر به کاهش مقدار آن در مقایسه با تیمارهای شوری در آن غلظت شد (جدول 3).

بیش­ترین مقدار پرولین اندام ریشه در تیمار شوری 150 میلی­مولار و کم­ترین آن در تیمار SiO2 NPs 0.5 mM مشاهده شد. مقدار پرولین ریشه تحت شوری 75 و 150 میلی­مولار بترتیب به­مقدار 24/16 و 50/88% افزایش یافت. سیلیکون 5/0 و 1 میلی­مولار مقدار پرولین ریشه را بترتیب 09/2 و 92/5% افزایش داد این در­حالی است که اعمال نانو ذره دی­اکسیدسیلیکون 5/0 مقدار این فاکتور را 59/15 نسبت به شاهد کاهش داد (جدول 3).

در تمام تیمارهای توام شوری با سیلیکون و نانودی اکسید سیلیکون مقدار پرولین ریشه در مقایسه با تیمار شوری در همان غلظت کاهش یافت.

 

 

جدول 3- تغییرات اسمولیت­های سازگار (قندهای محلول، پرولین و بتائین گلایسین) در اندام هوایی و زیر­زمینی گیاهان زعفران تحت تیمار شوری کلرید سدیم (0، 75 و 150 میلی­مولار) و محلول­پاشی سیلیکون و نانو ذره دی­اکسید سیلیکون (5/0 و 1 میلی­مولار).

تیمار (mM)

قندهای محلول اندام هوایی(mg g-1 DW)

قندهای محلول اندام زیر­زمینی(mg g-1 DW)

پرولین اندام هوایی  (µg g-1 DW)

پرولین اندام زیر زمینی (µg g-1 DW)

گلایسین بتائین اندام هوایی (µg g-1 DW)

گلایسین بتائین اندام زیر زمینی(µg g-1

 DW)

شاهد

c 072/0±05/5

bc 015/0±87/3

f 21/0±08/4

e 71/0±75/7

e 32/0±99/10

h 61/0±02/11

NaCl 75

e 083/0±25/4

e 021/0±03/3

b 34/0±97/8

de 35/0±01/9

b 45/0±94/16

b 49/0±41/19

NaCl 150

c 058/0±09/5

e 019/0±08/3

a 15/0±45/9

a 26/0±61/14

a 29/0±21/18

a 521/0±98/23

Si 0.5

b 034/0±18/5

bc 018/0±71/3

ef 15/0±02/4

e 45/0±98/7

d 37/0±15/12

e 46/0±99/14

Si 1

ab 05/0±59/5

bc 040/0±82/3

e 030/0±51/4

e 28/0±21/8

de 41/0±92/11

gh 49/0±65/12

SiO2 NPs 0.5

b 052/0±28/5

f 012/0±82/2

f 23/0±92/3

f 57/0±54/6

f 57/0±89/9

h 52/0±67/11

SiO2 NPs 1

b 067/0±33/5

b 035/0±10/4

d 33/0±62/6

e 29/0±72/7

d 54/0± 21/12

f 46/0±21/13

NaCl 75+Si 0.5

c 063/0±85/4

a 029/0±44/4

d 24/0±29/6

e 34/0±87/7

d 50/0±72/12

de 57/0±43/15

NaCl 150+Si 0.5

f 045/0±51/3

c 012/0±50/3

e 19/0±47/4

e 31/0±18/8

b 48/0±74/16

ab 35/0±89/22

NaCl 75+Si 1

c 057/0±85/4

de 015/0±24/3

 f29/0±85/3

e 32/0±95/7

c 32/0±87/14

c71/0±46/17

NaCl 150+Si 1

c 064/0±98/4

d 024/0±27/3

cd 27/0±04/7

d 24/0± 68/9

f 24/0±29/9

h 52/0±67/11

NaCl 75+ SiO2 NPs 0.5

b 038/0±14/5

cd 031/0±38/3

c 36/0±35/7

ef 41/0±22/7

de 53/0±56/11

e 41/0±31/14

NaCl 150+ SiO2 NPs 0.5

a 027/0±95/5

e 043/0±07/3

d 31/0±35/6

c 48/0±27/11

d36/0±24/12

c 72/0±74/17

NaCl 75+ SiO2 NPs 1

b 041/0±25/5

cd 017/0±34/3

cd 28/0±05/7

ef 36/0±22/7

d 48/0±74/12

d 32/0±21/16

NaCl 150+ SiO2 NPs 1

d 072/0±77/4

c 027/0±41/3

 d18/0±03/6

b 21/0±31/13

d 58/0±31/12

c 63/0±01/18

اعداد میانگین 4 تکرار ± انحراف معیار بوده وحروف متفاوت نشان­دهنده اختلاف معنی­دار در سطح 5% طبق آزمون توکی می­باشد.

 

گلایسین بتائین: بیش­ترین مقدار گلایسین بتائین اندام هوایی زعفران در تیمار شوری 150 میلی­مولار و کم­ترین مقدار آن در تیمار NaCl 150 mm+ Si 1 mM مشاهده شد. شوری 75 و 150 میلی­مولار مقدار گلایسین بتائین را بترتیب 18/54 و 70/.65% افزایش داد. مقدار این فاکتور با اعمال سیلیکون 5/0 و 1 میلی­مولار و نانودی­اکسیدسیلیکون 1 میلی­مولار بترتیب 56/10، 44/8، و 13/11% افزایش یافت (جدول 3). اعمال شو.ری در هر دو غلظت با سیلیکون و نانودی­اکسیدسیلیکون مقدار گلایسین بتائین را در مقایسه با تیمارهای شوری در همان غلظت کاهش داد (جدول 3).

بیش­ترین مقدار گلایسین بتائین ریشه زعفران در تیمار شوری 150 میلی مولار و کم­ترین مقدار آن در گیاهان شاهد مشاهده شد. شوری 75 و 150 میلی­مولار مقدار گلایسین بتائین را بترتیب 11/76 و 60/.117%نسبت به شاهد افزایش داد. مقدار این فاکتور با اعمال سیلیکون 5/0 و 1 میلی­مولار بترتیب 64/29، 79/14% و نانودی­اکسیدسیلیکون 5/0 و 1 میلی­مولار بترتیب 90/5 و 87/19% افزایش یافت (جدول 3).

اعمال شوری در هر دو غلظت با سیلیکون و نانودی­اکسیدسیلیکون مقدار بتائین گلایسین ریشه زعفران را در مقایسه با تیمارهای شوری در همان غلظت کاهش داد (جدول 3).

عناصر سدیم، پتاسیم و نسبت پتاسیم به سدیم

مقدار سدیم: بیش­ترین مقدار سدیم اندام هوایی در تیمار NaCl 150 mM و کم­ترین آن در تیمار SiO2 NPs 0.5 mM مشاهده شد. اعمال شوری 75 و 150 میلی­مولار مقدار سدیم اندام هوایی گیاه زعفران را بترتیب 53/6 و 78/8 برابر نسبت به شاهد افزایش داد. مقدار سدیم اندام هوایی در تیمارهای سیلیکون و نانودی­اکسید سیلیکون 5/0 و 1 میلی­مولار بترتیب 60/9، 41/15، 32/27 و 69/6% نسبت به شاهد کاهش یافت (جدول 4).

محلول­پاشی سیلیکون و نانوسیلیکون در هر دو غلظت در گیاهان تحت تیمار شوری مقدار سدیم اندام هوایی را نسبت به گیاهان فقط تحت تیمار شوری کاهش داد.  بیش­ترین کاهش در تیمار NaCl 150 mM+ SiO2 NPs 1 mM به­مقدار 91/37% نسبت به شوری 150 میلی­مولار مشاهده شد (جدول 4).

طبق جدول 4 بیش­ترین مقدار سدیم ریشه در تیمار شوری 150 میلی­مولار و کم­ترین آن در تیمار شاهد مشاهده شد. مقدار سدیم ریشه در تیمار شوری 75 و 150میلی­مولار بترتیب 046/3 و 59/4 برابر نسبت به شاهد افزایش یافت. اعمال سیلیکون و نانو دی­اکسید سیلیکون 5/0 و 1 میلی­مولار مقدار سدیم ریشه را بترتیب 37/14، 42/17، 89/25 و 63/27% نسبت به شاهد افزایش داد. مقدار سدیم ریشه در تمام تیمارهای توأم شوری با سیلیکون و نانو دی­اکسیدسیلیکون نسبت به تیمار شوری در همان غلظت کاهش نشان داد که بیش­ترین کاهش در تیمار NaCl 75 mM+ Si 1 mM به­مقدار 76/46% نسبت به شوری 75 میلی­مولار مشاهده شد.

مقدار پتاسیم: طبق جدول 4 بیش­ترین مقدار پتاسیم اندام هوایی زعفران در تیمار Si 1 mM و کم­ترین آن در تیمار شوری 150 میلی­مولار مشاهده شد. اعمال شوری 75 و 150 میلی­مولار مقدار پتاسیم اندام هوایی را بترتیب 36/26 و 84/45% نسبت به شاهد کاهش داد. اعمال سیلیکون 5/0 و 1 میلی­مولار و نانودی­اکسید سیلیکون 5/0 و 1 میلی­مولار مقدار پتاسیم اندام هوایی را بترتیب 95/2، 09/14 و 96/12 و 67/8% نسبت به شاهد افزایش داد. در تمامی تیمارهای توأم شوری با سیلیکون و نانودی­اکسید سیلیکون مقدار پتاسیم اندام هوایی در مقایسه با تیمار شوری در همان غلظت افزایش یافت که بیش­ترین افزایش در تیمارNaCl 150 mM+ SiO2 NPs 0.5 mM به مقدار 63% نسبت به شوری 150 میلی­مولار مشاهده شد.

طبق جدول 4 بیش­ترین مقدار پتاسیم ریشه در تیمار NACl 150 mM  و کم­ترین آن در Si 1 mM  NaCl 75 mM + مشاهده شد. شوری 75 و 150 میلی­مولار مقدار پتاسیم ریشه را بترتیب 9/13 و 40/21% نسبت به شاهد افزایش داد. اعمال سیلیکون 5/0 و 1 میلی­مولار مقدار پتاسیم ریشه را نسبت به شاهد بترتیب 17/7 و 5/4% کاهش و تیمارهای نانو دی­اکسید سیلیکون 5/0 و 1 میلی­مولار به­ترتیب مقدار آن را 09/15 و 95/19% نسبت به شاهد کاهش داد. اعمال توأم شوری با سیلیکون و نانودی­اکسیدسیلیکون در تمامی غلظت­ها مقدار پتاسیم ریشه را نسبت به تیمار شوری در همان غلظت کاهش داد که بیش­ترین کاهش در تیمارNaCl 150+SiO2 NPs 0.5mM  به­مقدار 95/44% نسبت به گیاهان تحت تیمار NaCl 150 mM مشاهده گردید.

مقدار کلر: بیش­ترین مقدار یون کلر اندام هوایی در تیمار شوری 150 میلی­مولار و کم­ترین آن در تیمار نانوذره دی­اکسید سیلیکون 5/0 میلی­مولار مشاهده شد. اعمال شوری 75 و 150 میلی­مولار مقدار یون کلر اندام هوایی را بترتیب 93/1 و 92/4 برابر نسبت به شاهد افزایش داد. محلول­پاشی سیلیکون و نانودی­اکسید سیلیکون در هر دو غلظت موجب کاهش انباشت کلر اندام هوایی زعفران نسبت به گیاهان شاهد شد که بیش­ترین کاهش در تیمار نانو ذره سیلیکون 5/0 میلی­مولار به مقدار 51% مشاهده گردید. اعمال توأم شوری 75 و 150 میلی­مولار با سیلیکون و نانودی­اکسید سیلیکون در هر دو غلظت مقدار یون کلر اندام هوایی را در مقایسه با همان غلظت شوری کاهش داد که بیش­ترین کاهش در تیمار NaCl 75+ Sio2 NPs 0.5 mM بترتیب به­مقدار 36/35 % نسبت به گیاهان تحت شوری 75 میلی­مولار مشاهده شد (جدول 4).

بیش­ترین مقدار یون کلر اندام زیر­زمینی در تیمار شوری 150 میلی­مولار و کم­ترین آن در تیمار سیلیکون 5/0 میلی­مولار مشاهده شد. اعمال شوری 75 و 150 میلی­مولار مقدار یون کلر اندام هوایی را بترتیب 35/3 و 35/7 برابر نسبت به شاهد افزایش داد. محلول­پاشی سیلیکون و نانودی­اکسید سیلیکون در غلظت 5/0 میلی­مولار موجب کاهش انباشت کلر در اندام زیر­زمینی زعفران بترتیب به­مقدار 20 و 35/14% نسبت به گیاهان شاهد شد در صورتی­که محلول­پاشی سیلیکون و نانودی­اکسید سیلیکون در غلظت 1 میلی­مولار موجب افزایش انباشت کلر در اندام زیر­زمینی زعفران به­ترتیب به­مقدار 09/19 و 54/34% نسبت به گیاهان شاهد شد. اعمال توأم شوری 75 و 150 میلی­مولار با محلول­پاشی سیلیکون و نانودی­اکسیدسیلیکون در هر دو غلظت مقدار انباشت یون کلر اندام زیر­زمینی را در مقایسه با گیاهان تحت تیمار همان غلظت شوری کاهش داد که بیش­ترین کاهش در تیمار محلول­پاشی NaCl 150 mM+ Si 1 mM به­مقدار 26/29% نسبت به شوری 150 میلی­مولار مشاهده شد (جدول 4).

 

 

جدول 4- تغییرات انباشت یون­های سدیم، پتاسیم و کلر در اندام هوایی و زیر­زمینی گیاهان زعفران تحت تیمار شوری کلرید سدیم (0، 75 و 150 میلی­مولار) و محلول­پاشی سیلیکون و نانو ذره دی­اکسیدسیلیکون (5/0 و 1 میلی­مولار).

تیمار (mM)

محتوای Na+ اندام هوایی ( mg g-1 DW)

محتوای Na+ اندام زیر­زمینی ( mg g-1 DW)

محتوای K+ اندام هوایی (mg g-1 DW)

محتوای K+ اندام زیر­زمینی ( mg g-1 DW)

محتوای Cl- اندام هوایی ( mg g-1 DW)

محتوای Cl- اندام زیر­زمینی (mg g-1 DW)

شاهد

f 54/0±34/7

h 65/0±50/10

b 43/0±48/18

c 91/0±92/22

g 10/0±89/6

g 71/0±79/5

NaCl 75

b 87/0± 25/16

b 21/1±50/42

d 37/0±61/13

b 75/0±11/26

d 15/0±21/20

d 01/1±16/25

NaCl 150

a 91/0±02/24

a 33/2±80/58

e 56/0±01/10

a 61/0±69/28

a 29/0±84/40

a 13/2±37/48

Si 0.5

g 32/0± 31/6

gh 91/0±01/12

b 60/0±03/19

cd 52/0±28/21

i 14/0±68/3

gh 95/0±63/4

Si 1

g 45/0±29/6

gh 23/1±33/12

a 36/0±09/21

cd 94/0±88/21

h 21/0±79/5

fg 83/0±89/6

SiO2 NPs 0.5

g 37/0±25/6

g 56/1±22/13

a 51/0±88/20

d 46/0±46/19

i 17/0±36/3

gh 92/0±96/4

SiO2 NPs 1

g 33/0±32/6

g 89/0±40/13

ab 57/0±08/20

de 51/0±34/18

gh 26/0±11/6

f 10/1±79/7

NaCl 75+Si 0.5

e 42/0±01/12

e 87/0±20/25

c 29/0±10/16

d 97/0±12/20

f 23/0±26/13

e 78/1±00/20

NaCl 150+Si 0.5

b 33/0±92/16

bc 98/0±47/38

d 64/0±11/14

d 76/0±80/19

c27/0±58/27

b 46/1±95/39

NaCl 75+Si 1

d 54/0±42/13

f 01/1±63/22

bc 40/0±08/17

f 61/0±25/15

e 14/0±11/15

e 81/1±01/19

NaCl 150+Si 1

c 39/0±72/16

d 92/0±25/33

cd 32/0±21/15

f 86/0±85/15

bc 21/0±73/28

c 33/1±21/34

NaCl 75+ SiO2 NPs 0.5

e 51/0±68/16

f 93/0±51/23

bc 38/0±21/17

f 54/0±49/15

f 26/0±06/13

de 15/1±01/22

NaCl 150+ SiO2 NPs 0.5

b 29/0±09/15

c 99/0±03/36

c 46/0±32/16

f 73/0±79/15

c23/0±74/27

b 17/1±74/40

NaCl 75+ SiO2 NPs 1

cd 28/0±53/14

f 08/1±03/23

c 49/0±44/16

ef 89/0±32/16

ef 19/0±11/14

e 37/1±16/20

NaCl 150+ SiO2 NPs 1

c 42/0±82/15

c 15/1±34/37

d 36/0±01/14

f 80/0±18/17

b 13/0±84/29

bc 14/1±16/37

اعداد میانگین 4 تکرار ± انحراف معیار بوده وحروف متفاوت نشان­دهنده اختلاف معنی­دار در سطح 5% طبق آزمون توکی می­باشد.

 

نسبت پتاسیم به سدیم: طبق شکل A3 بیش­ترین نسبت پتاسیم به سدیم اندام هوایی در تیمار نانودی­اکسیدسیلیکون 1 میلی­مولار و کم­ترین آن در تیمار شوری 150 میلی­مولار مشاهده شد. شوری 75 و 150 میلی­مولار این نسبت را بترتیب 67/4 و 52/9 برابر نسبت به شاهد کاهش داد. اعمال سیلیکون و نانودی­اکسید سیلیکون 5/0 و 1 میلی­مولار بترتیب این نسبت را 29/2، 92/1، 79/2 و 48/2 برابر نسبت به شاهد افزایش داد. اعمال توأم شوری با سیلیکون و نانودی­اکسیدسیلیکون در تمام غلظت­ها این نسبت را در مقایسه با تیمار شوری در همان غلظت افزایش داد.

بررسی نتایج نشان داد که بیش­ترین نسبت پتاسیم به سدیم ریشه در گیاهان زعفران شاهد و کم­ترین آن در گیاهان تحت تیمار NaCl 150 mM+ SiO2 NPs 0.5 mM بود. شوری 75 و 150 میلی­مولار این نسبت را بترتیب به­مقدار 83/71 و 66/77 نسبت به شاهد کاهش داد. اعمال سیلیکون و نانودی­اکسیدسیلیکون در هر دو غلظت این نسبت را در ریشه در مقایسه با شاهد کاهش داد که بیش­ترین کاهش در تیمار نانو ذره سیلیکون 1 میلی­مولار به­مقدار 24/37% مشاهده شد محلول­پاشی سیلیکون و نانو ذرات دی­اکسید سیلیکون در هر دو غلظت در گیاهان تحت تیمار شوری 75 میلی­مولار این نسبت را در ریشه در مقایسه با گیاهان زعفران تحت تیمار 75 میلی مولار افزایش داد که بیش­ترین افزایش در گیاهان تحت تیمار NaCl 75 mM + Si 0.5 mM  به مقدار 96/29% مشاهده گردید در صورتی­که محلول­پاشی سیلیکون در غلظت 1 میلی­مولار و نانوذره دی­اکسیدسیلیکون در هر دو غلظت این نسبت را در ریشه در مقایسه با گیاهان تحت تیمار شوری 150 میلی­مولار کاهش داد که بیش­ترین کاهش در تیمار NaCl 150 mM + SiO2 NPs 1 mM به­مقدار 54/5% مشاهده شد (شکل B 3).

 

B A

شکل 3- تغییرات نسبت پتاسیم به سدیم اندام هوایی (A) و زیر­زمینی (B) در گیاهان زعفران تحت تیمار شوری کلرید سدیم (0، 75 و 150 میلی­مولار) و محلول­پاشی سیلیکون و نانو ذره دی­اکسید سیلیکون (5/0 و 1 میلی­مولار). اعداد میانگین 4 تکرار ± انحراف معیار بوده وحروف متفاوت نشان­دهنده اختلاف معنی­دار در سطح 5% طبق آزمون توکی می­باشد.

 

بحث

نتایج بررسی مرگ سلولی در این مطالعه نشان­دهنده اثر منفی شوری بر افزایش این فاکتور در گیاه زعفران بود. مرگ سلولی برنامه­ریزی­شده یا اپوپتوزیس بعنوان یک فرآیند مهم دخیل در رشد و نمو گیاهان در نظر گرفته می­شود که ممکن است توسط تنش­های زیستی و غیرزیستی از جمله تنش شوری القاء شود. تجمع سدیم و تغییر نسبت K+/Na+ در سیتوپلاسم تحت تنش شوری می­تواند روی فرآیندهای بیوانرژتیک تاثیر گذاشته و جایگزینی سدیم به جای پتاسیم نیز منجربه غیر فعال شدن آنزیم­ها شده و کاهش رشد و یا حتی مرگ سلول یا گیاه را در پی داشته باشد(25 و 55). نتایج نشان داد که اعمال سیلیکون و نانودی اکسید سیلیکون در گیاه زعفران تحت تنش شوری درصد مرگ سلولی را کاهش داد. تحقیقات نشان داده است که اعمال سیلیکون در گیاهان تحت تنش شوری Cicer arietinum L. منجر به افزایش جذب و انتقال +K و کاهش جذب و انتقال +Na از ریشه به اندام‌های هوایی از طریق تحریک H+-ATPase غشا پلاسمایی شده و موجب افزایش نسبت K+/Na+ می­گردد (21)  که با نتایج این تحقیق هم­سویی نشان می­دهد.

نتایج نشان داد که با افزایش شوری فاکتورهای رشدی تحت تأثیر قرار گرفته و طول و وزن خشک اندام هوایی و زیر­زمینی در زعفران کاهش یافت. کاهش فاکتورهای رشدی گیاه زعفران در اثر شوری تا غلظت ds m-1 4/12 توسط Avarseji و همکاران (8)، تا غلظت 100 میلی­مولار توسط Jamila و همکاران (27) و تحت شوری 1 تا 5 گرم در لیتر توسط Mzrabri و همکاران (35) نیز گزاش گردیده است. مطالعات نشان داده است که کلرید سدیم با اثر بر رشد و تقسیم یاخته­ای منجر به کاهش رشد می­شود. شوری از طریق افزایش فشار اسمزی محلول خاک باعث کاهش جذب آب توسط گیاه (آماس سلول­ها) و در نهایت کاهش تقسیم، تطویل و تمایز سلولی می­شود (20). طبق نتایج حاصله محلول­پاشی سیلیکون و نانودی­اکسید سیلیکون هم به تنهایی و هم همراه با شوری اثر مثبت بر فاکتورهای رشدی داشت. اثر مثبت سیلیکون بر گیاه زعفران تحت تنش شوری قبلاً توسط Jamila و همکاران (27) گزارش شده است. آنها نشان داده­اند که اعمال سیلیکون در غلظت 1 میلی­مولار منجر به افزایش طول، و وزن کلاله و همچنین بهبود فاکتورهای فیزیولوژیکی و ریخت شناسی در گیاه زعفران تحت تنش شوری 50 و 100 میلی­مولار می­گردد. سیلیکون با رسوب و انباشت در کوتیکول برگ موجب کاهش تلفات آب از طریق تعرق می­گردد (33). از طرف دیگر Ma و همکاران (34) گزارش کرده­اند که اعمال سیلیکون می­تواند منجر به استحکام آوندهای گزیلم که ساختارهای مسئول انتقال آب به گیاه می­باشند، گردد. بنابراین آوندهای گزیلم می­تواند در گیاه موجب بردباری در برابر تنش­های محیطی به واسطه افزایش جذب آب توسط گیاه گردد (50) که آن هم افزایش RWC را در پی خواهد داشت که نتایج این تحقیق هم تایید کننده این امر بوده و با اعمال سیلیکون و نانودی­اکسیدسیلیکون درصدRWC در برگ­های زعفران تحت تیمار شوری افزایش نشان داد. افزایش RWC با اعمال سیلیکون در غلظت 150 میلی­گرم بر لیتر در گیاه بامیه تحت تنش شوری dS m-1 6 نیز قبلاً گزارش شده است (3) که با نتایج ما هم­سویی نشان می­دهد. به نظر می­رسد که با افزایش تنش شوری به­علت منفی­تر شدن پتانسیل اسمزی و کاهش آب در دسترس گیاه دچار تنش خشکی فیزیولوژیک شده و در این شرایط کاهش RWC یکی از بارزترین واکنش­های قابل مشاهده در گیاهان تحت تنش شوری است (42).

نقش محلول­های آلی در کاهش تنش شوری بخوبی شناخته شده است. این محلول­های سازگار پتانسیل اسمزی در سیتوپلاسم را کاهش داده و باعث حفظ هموستازی آب در بین قسمت­های مختلف سلول می­گردد. همبستگی مثبتی بین این حلال­ها با تحمل به تنش شوری گزارش شده است. از بین تمام محلول­ها آلی قندهای محلول و پرولین بارزترین محلول­های آلی با فعالیت اسموتیکی هستند (54). بررسی نتایج قندهای محلول نشان داد که با افزایش شوری مقدار قندهای محلول افزایش معنی­داری نمی­یابد بلکه در شوری 75 میلی­مولار نیز کاهش در مقادیر این فاکتور بیوشیمیایی مشاهده می­گردد. نتایج مشابه این یافته توسط Qados Abdul (5) در گیاهان تحت تنش شوری 100 و 200 میلی­مولار Vicia faba L. نیز گزارش شده است. آنها گزارش کرده اند که شوری 200 میلی مولار در گیاه  Vicia faba L. منجر به کاهش قندهای محلول به میزان 36% می گردد که در مقایسه با نتایج این تحقیق (22%) کاهش میزان قندهای محلول تحت تنش شوری بیشتر بود. از طرف دیگر اعمال سیلیکون و نانوسیلیکون 2 میلی­مولار در گیاه Vicia faba L. تحت شوری 100 میلی­مولار قندهای محلول را 86% نسبت به گیاهان تحت تنش شوری افزایش می­دهد در حالیکه نتایج این تحقیق نشان داد که اعمال سیلیکون 5/0 میلی­مولار در زعفران تحت شوری 75 میلی­مولار میزان قندهای محلول را 46% افزایش داد. کاهش قندهای محلول تحت تنش شوری می­تواند بعلت کاهش فعالیت فتوسنتزی در اثر شوری و یا افزایش مصرف قند در مسیرهای متابولیکی دیگر باشد. اعمال سیلیکون و نانو دی­اکسیدسیلیکون در گیاهان تحت تنش شوری زعفران منجر به افزایش قندهای محلول گردید که نشان­دهنده کاهش اثرات منفی شوری توسط این مواد است. نتایج این تحقیق با نتایجAl-Huqail  و همکاران(6) در گیاه آکاسیا و شمس و همکاران (2) در گیاه آرابیدوپسیس تالیانا همسویی نشان می­دهد. آنها نشان داده­اند که اعمال سیلیکون موجب افزایش قتدهای محلول در گیاهان ذکر شده تحت تنش شوری می­گردد.

بررسی پرولین و گلایسین بتائین در اندام هوایی و زیر­زمینی زعفران تحت تنش شوری افزایش نشان داد در صورتی­که اعمال سیلیکون و نانودی­اکسیدسیلیکون مقدار این اسمولیت­ها را در گیاهان تحت تنش شوری زعفران کاهش داد. این نتایج با نتایج Almutairi (7) در گیاه گوجه فرنگی و رستمی و همکاران (1) در گیاه گندم تحت تنش شوری هم­سویی نشان می­دهد. افزایش اسمولیت­های سازگار در پاسخ به تنش­های محیطی مثل تنش شوری و آب در سلول­های گیاهی جهت متعادل کردن فشار اسمزی سیتوزول با واکوئل و محیط بیرونی که منجر به تنظیم اسموتیکی و محافظت از سلول می­شود نشان داده شده است (43). در این راستا، تجمع پرولین می­تواند یک پاسخ محافظتی باشد زیرا نقش تنظیم اسمزی پرولین مانع تنش کمبود آب تحت تنش شوری بالا می­گردد و هم­چنین به دلیل توانایی آن در جاروب کردن رادیکال­های فعال در شرایط تنش شوری موجب پایداری پروتئین­ها می­گردد (11). به­علاوه انباشت پرولین، به­عنوان یک ترکیب ذخیره نیتروژن، از ساختارهای سلولی محافظت می­کند (43). طبق نتایج حاصله محلول­پاشی سیلیکون و نانودی­اکسیدسیلیکون در گیاهان تحت تنش شوری زعفران موجب کاهش مقدار پرولین نسبت به گیاهان زعفران تحت شوری شد. نتایج ما نشان داد که محلول­پاشی سیلیکون و نانو دی­اکسید سیلیکون اثر مؤثری بر کاهش اثرات نامطلوب تنش شوری در گیاه زعفران داشت پس می­توان نتیجه گرفت که افزودن سیلیکون و نانودی­اکسیدسیلیکون اثرات نامطلوب تنش شوری را در زعفران تعدیل می­کند و به­علت این تعدیل، اسمولیت­های سازگار نیز در گیاه زعفران تحت تنش شوری کاهش می­یابد. اثر سیلیکون در غلظت 5/2 میلی­مولار در کاهش مقدار پرولین در گیاهان سویا تحت تنش کلرید سدیم در غلظت 80 میلی­مولار قبلاً نیز گزارش شده است (31).

گلایسین بتائین نیز طی تنش شوری بالا با تنظیم تعادل اسمزی بین گیاه و محیط، حفاظت در برابر تنش اسمزی را فراهم می­کند (22). گلایسین بتائین با بحران تنش در گیاه ظاهر و به­عنوان یک محلول تنظیم اسمزی مؤثر در گیاهان محسوب می­شود و با رشد گیاهان در محیط­های خشک و شور همبستگی بالایی دارد (23). Khan و همکاران (30) گزارش کرده­اند که با افزایش غلظت شوری غلظت گلایسین بتائین در Atriplex griffithii نیز افزایش می­یابد که با نتایج این تحقیق هم­سویی دارد. با توجه به این نقش محافظتی گلایسین بتائین و رابطه مستقیمی که بین مصرف سیلیکون و غلظت این ترکیب در گیاهان مشاهده شد، می­توان تاثیر سیلیکون بر افزایش تحمل گیاه به تنش شوری را نشان داد.

ننتایج نشان داد که با افزایش شوری انباشت سدیم و کلر در اندام هوایی و زیر­زمینی افزایش و انباشت پتاسیم کاهش می­یابد. در شرایط تنش شوری سطوح بالای سدیم، یا نسبت بالای سدیم به پتاسیم می­تواند باعث تخریب واکنش­های مختلف آنزیمی در سیتوپلاسم گردد (48). از طرف دیگر، کلر یکی از آنیون­های غالب در خاک­های شور می­باشد و حضور آن به مقدار فراوان نه­تنها بطور مستقیم موجب سمیت گیاه می­گردد، بلکه باعث بر هم خوردن تعادل میان عناصر غذایی موجود در محلول خاک و گیاه می­شود (39). مقاومت در برابر تنش شوری در کاهش جذب و انتقال هر دو یون سدیم و کلر به منظور جلوگیری از مسمومیت نقش عمده­ای در رشد گیاه دارد (52). مقادیر بالای یون سدیم در خاک باعث اختلال در جذب پتاسیم شده و زمانی­که در سیتوپلاسم تجمع پیدا می­کند از فعالیت بسیاری از آنزیم­ها بازداری می­کند (26). طبق نتایج حاصله از این مطالعه محلول پاشی سیلیکون و نانودی­اکسیدسیلیکون در گیاه زعفران تحت تنش شوری انباشت یون سدیم و کلر را کاهش و انباشت پتاسیم و متعاقباً نسبت پتاسیم به سدیم به­عنوان شاخص بردباری را در هر دو اندام مورد بررسی افزایش داد. افزایش محتوای پتاسیم و کاهش سدیم و کلر به­ویژه در اندام هوایی می­تواند به­عنوان یک مکانیسم احتمالی در افزایش به تنش شوری به­وسیله اعمال سیلیکون و نانودی­اکسیدسیلیکون در گیاه زعفران باشد. نتایج حاصل از این مطالعه با تحقیقات انجام گرفته توسطTantawy  و همکاران (51) هم­خوانی نشان می­دهد. آنها نشان داده­اند که اعمال نانوذرات سیلیکون در غلظت 25% (1 یا 2 cm3/l) و سیلیکون در غلظت 25% (4 یا 5 cm3/l) در گیاه فلفل شیرین تحت تنش شوری dS/m 47/5 انباشت یون­های سمی سدیم در اندام هوایی را کاهش و محتوای پتاسیم را افزایش می­دهد. در گیاه فلفل شیرین نانوذرات سیلیکون نسبت به سیلیکون در بهبود اثرات سوء شوری موثرتر بود. مطالعات دیگر نیز تاثیر مثبت سیلیکون در کاهش یون سدیم و افزایش پتاسیم در گیاهان تحت تنش شوری را نشان داده است (21).

نتیجه­گیری کلی

نتایج این مطالعه نشان داد که اعمال شوری در گیاه زعفران فاکتورهای رشدی را کاهش و مرگ سلولی و اسمولیت­های سازگار در این گیاه را افزایش داد. نتایج حاضر نشان داد که محلول­پاشی سیلیکون و نانودی­اکسیدسیلیکون در گیاهان زعفران تحت تنش شوری با بهبود فاکتورهای رشدی، فیزیولوژیکی و همچنین نسبت K+/Na+ توانسته در کاهش اثرات منفی شوری در این گیاه موثر واقع شود. در مقایسه بین سیلیکون به­حالت استاندارد و نانو سیلیکون، نانوسیلیکون به ویژه در غلظت 5/0 میلی­مولار در اکثر فاکتورهای مورد بررسی در کاهش اثرات مضر شوری موثرتر از سیلیکون عمل کرده و می­تواند به عنوان افزایش دهنده عملکرد زعفران در شرایط تحت تنش شوری مورد استفاده قرار گیرد اما به­هر حال برای فهم مکانیسم اثر سیلیکون و نانودی­اکسیدسیلیکون در گیاهان نیاز به مطالعات بیش­تر است. لذا برای توصیه استفاده از مکمل­های سیلیکونی برای بهبود اثرات نامطلوب شوری در این گیاه نیاز بررسی­های بیشتر بالاخص در کشت­های مزرعه­ای می­باشد.

  • 1-رستمی، ق.، مقدم، ح.، قاسمی­پیریلوقی، ع. و تهرانی­فر، ع. 1399. اثرات سولفات و نانو ذرات آهن و روی بر زیست توده، مقدار و ترکیبات روغن­های اسانسی نعناع فلفلی (Mentha piperita L.) تحت تنش شوری. نشریه پژوهش­های گیاهی. 33 (3): 505-515.

    2-شمس، ه.، عبدل­زاده، ا.، صادقی­پور، ح. ر. و مهربان جوینی، پ. 1398. اثرات تغذیه­ای سیلیکون بر کاهش تنش اکسیداتیو ناشی از شوری در گیاه آرابیدوپسیس­تالیانا (Arabidopsis thaliana). نشریه پژوهش­های گیاهی. 32 (1): 133-143.

     

    • Abbas, T., Balal, R. M., Shahid, M. A., Pervez, M. A., Ayyub, C. M., Aqueel, M. A. and Javaid, M. M. 2015. Silicon-induced alleviation of NaCl toxicity in okra (Abelmoschus esculentus) is associated with enhanced photosynthesis, osmoprotectants and antioxidant metabolism. Acta Physiologiae Plantarum. 37 (2): 1-15.
    • Abbaspour, N. 2008. A comparative study of Cl-transport across the roots of two grapevine root stocks, K 51-40 and Paulsen, differing in salt tolerance. PhD thesis, University of Adelaide, Australia.
    • Abdul Qados, A. M. S. 2015. Mechanism of nanosilicon mediated alleviation of salinity stress in faba bean (Vicia faba ) plants. American Journal of Experimental Agriculture. 7 (2): 78-95.
    • Al-Huqail, A. A., Alqarawi, A. A., Hashem, A., Malik, J. A. and Abd-Allah, E. F. 2017. Silicon supplementation modulates antioxidant system and osmolyte accumulation to balance salt stress in Acacia gerrardii Saudi Journal of Biological Science. 26 (7): 1856–1864.
    • Almutairi, Z. M. 2016. Effect of nano-silicon application on the expression of salt tolerance genes in germinating tomato (Solanum lycopersicum ) seedlings under salt stress. Plant Omics Journal. 9 (1):106-114.
    • Avarseji, Z., Kafi, M., Sabet Teimouri, M. and Orooji, K. 2013 Investigation of salinity stress and potassium levels on morphophysiological characteristics of saffron. Journal of Plant Nutrition. 36: 299–310.
    • Baker, C. J. and Monck, N. M. 1994. An improved method for monitoring cell death in a cell suspension and leaf disk assays using Evans blue. Plant cell. 39: 7-12.
    • Bates, L.S., Waldern, R.P., and Tear, I.D. 1973. Rapid determination of free proline for water stress studies. Plant and Soil. 39: 207-207.
    • Ben Ahmed, C., Ben Rouina, B., Sensoy, S., Boukhriss, .S and Abdullah, F. 2010. Exogenous proline effects on photosynthetic performance and antioxidant defense system of young olive tree. Agricultral Food 58: 416–422.
    • Bhargava, V. K. 2011. Medicinal uses and pharmacological properties of Crocous sativus Linn (saffron) International Journal of Pharmacy and Pharmaceutical Sciences. 3: 21-26.
    • Chaves, M.M., Flexas, J. and Pinheiro, C. 2009. Photosynthesis under drought and salt stress: regulation mechanisms from whole plant to cell. Annal Botany. 103: 551–560.
    • Chen, D., Yin, L., Deng, X. and Wang, S. 2014. Silicon increases salt tolerance by influencing the two-phase growth response to salinity in wheat (Triticum aestivum). Acta Physiologiae Plantarum. 36: 2531–2535.
    • Dastranj, M. and Sepaskhah, R. 2019. Response of saffron (Crocus sativusL.) to irrigation water salinity, irrigation regime and planting method: Physiological growth and gas exchange. Scientia Horticulturae 257: 1018714
    • Debnath, N., Das, S., Seth, D., Chandra, R., Bhattacharya, S. C. and Goswami, A. 2011. Entomotoxic effect of silica nanoparticles against Sitophilus oryzae (L.). Journal of Pest Science. 84: 99–105.
    • Dubious, M. K., Gilles, A., Hamilton, J. K., Roberts, P. A. and Smith, F. 1956. Colorimetric method for determination if sugars and related. Annal Chemistry. 28: 350-356.
    • Epstein, E. 1994. The anomaly of silicon in plant biology. Proceedings of the National Academyof Sciences. 91: 11-17.
    • Eskandari Torbaghan, M., Eskandari Torbaghan, M. and Ahmadi, M. M. 2011. The effect of salt stress on flower yield and growth parameters of saffron (Crocus sativus) in greenhouse condition. International Research Journal of Agricultural Science and Soil Science. 1 (10): 421-427.
    • Ferchichi, S.; Hessini, K.; Dell’Aversana, E.; D’Amelia, L.; Woodrow, P.; Ciarmiello, L.F.; Fuggi, A. and Carillo, P. 2018. Hordeum vulgare and Hordeum maritimum respond to extended salinity stress displaying different temporal accumulation pattern of metabolites. Functional Plant Biology. 45, 1096–1109.
    • Garg, N. and Bhandari, P. 2016. Interactive effects of silicon and arbuscular mycorrhiza in modulating ascorbate-glutathione cycle and antioxidant scavenging capacity in differentially salt-tolerant Cicer arietinum genotypes subjected to long-term salinity. Protoplasma. 253 (5): 1325–1345.
    • Grattan S. R. and Grieve C. M. 1999. Mineral nutrient acqui-sition and response by plants grown in saline environ-ments. In: Pessarakli M. (ed.): Handbook of Plant and Crop Stress. Marcel Dekker, New York: 203–229.
    • Hanson, A. D., May, A. M., Grumet, R., Bode, J., Jamieson,G. C. and Rhodes, D. 2007. Betaine synthesis in chenoppds: Localization in chloroplasts Proceedings of the National Academy of Science, USA. 82: 3678-3682.
    • Hussain, M.; Ahmad, S.; Hussain, S.; Lal, R.; Ul-Allah, S. and Nawaz, A. 2018. Rice in Saline Soils: Physiology, Biochemistry, Genetics, and Management. In Advances in Agronomy; Sparks, D.L., Ed.; Academic Press:Cambridge, MA, USA, (148): 231–287.
    • Ivania, R., Sanaei Nejadb, S. H., Ghahramanb, B., Astaraeic, A. R. and Feizid, H. 2018. Role of bulk and Nanosized SiO2 to overcome salt stress during Fenugreek.germination (Trigonella foenum- graceum). Plant Signaling and Behavior. 13 (7): 190-197.
    • Jaleel, C. A., Lakshmanan, G. M. A., Gomathinayagam, M. and Panneerselvam, R. 2008. Triadimefon induced salt stress tolerance in Withania somnifera and its relationship to antioxidant defense system. South African Journal of Botany. 74 (1): 126-132.
    • Jamila, F., Zakia, B., Fouad, A., Nabil, S. and Rachid, M. 2018. Effect of silicon application ontalioue Crocus sativus (L) cultivation under salt stress. International journal of Research-Granthaalayah. 6 (9): 291-300.
    • Kafi, M. Koocheki, A., Rashed, M. H., and Nassiri, M. 2006. Saffron (Crocus sativus L.), Production and Processing. Science Publishers, USA.
    • Khan, A, Khan, A. L., Muneer, S., Kim, Y. H., Al-Rawahi, a. and Al-Harrasi, A. 2019. Silicon and salinity: crosstalk in crop-mediated stress tolerance mechanisms. Frontiers in Plant Science. 10: 1-29.
    • Khan, M. A., Ungar, I. A. and Showalters, A. M. 2000. Effects of salinity on growth, water relations and ion accumulation of the sub tropical perennial halophyte, Atriplex griffithii Stocksii. Annals of Botany. 85: 225-232.
    • Lee, S. K., Sohn, E. Y., Hamayun, M., Yoon, J. Y. and Lee, I. J. 2010. Effect of silicon on growth and salinity stress of soybean plant grown under hydroponic system. Agroforestry System. 80: 333–340.
    • Liang, Y., Zhang, W., Qin, C., Youliang, L. and Ruixing, D. 2006. Effect of exogenous silicon (Si) on H+-ATPase activity, phospholipids and fluidity of plasma membrane in leaves of salt-stressed barley ( Hordeum vulgare ). Environmental Expermental Botany. 57: 212–219.
    • Liu, B., Soundararajan, P. and Manivannan, A. 2019. Mechanisms of silicon-mediated amelioration of salt stress in plants. Plants. 8 (307): 1-13.
    • Ma, J. F. 2004. Characterization of the silicon uptake system and molecular mapping of the silicon transporter gene in rice. Plant Physiology. 136 (2): 3284–3289.
    • Mzabri, I., Legsayer, m., Kouddane, N., Boukroute, A. and Berrichi, A. 2017. Salt stress effects on some morphological, physiological and biochemical parameters of saffron plant (Crocus sativus ) in Eastern Morocco. Journal of Materials and Environmental Sciences. 8: 4894-4901.
    • Molassiotis, A., Sotiropoulos, T., Tanou, G., Diamantidis, G. and Therios, I. 2006. Boron induced oxidative damage and antioxidant and nucleoly-tic responses in shoot tips culture of the apple rootstock EM9 (Malus domestica Borkh). Environmental and Experimental Botany. 56: 54 – 62.
    • Moradi rikabadi, M., Pourakbar, L., Siavash Moghaddam, S., Popović-Djordjević, J. 2109. Agrobiological, chemical and antioxidant properties of saffron (Crocus sativus) exposed to TiO2 nanoparticles and ultraviolet-B stress. Industrial Crops and Products. 137: 137-143.
    • Moraru, I., Panchapakesan, P., Qingrong, H., Takhistov, P., Liu, S. and Jozef, K. 2003. Nanotechnology: A new frontier in food science. Food Technology. 57: 24-29.
    • Munns, R., James, R. A. and Lauchli, A. 2006. Approaches to increasing the salt tolerance of wheat and other cereals. Journal of Experimental Botany. 57: 1025–1043.
    • Oberdorster, G., Maynard, A., Donaldson, K., Castranova, V., Fitzpatrick, J., Ausman, K., Carter, J., Karn, B., Kreyling, W. and Lai, D. Principles f or characterizing the potential human health effects from exposure to nanomaterials: elements of a screening strategy. Particle and FibreToxicology. 28-38.
    • Parvaiz, A. and Satyawati, S. 2008. Salt stress and phyto-biochemical responses of plants: a review. Plant Soil and Environment. 54 (3): 89-99.
    • M A. S., Sakil, A. and Hossain, A. 2019. Plants responses and their physiological and biochemical defense mechanisms against salinity: A review. Tropical Plant Research. 6(2): 250–274.
    • Rahimi, R., Mohammakhani, A., Roohi, V. and Armand, N. 2012. Effects of salt stress and silicon nutrition on cholorophyll content, yield and yield components in fennel (Foeniculum vulgar ). The international Jornal of Agricalture Crop Science. 4: 1591-1595.
    • Rajaei, S. M., Niknam, V., Seyedi, S. M., Ebrahimzadeh, H. and Razavi, K. Contractile roots are the most sensitive organ in Crocus sativus to salt stress. Biomedical and Life Sciences. 53 (3): 523-529.
    • Senapati, S., Mandal, D., Ahmad, A., Khan, M. I., Sastry, M. and Kumar, R. 2004. Fungus mediated synthesis of silver nanoparticles: a novel biological approach. Indian Journal of Physics and Proceedings of the Indian Association for the Cultivation of Science-Part A. 78A: 101-
    • Setter, T. L., Waters, I., Stefanova, K. and Munns, R. 2016. Salt tolerance, date of flowering and rain affect the productivity of wheat and barley on rainfed saline land.Field Crops Research. 194: 31–42. 
    • Soundararajan, P.; Manivannan, A.; Ko, C.H. and Jeong, B.R. 2018. Silicon enhanced redox homeostasis and protein expression to mitigate the salinity stress in Rosa hybrida ‘Rock Fire’. Plant Growth Regulation. 37: 16–34.
    • Spahn, C., Blaha, G., Stelzel, U., Agrawal, R. K., Frank, J. and Nierhause, KH. Preparation of functional ribosomal complexes and effect of buffer conditions on tRNA positions observed by cry electron microscopy. Methods in Enzymology Journal. 317: 292-309.
    • Sperry, J. S., Hacke, U. G., Oren, R. and Comstock, J. P. 2002. Water deficits and hydraulic limits to leaf water supply. Plant, Cell and Environment. 25 (2): 251–263.
    • Suriyaprabha,. R, Karunakaran, G., Yuvakkumar, R., Rajendran, V., Kannan, N. 2012. Silica nanoparticles for increased silica availability in maize (Zea mays L) seeds under hydroponic conditions. Current 8: 1–7.
    • Tantawy, A. S., Salama, Y. A. M., El-Nemr, M. A. and Abdel-Mawgoud. A. M. R. 2015. Nano silicon application improves salinity tolerance of sweet pepper plants. International Journal of Chemistry Technology Research. 8 (10): 11-17.
    • Tuna, A. L., Kaya, C., Higgs, D., Murillo- Amador, B., Aydemir, S. and Girgin, A. R. 2008. Silicon improves salinity tolerance in wheat plants. Environmental and Experimental Botany. 62: 10-16.
    • Turner, N.C. 1981. Techniques and experimental approaches for the measurement of plant water status. Pant Soil. 58: 339-366.
    • Vyrides, I., and Stuckey, D. C. 2017. Compatible solute addition to biological systems treating waste/wastewater to counteract osmotic and other environmental stresses: a review. Critical Reviews in Biotechnology. 37, 865–879.
    • Wu, Y., Hu, Y. and Xu, G. Interactive effects of potassium and sodium on root growth and expression of K/Na transporter genes in rice. Plant Growth Regulation. 57 (3): 271-280.
مجله پژوهشهای گیاهی (مجله زیست شناسی ایران)(علمی)
دوره 35، شماره 1
فروردین 1401
صفحه 31-41
  • تاریخ دریافت: 16 آذر 1398
  • تاریخ بازنگری: 02 خرداد 1399
  • تاریخ پذیرش: 07 مهر 1399