اثرات نانوذره نقره بر رشد، ظرفیت تبادلات گازی و عملکرد فتوسیستم II در گیاه خرفه

نوع مقاله : مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 گروه زیست‌شناسی، واحد اسلامشهر، دانشگاه آزاد اسلامی، اسلامشهر، ایران

2 گروه زیست شناسی، دانشکده علوم پایه، دانشگاه آزاد اسلامی واحد علوم و تحقیقات تهران، ایران

3 مرکز تحقیقات گیاهان دارویی، دانشگاه شاهد، تهران، ایران

چکیده

با افزایش قابل ملاحظه‌ای در تکنولوژی نانو، احتمال دارد که سیستم‌های زیستی در معرض غلظت‌های بالای نانوذرات (NPs) قرار گیرند. گیاه خرفه یک گیاه علفی یک ساله است که دارای برخی از خواص دارویی مانند ضد باکتری، ضد درد، ترمیم زخم، شل کننده عضلات اسکلتی، ضد التهاب و ضد رادیکال است. در این مطالعه، غلظت های مختلف نانوذره نقره (0، 5/2، 5، 10، 20، 40 و 80 میلی‌گرم بر لیتر) بر رشد و تولید زیتوده، رنگیزه‌های فتوسنتزی، محتوای پرولین، ترکیبات فلاونوئید و فنل کل، ظرفیت تبادل گازی و پارامترهای فلورسنس کلروفیل گیاه خرفه مورد بررسی قرار گرفتند. نتایج نشان داد که تیمار نانوذره نقره در غلظت‌های بالا (20، 40 و 80 میلی‌گرم بر لیتر) به طور معنی‌داری از تولید زیتوده و رشد ریشه و ساقه ممانعت کرد و باعث کاهش محتوای رنگیزه‌های کلروفیل a و b شد، در حالیکه تیمار نانوذره نقره محتوای پرولین، آنتوسیانین و ترکیبات فنلی را نسبت به تیمار شاهد افزایش داد. با افزایش غلظت نانوذره نقره، نسبت فتوسنتز، نسبت تعرق، هدایت روزنه‌ای، بیشینه عملکرد کوانتومی فتوسیستم II، ضریب خاموشی فتوشیمیایی و عملکرد کوانتومی موثر فتوشیمیایی فتوسیستم II کاهش یافت. بررسی فلورسنس کلروفیل a نشان داد که غلظت‌های بالای نانوذره نقره باعث ممانعت انتقال انرژی از کمپلکس دریافت‌کننده نور به مرکز واکنش، تخریب کمپلکس تجزیه‌کننده آب در فتوسیستم II و غیرفعال شدن مرکز واکنش فتوسیستم II شد. نتایج کلی نشان داد که نانوذره نقره باعث القای مکانیسم بازدارندگی بر فرآیند فتوسنتز و در نتیجه، کاهش زیتوده گیاه خرفه شد.

کلیدواژه‌ها

موضوعات

عنوان مقاله [English]

Effects of silver nanoparticles on the growth, gas exchange capacity and photosystem II performance in purslane (Portulaca oleracea L.) plants

نویسندگان [English]

  • Zargham Zare 1
  • leila Pishkar 1
  • alireza iranbakhsh 2
  • Daryush Talei 3

1 Department of Biology, Faculty of Science, Islamshahr Branch, Islamic Azad University, Islamshahr, Iran.

2 Department of Biology, Science and Research Branch Islamic Azad University Tehran Iran

3 Medicinal Plants Research Center, Shahed University, Tehran, Iran

چکیده [English]

With the dramatic increase in nanotechnologies, it has become probable that biological systems will be exposed to an excess of nanoparticles (NPs). Purslane (Portulaca oleracea L.) is an annual grassy plant that has some pharmacological properties such as antibacterial, analgesic, wound healing, skeletal muscle-relaxant, anti-inflammatory and a radical scavenger. In this study, the effect of different concentrations of silver nanoparticles (0, 2.5, 5, 10, 20, 40 and 80 mg/L) on the growth and biomass production, photosynthetic pigments, proline, flavonoid and phenolic compounds, gas exchange capacity and chlorophyll fluorescence parameters were investigated in purslane plants. The results showed that AgNPs treatments significantly inhibited biomass production and the growth of root and shoot, and decreased the content of chlorophylls a and b at high concentrations (20, 40 and 80 mg/L), while, the AgNPs treatments increased the content of carotenoids, anthocyanins and phenolic compounds compared to control treatment. By increasing the concentration of AgNPs, photosynthetic rate, transpiration rate, stomatal conductance, the maximal quantum yield of PSII photochemistry, photochemical quenching coefficient and effective quantum yield of PSII photochemistry declined. The measurements of Chl a fluorescence showed that strong evidence of inhibitory effects on energy transfer from light-harvesting complexes to reaction centres, the deterioration of the PSII water splitting system and the inactivation of PSII reaction centres at high concentrations of AgNPs. In conclusion, our results demonstrated that AgNPs induced an inhibitory mechanism on photosynthetic processes and biomass of purslane plants.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Purslane
  • Silver nanoparticle
  • gas exchange
  • chlorophyll fluorescence
  • photosynthetic pigments

اثرات نانوذره نقره بر رشد، ظرفیت تبادلات گازی و عملکرد فتوسیستم II در گیاه خرفه

ضرغام زارع1، لیلا پیشکار1*، علیرضا ایرانبخش2 و داریوش طالعی3

1 ایران، اسلامشهر، دانشگاه آزاد اسلامی، واحد اسلامشهر، گروه زیست‌شناسی

2 ایران، تهران، دانشگاه آزاد اسلامی، واحد علوم و تحقیقات، گروه زیست شناسی

3 ایران، تهران، دانشگاه شاهد، مرکز تحقیقات گیاهان دارویی

تاریخ دریافت: 19/08/1399          تاریخ پذیرش: 06/07/1400

چکیده

با افزایش قابل ملاحظه­ای در تکنولوژی نانو، احتمال دارد که سیستم­های زیستی در معرض غلظت­های بالای نانوذرات (NPs) قرار گیرند. گیاه خرفه یک گیاه علفی یک ساله است که دارای برخی از خواص دارویی مانند ضد باکتری، ضد درد، ترمیم زخم، شل کننده عضلات اسکلتی، ضد التهاب و ضد رادیکال است. در این مطالعه، غلظت های مختلف نانوذره نقره (0، 5/2، 5، 10، 20، 40 و 80 میلی­گرم بر لیتر) بر رشد و تولید زیتوده، رنگیزه­های فتوسنتزی، محتوای پرولین، ترکیبات فلاونوئید و فنل کل، ظرفیت تبادل گازی و پارامترهای فلورسنس کلروفیل گیاه خرفه مورد بررسی قرار گرفتند. نتایج نشان داد که تیمار نانوذره نقره در غلظت­های بالا (20، 40 و 80 میلی­گرم بر لیتر) به طور معنی­داری از تولید زیتوده و رشد ریشه و ساقه ممانعت کرد و باعث کاهش محتوای رنگیزه­های کلروفیل a و b شد، در حالیکه تیمار نانوذره نقره محتوای پرولین، آنتوسیانین و ترکیبات فنلی را نسبت به تیمار شاهد افزایش داد. با افزایش غلظت نانوذره نقره، نسبت فتوسنتز، نسبت تعرق، هدایت روزنه­ای، بیشینه عملکرد کوانتومی فتوسیستم II، ضریب خاموشی فتوشیمیایی و عملکرد کوانتومی موثر فتوشیمیایی فتوسیستم II کاهش یافت. بررسی فلورسنس کلروفیل a نشان داد که غلظت­های بالای نانوذره نقره باعث ممانعت انتقال انرژی از کمپلکس دریافت­کننده نور به مرکز واکنش، تخریب کمپلکس تجزیه­کننده آب در فتوسیستم II و غیرفعال شدن مرکز واکنش فتوسیستم II شد. نتایج کلی نشان داد که نانوذره نقره باعث القای مکانیسم بازدارندگی بر فرآیند فتوسنتز و در نتیجه،  کاهش زیتوده گیاه خرفه شد.

واژه­های کلیدی: خرفه، نانوذره نقره، تبادلات گازی، فلورسنس کلروفیل، رنگیزه­های فتوسنتزی

* نویسنده مسئول، تلفن: 09123455900 ، پست الکترونیکی: Pishkar@iiau.ac.ir

مقدمه

 

امروزه فناوری نانو باعث عرضه تعداد زیادی از محصولات نانو شده است که نانوذرات نقره یکی از گسترده­ترین محصولات مصرفی هستند. نانوذرات نقره به خاطر فعالیت­های ضدباکتری و ضدقارچی در صنعت داروسازی مفید هستند و به عنوان ترکیبات فعال، در تولید شوینده­ها نیز استفاده زیادی از آن­ها می­شود (39 و 44). مقدار زیادی از نانوذرات مانند نانوذره نقره می­تواند جذب سطح ذرات خاک شود و به راحتی با جریانات آب سطحی در خاک جابجا شده و در دسترس گیاهان قرار گیرند. گزارش شده است که غلظت­های محیطی نانوذرات نقره در آب­های سطحی می­تواند به بیش از یک میلی­گرم در لیتر برسد (4). تحت این شرایط، بسیاری از گیاهان ممکن است در معرض سمیت نانوذره نقره قرار بگیرند که می­تواند باعث اثرات منفی بر روی فتوسنتز و دیگر فرآیندهای متابولیکی مهم مربوط به رشد گیاه شود. مطالعات فراوانی بر روی اثرات سمی نانوذره نقره بر گونه­ها مختلف گیاهی و جانوری انجام شده است، اما با اینحال، مکانیسم دقیق سمیت نانوذره نقره بر روی جنبه­های مختلف زیستی به طور دقیق شناسایی نشده است و نیازمند بررسی بیشتر می­باشد (6، 19، 27، 37 و 55).

مطالعات نشان داده است که نانوذره نقره تاثیر منفی بر فرآیند فتوسنتز در موجودات فتوسنتز کننده دارد که می­تواند باعث کاهش رشد و عملکرد آنها شود (21 و 36). نشان داده شد که اثرات منفی نانوذره نقره 10 برابر بیشتر از غلظت مشابه از فرم یونی نقره می­باشد که نشان دهنده سمیت بالای فرم نانوذرات فلزات سنگین نسبت به فرم یونی آنها است (33، 50 و 56). اثرات سمی نانوذره نقره به گونه گیاهی و ویژگی­های فیزیکی و شیمیایی نانوذره بستگی دارد (53). نانوذره نقره می­تواند در اندازه­های متفاوتی ایجاد شود که ویژگی­های سمی متفاوتی دارند. در واقع، نانوذرات نقره با اندازه کوچکتر، به دلیل افزایش انتقال آن­ها در سیستم زیستی، سمیت بالاتری نسبت به نانوذرات با اندازه بزرگتر دارند (26 و 53). همبستگی بین سطح سمیت و سطح تماس نانوذرات نقره وجود دارد بطوریکه نانوذرات نقره با نسبت سطح به حجم بالا (اندازه کوچکتر) میان­کنش فعال قوی­تری با بخش­های مختلف سلولی و داخل سلولی برقرار می­کنند (29). گزارش شده است که نانوذرات نقره با قطر کمتر از 100 نانومتر تاثیر منفی بر رشد گیاهان Allium cepa و Arabidopsis thaliana دارند (28 و 55). همچنین مطالعات نشان داده است که نانوذرات نقره با ایجاد یون نقره در داخل سلول باعث تولید انواع رادیکال­های آزاد می­شوند که با ایجاد تنش اکسیداتیو از فرآیندهای حیاتی گیاه از جمله فتوسنتز و تنفس ممانعت می­کند (49). با اینحال، بررسی مطالعات انجام شده نشان داد که دلیل اصلی اثرات سمی نانوذرات نقره مشخص نیست که آیا به خاطر ایجاد نقره یونی می­باشد یا اینکه به خاطر ویژگی­های ذاتی نانوذره نقره می باشد. اما گزارش شده است که با افزایش نانوذره نقره در گیاهان، طول ریشه و میزان زیتوده گیاهان کاهش می­یابد که نشان دهنده تشدید سمیت است (57). همچنین گزارش شده است که میان­کنش نانوذرات با گیاهان اثرات متفاوتی بر جوانه­زنی، رشد ریشه گیاه دارد که این پاسخ به خصوصیات و غلظت نانوذره و همچنین گونه گیاهی بستگی دارد (32). یکی از اثرات منفی سمیت نانوذرات، اثرات بازدارندگی فرآیندهای فتوسنتزی است که باعث کاهش رشد گیاه می­شود (8). تغییر در فعالیت فتوسنتز بر سنتز ATP و NADPH تاثیر می­گذارد که باعث برهم زدن واکنش­های بیوشیمیایی و فرآیندهای فیزیولوژیکی و در نهایت کاهش رشد گیاه می­شود. بنابراین، تغییر رشد سلولی تحت سمیت نانوذرات می­تواند بخاطر تغییر در فعالیت فتوسیستم II باشد که به صورت انتشار متفاوت فلورسنس کلروفیل نشان داده می­شود (10). اندازه­گیری فلورسنس، به عنوان نشانه­ای از فتوشیمیایی اولیه فتوسیستم II و فعالیت انتقال الکترون، می­تواند اطلاعات ارزشمندی از تاثیر سمیت نانوذرات بر دستگاه فتوسنتزی و در نتیجه اسیمیلاسیون کربن ایجاد کند. اندازه­گیری­های فلورسنس کلروفیل به عنوان یک روش غیرتخریبی، سریع و کارآمد برای مطالعه فعالیت فتوسنتز گیاهان تحت تنش­های محیطی استفاده می­شود (43).

خرفه (Portulaca oleracea L.) گیاه دارویی از تیره Portulacaceae است که ساقه­های بدون کرک، گوشتی، برگ­ها بدون کرک، قاشقی شکل با حواشی صاف و بدون دمبرگ، گل­ها با دو کاسبرگ گوشتی، گلبرگ زرد رنگ و میوه از نوع کپسول است که دارای تعداد زیادی بذر براق سیاه رنگ مایل به قهوه­ای می­باشد. گیاهی یک ساله است که ارتفاع آن تا حدود 40 سانتیمتر در مراحل گلدهی می­رسد. گیاه خرفه در سرتاسر نواحی معتدل و گرمسیر دنیا اتشار یافته است (24). گیاه غنی از اسیدهای چرب، پروتئین و ویتامین C، A و E می­باشد که حدود 70 درصد اسیدهای چرب تشکیل دهنده روغن آن غیراشباع بوده و حدود 50 درصد آن را تنها اسید چرب امگا 3 تشکیل می­دهد (35). براساس منابع طب سنتی ایران، گیاه خرفه یک گیاه داویی ضددرد، تب­بر، ضدعفونی کننده، ضداسکوربوت، ضد سرفه، ضد التهاب، تصفیه کننده خون، ضد سوختگی پوست و کاهش تورم و آبسه­ها، گزیدگی نیش حشرات و عقرب گزیدگی می­باشد (58).

در این مطالعه، تاثیر غلظت­های مختلف نانوذره نقره بر رشد و زیتوده، رنگیزه­های فتوسنتزی، آنتوسیانین، پرولین و ترکیبات فنلی مورد بررسی قرار گرفت. همچنین پارامترهای تبادل گازی و فلورسنس کلروفیل تحت غلظت­های مختلف نانوذره نقره مورد ارزیابی قرار گرفت تا تاثیر سمیت نانوذره نقره بر دستگاه فتوسنتزی و میزان اسیمیلاسیون کربن مورد بررسی قرار گیرد.

مواد و روشها

تهیه و آماده­سازی نانوذره نقره: از نانوذره نقره شرکت آمریکایی US-NANO (شناسه محصول: A-136) برای این تحقیق استفاده شد. به منظور تهیه غلظت­های مختلف نانوذره نقره، مقدارهای مشخص نانوذره نقره در آب دوبار تقطیر با استفاده از هموژنایزر اولتراسونیک به مدت 30 دقیقه حل شد. خصوصیات نانوذره نقره با استفاده از میکروسکوپ الکترونی عبوری (TEM) مورد بررسی قرار گرفت (جدول 1 و شکل 1).

 

جدول 1- مشخصات نانوذره نقره

نانوذره نقره

AgNPs

نسبت سطح به حجم نانوذره نقره

مورفولوژی ذرات

درصد خلوص

متوسط قطر ذرات

18-22 مترمربع بر گرم

کروی

99 درصد

5-30 نانومتر

 

 

شکل 1- عکس­های میکروسکوپ الکترونی عبوری (TEM) از نانوذرات نقره

 

کشت گیاه و اعمال تیمار: بذرهای گیاه خرفه از شرکت کشاورزی بهار (شناسه محصول: dkp-1595672) تهیه شدند. بعد از سترون­سازی بذرها با هیپوکلریت سدیم (5 دقیقه) و شستشو با آب مقطر، در ظرف­هایی حاوی پیت­ماس و پرلیت استرون به نسبت 1:3 جوانه­دار شدند. بعد از جوانه­زدن، گیاهچه­های 10 روزه یک­دست به گلدان­های پلاستیکی حاوی ماسه (یک گیاهچه در  هر گلدان) منتقل شدند. گلدان­ها در گلخانه مرکز تحقیقات گیاهان دارویی دانشگاه شاهد با شرایط دمای روز / شب 25/18 درجه سانتیگراد، مدت روشنایی 14 ساعت با شدت نور 400 وات بر متر مربع و رطوبت نسبی 5 ± 65 درصد نگهداری شدند. برای اعمال تیمارها، آزمایشی به صورت طرح کاملا تصادفی با هفت غلظت مختلف نانوذره نقره (0، 5/2، 5، 10، 20، 40 و 80 میلی­گرم بر لیتر) و پنج تکرار انجام شد و سپس گیاهچه­های 15 روزه با غلظت­های مختلف نانوذره نقره به مدت 4 هفته تیمار شدند. گلدان­ها هر روز با غلظت­های مختلف نانوذره نقره و هفته­ای یک بار با محلول 2/1 هوگلند آبیاری شدند. بعد از 4 هفته، نمونه­برداری انجام شد و نمونه­ها در فریزر 80- برای انجام اندازه­گیری­های بیوشیمیایی نگهداری شدند. وزن خشک نمونه­ها به ترتیب بعد از خشک شدن در دمای 75 درجه سانتیگراد به مدت 48 ساعت ثبت شدند.

رنگیزه­های فتوسنتزی و آنتوسیانین: برای اندازه­گیری رنگیزه­های فتوسنتزی، مقدار 3/0 گرم برگ تازه توزین و در هاون با سه میلی لیتر استون 80 درصد به خوبی ساییده و سپس در 10000 دور به مدت 10 دقیقه سانتریفیوژ شدند. جذب محلول رویی در طول موج­های 470، 537، 645، 647 و 663 نانومتر اندازه­گیری شد و محتوای رنگیزه­های فتوسنتزی و آنتوسیانین بترتیب مطابق روش لیچتنتالر (1987) و سیمز و گامون (2002) براساس فرمول­های زیر محاسبه گردید (30 و 45).

Chl a (mg/g FW) = 12.25 A663 – 2.79 A645 ×

Chl b (mg/g FW) = 21.5 A645 – 5.1 A663 ×

Chl a+b (mg/g FW) = 7.15 A663 – 18.71 A645 ×

 

C x + c (mg/g FW) = (1000 A470 – 1.82 Chl a – 85.02 Chl b)/198 ×

Antho = 0.08173 A537 – 0.0069 A647 – 0.002228 A663 ×

 

در این معادلات، A میزان جذب در طول موج­های موردنظر، v حجم نهایی عصاره در استون 80 درصد، w وزن تر بافت برای عصاره­گیری بر حسب گرم می­باشد.

پرولین، فلاونوئید و فنل کل: برای اندازه­گیری پرولین آزاد از عصاره الکی برگ استفاده شد. پرولین با قرائت جذب واکنش نین­هیدرین در طول موج  520 نانومتر طبق روش بیتس و همکاران (1973) محاسبه شد (2).

از روش پکال و پیرزینسکا (2014) برای اندازه­گیری فلاونوئید استفاده شد (40). در این روش با آلومینیوم کلرید و روش رنگ سنجی میزان فلاونوئید اندازه­گیری شد. برای این منظور، 1/0 گرم برگ با پنج میلی­لیتر متانول 80 درصد هموژن شد و سپس بعد از سانتریفیوژ در 8000 دور بر دقیقه به میزان 20 دقیقه یک میلی­لیتر از محلول رویی با 4/4 میلی­لیتر آب مقطر رقیق شد. در مرحله بعد، 300 میکرولیتر سدیم نیتریت 10 درصد، 300 میکرولیتر آلومینیوم کلرید 5 درصد و 4 میلی­لیتر هیدروکسید 1 نرمال به محلول اضافه و شدت جذب در طول موج 210 نانومتر خوانده شد. از کوئرستین برای رسم نمودار استاندارد استفاده شد.

سنجش فنل کل با معرف فولین-سیوکالتو و روش سینگ لتون و همکاران (1999) انجام شد (46). 1/0 گرم از بافت برگ در دو میلی­لیتر متانول 80 درصد یکنواخت شد و در بن ماری در دمای 70 درجه سانتیگراد به مدت 15 دقیقه قرار گرفت. بعد از سانتریفیوژ به مدت 15 دقیقه با 5000 دور در دقیقه، به یک میلی­لیتر محلول متانولی رویی، 8/1 میلی­لیتر آب مقطر و 2/0 میلی­لیتر معرف فولین اضافه و محلول به مدت 5 دقیقه در دمای 25 درجه سانتیگراد نگهداری شد. سپس یک میلی­لیتر سدیم بی­کربنات 12 درصد به محلول اضافه و پس از 2 ساعت قرار گرفتن در دمای اتاق، جذب محلول در طول موج 765 نانومتر اندازه­گیری شد. از گالیک اسید برای رسم نمودار استاندارد استفاده شد.

تبادل گازی و راندمان مصرف آب: صفت­های نسبت فتوسنتز خالص (Pn)، هدایت روزنه­ای (gs)، غلظت دی اکسید کربن زیر روزنه (Ci) و نسبت تعرق (E) با دستگاه قابل حمل سنجش فلورسانس و تبادل گازی GFS-3000-FL (WALZ, Germany) اندازه­گیری شد. راندمان مصرف آب طبق فرمول زیر محاسبه شد:

راندمان مصرف آب (WUE) = Pn/E

فلورسانس کلروفیل: پارامترهای فلورسانس کلروفیل از آخرین برگ توسعه یافته با استفاده از فلوریمتر (PAM 2500-Walz Germany) صورت گرفت. بدین منظور، برگ­ها با استفاده از گیره­های مخصوص برگ (2030-B, Walz) به مدت 30 دقیقه در تاریکی قرار گرفتند. فلورسانس حداقل (Fo) با همه مراکز واکنشی باز فتوسیستم II، توسط نور مدوله شده­ای با شدت پایین (0.1 µmol m-2 s-1) و فلورسانس حداکثر (Fm) با تابش پالس اشباع نوری (8000 µmol m-2 s-1) به مدت یک ثانیه در برگ­های سازگار به تاریکی تعیین شد. در مرحله بعد، نور مرئی سفید رنگ (685 µmol m-2 s-1) به صورت متوالی تابیده شد و بعد از آن میزان فلورسانس پایدار (Fs) ثبت و دوباره پالس اشباع نوری اعمال و میزان فلورسانس حداکثر (Fm´) در برگ­های سازگار به روشنایی تعیین شد. سپس پرتو نوری مرئی قطع و با تابش نور قرمز دور، فلورسانس حداقل در مرحله روشنایی (Fo´) ثبت گردید. فرکانس نوری برای اندازه­گیری Fo و F´o 600 هرتز و برای Fm و F´m 20 کیلوهرتز بود. با استفاده از پارامترهای تعیین شده در برگ­های سازگار به تاریکی و روشنایی، پارامترهای دیگر فلورسانس با استفاده از معادلات زیر محاسبه شدند:

NPQ = (Fm-F´m)/F´

qp = (F´m-Fs)/(F´m-F´o)

ФPSII = ∆F´/F´m = (F´m-Fs)/ F´m

تجزیه آماری: این آزمایش به صورت طرح کاملا تصادفی با  پنج تکرار انجام شد. تجزیه واریانس داده­ها با استفاده از نرم افزار SAS و مقایسه میانگین صفات توسط آزمون حداقل تفاوت معنی­دار (LSD) در سطح پنج درصد انجام شد و رسم نمودارها با Excel صورت گرفت.

نتایج

صفات مورفولوژی و رنگیزه­های فتوسنتزی: نتایج  تجزیه

واریانس نشان داد که تیمار غلظت­های مختلف نانوذره نقره اثر معنی­داری در سطح یک درصد بر صفات طول ریشه، ارتفاع گیاه و وزن خشک کل گیاه خرفه داشت (جدول 2). نتایج مقایسه میانگین نشان داد که افزایش غلظت نانوذره نقره (10 میلی­گرم بر لیتر) باعث افزایش معنی­دار طول ریشه نسبت به گیاه شاهد به میزان 9 درصد شد، در حالیکه افزایش بیشتر غلظت نانوذره نقره باعث کاهش طول ریشه شد، بطوریکه بیشترین کاهش در غلظت 80 میلی­گرم بر لیتر مشاهده شد (جدول 3). افزایش غلظت نانوذره نقره تا غلظت 10 میلی­گرم بر لیتر همچنین باعث افزایش معنی­دار ارتفاع و وزن خشک کل گیاه نسبت به شاهد شد، اما افزایش بیشتر نانوذره باعث کاهش این دو صفت نسبت به گیاهان شاهد شد و کمترین میزان ارتفاع و وزن خشک کل در غلظت 80 میلی­گرم بر لیتر به ترتیب به میزان 40 و 7/33 درصد نسبت به گیاه شاهد مشاهده شد (جدول 3).

نتایج تجزیه واریانس نشان داد که  غلظت­های مختلف نانوذره نقره بر رنگیزه­های فتوسنتزی در سطح یک درصد معنی­دار بود (جدول 2). نتایج مقایسه میانگین نشان داد که تیمار غلظت­های مختلف نانوذره نقره (به جز غلظت 5 میلی­گرم بر لیتر) باعث کاهش محتوای کلروفیل a برگ نسبت به تیمار شاهد شد و کمترین محتوای کلروفیل a تحت غلظت 80 میلی­گرم بر لیتر نانوذره نقره ثبت گردید (جدول 3). روند کاهشی در محتوای کلروفیل b و کلروفیل کل با افزایش غلظت نانوذره نقره مشاهده شد و بیشترین کاهش تحت غلظت 80 میلی­گرم بر لیتر در کلروفیل b و کلروفیل کل بترتیب به مقدار 5/61 و 51 درصد نسبت به تیمار شاهد مشاهده شد (جدول 3).

 

جدول 2- آنالیز واریانس تاثیر نانوذره نقره بر صفات مورفولوژی، رنگیزه­های فتوسنتزی، آنتوسیانین، پرولین و ترکیبات فنلی گیاه خرفه

** معنی­داری در سطح یک درصد

 

جدول 3- تاثیر غلظت­های مختلف نانوذره نقره بر صفات مورفولوژی، رنگیزه­های فتوسنتزی و آنتوسیانین گیاه خرفه

 

برای هر صفت در هر ستون، میانگین­های دارای حروف مشترک براساس آزمون LSD در سطح 5 درصد تفاوت معنی­داری با یکدیگر ندارند. اعداد داخل پرانتز بیانگر درصد افزایش (+) و کاهش (-) نسبت به شاهد است.

 

برخلاف رنگیزه­های کلروفیلی، محتوای کاروتنوئید برگ با افزایش غلظت نانوذره نقره افزایش معنی­داری نسبت به تیمار شاهد داشت و کمترین و بیشترین محتوای کاروتنوئید بترتیب در تیمار شاهد و غلظت 80 میلی­گرم بر لیتر نانوذره نقره مشاهده شد (جدول 3).

آنتوسیانین و پرولین: نتایج تجزیه واریانس نشان داد که غلظت­های مختلف نانوذره نقره تاثیر معنی­داری در سطح یک درصد بر محتوای آنتوسیانین و پرولین داشت (جدول 2). نتایج مقایسه میانگین نشان داد که افزایش غلظت نانوذره نقره تا غلظت 40 میلی­گرم بر لیتر باعث افزایش آنتوسیانین نسبت به تیمار شاهد شد و بیشترین افزایش تحت غلظت 10 میلی­گرم بر لیتر به میزان 4/36 درصد نسبت به تیمار شاهد ثبت گردید اما افزایش بیشتر نانوذره به غلظت 80 میلی­گرم بر لیتر باعث کاهش آنتوسیانین نسبت به تیمار شاهد شد (جدول 3). افزایش غلظت نانوذره نقره همچنین باعث روند افزایش در محتوای پرولین برگ گیاه خرفه شد بطوریکه بیشترین محتوای پرولین تحت غلظت 80 میلی­گرم بر لیتر نانوذره نقره اندازه­گیری شد (شکل 2).

محتوای فلاونوئید و فنل کل: تجزیه واریانس نشان داد که تیمار نانوذره نقره بر محتوای فلاونوئید و فنل کل در سطح یک درصد معنی­دار بود (جدول 2). مقایسه میانگین محتوای فلاونوئید نشان داد که با افزایش غلظت نانوذره نقره تا غلظت 40 میلی­گرم بر لیتر روند افزایش در محتوای فلاونوئید مشاهده شد و افزایش بیشتر نانوذره نقره به 80 میلی­گرم در لیتر با کمی کاهش نسبت به 40 میلی­گرم بر لیتر همراه بود (شکل 3). محتوای فنل کل نیز روند افزایشی با افزایش غلظت نانوذره نقره نشان داد بطوریکه بیشترین مقدار فنل کل تحت غلظت 80 میلی­گرم بر لیتر نانوذره نقره به میزان 106 درصد نسبت به تیمار شاهد مشاهده شد (شکل 4).

راندمان مصرف آب و تبادل گازی: نتایج تجزیه نشان داد که تیمار نانوذره نقره بر راندمان مصرف آب و صفات تبادل گازی برگ گیاه خرفه تاثیر معنی­داری در سطح یک

درصد داشته است (جدول 4).

 

 

شکل 2- تاثیر غلظت­های مختلف نانوذره نقره بر محتوای پرولین برگ گیاه خرفه. میانگین­های دارای حروف غیر یکسان بر اساس آزمون LSD نشان دهنده وجود اختلاف معنی دار در سطح 5 درصد می باشد.

 

A

B

 

شکل 3- تاثیر غلظت­های مختلف نانوذره نقره بر محتوای فلاونوئید (A) و فنل کل (B) برگ گیاه خرفه. میانگین­های دارای حروف غیر یکسان بر اساس آزمون LSD نشان دهنده وجود اختلاف معنی دار در سطح 5 درصد می باشد.

 

شکل 4- تاثیر غلظت­های مختلف نانوذره نقره بر راندمان مصرف آب گیاه خرفه. میانگین­های دارای حروف غیر یکسان بر اساس آزمون LSD نشان دهنده وجود اختلاف معنی دار در سطح 5 درصد می باشد.

 

مقایسه میانگین راندمان مصرف آب نشان داد که با افزایش غلظت نانوذره نقره تا غلظت 10 میلی­گرم بر لیتر تغییر معنی­داری در راندمان مصرف آب ایجاد نشد اما تحت غلظت 20 میلی­گرم بر لیتر افزایش معنی­داری در راندمان مصرف آب مشاهده شد که افزایش بیشتر غلظت نانوذره باعث کاهش راندمان مصرف آب نسبت به غلظت 20 میلی­گرم بر لیتر شد (شکل 5). نسبت تبادلات گازی فاکتور مهمی است که بر رشد گیاه تحت شرایط مختلف محیطی تاثیر می­گذارد. مقایسه میانگین صفات تبادلات گازی هم نشان داد که تیمار نانوذره نقره تا غلظت 5 میلی­گرم بر لیتر تاثیر معنی­داری بر هدایت روزنه­ای، نسبت تعرق و نسبت فتوسنتز خالص نداشت اما افزایش بیشتر غلظت نانوذره نقره باعث کاهش معنی­داری در هر سه صفت نسبت به تیمار شاهد شد بطوریکه کمترین میزان هدایت روزنه­ای، نسبت تعرق و نسبت فتوسنتز خالص در غلظت 80 میلی­گرم بر لیتر نانوذره مشاهده شد (شکل 5). نتایج مربوط به غلظت دی­اکسید کربن زیر روزنه­ای نیز نشان داد که تا غلظت 10 میلی­گرم بر لیتر نانوذره نقره، تفاوت معنی­داری در غلظت دی­اکسید کربن زیر روزنه­ای مشاهده نشد اما افزایش بیشتر نانوذره نقره باعث افزایش معنی­دار آن شد، بطوریکه بیشترین غلظت دی­اکسید کربن زیر روزنه­ای تحت غلظت 80 میلی­گرم بر لیتر نانوذره مشاهده شد (شکل 5).

 

 

 

شکل 5- تاثیر غلظت­های مختلف نانوذره نقره بر پارامترهای تبادلات گازی برگ گیاه خرفه. میانگین­های دارای حروف غیر یکسان بر اساس آزمون LSD نشان دهنده وجود اختلاف معنی دار در سطح 5 درصد می باشد.

 

فلورسنس کلروفیل: فلورسنس کلروفیل یک ابزار مفید برای ارزیابی تاثیر استرس­های محیطی بر دستگاه فتوسنتزی بدون تخریب بافت گیاهی می­باشد. نتایج تجزیه واریانس نشان داد که غلظت­های مختلف نانوذره نقره بر روی صفات فلورسنس کلروفیل شامل حداکثر کارایی کوانتومی فتوسیستم II، خاموشی غیرفتوشیمیایی، ضریب خاموشی فتوشیمیایی و عملکرد کوانتومی موثر تبدیل انرژی فتوشیمیایی فتوسیستم II در سطح یک درصد معنی­دار بوده است (جدول 4).

 

جدول 4- آنالیز واریانس تاثیر نانوذره نقره بر صفات تبادلات گازی و فلورسانس کلروفیل گیاه خرفه

منابع تغییر

df

هدایت روزنه­ای

نسبت فتوسنتز خالص

نسبت تعرق

غلظت CO2 زیر روزنه­ای

راندمان مصرف آب

Fv/Fm

Qp

NPQ

ФPSII

نانوذره نقره

6

**2122

**17

**8/2

**4578

ns18/0

**01/0

**03/0

**15/0

**77/0

خطا

14

2/2

06/0

03/0

4

09/0

0004/0

0003/0

0006/0

02/0

ضریب تغییرات

 

1/2

4/3

9/6

9/1

9

3

7/2

9/2

3/2

** و ns به ترتیب معنی­داری در سطح یک درصد و بدون تاثیر معنی­دار

 

نتایج مقایسه میانگین نشان داد که افزایش غلظت نانوذره نقره باعث روند افزایش در پارامترهای حداکثر کارایی کوانتومی فتوسیستم II، ضریب خاموشی فتوشیمیایی و عملکرد کوانتومی موثر تبدیل انرژی فتوشیمیایی فتوسیستم II نسبت به تیمار شاهد شد که بیشترین میزان این صفات تحت غلظت 80 میی­گرم بر لیتر نانوذره نقره مشاهده شد (شکل 6). مقایسه میانگین خاموشی غیرفتوشیمیایی نشان داد که افزایش غلظت نانوذره نقره باعث روند افزایشی نسبت به تیمار شاهد گردید بطوریکه بیشترین میزان خاموشی غیرفتوشیمیایی تحت غلظت 80 میلی­گرم بر لیتر نانوذره نقره مشاهده شد (شکل 6).

 

 

شکل 6- تاثیر غلظت­های مختلف نانوذره نقره بر پارامترهای فلورسنس کلروفیل برگ گیاه خرفه. میانگین­های دارای حروف غیر یکسان بر اساس آزمون LSD نشان دهنده وجود اختلاف معنی دار در سطح 5 درصد می باشد.

 

بحث

نانوذرات مانند نانوذره نقره به خاطر ویژگی­های فیزیکی و شیمیایی آنها از جمله، توانایی­های کاتالیزوری بالا، نسبت سطح به حجم بالا و همچنین توانایی تبادل الکترون، به طور گسترده در سیستم­های کشاورزی مورد استفاده قرار می­گیرند. نتایج این تحقیق نشان داد که کاربرد نانوذره نقره در غلظت­های بالا (20، 40 و 80 میلی­گرم بر لیتر) اثر بازدارنده بر رشد و محتوای زیتوده گیاه خرفه داشته است که مطابق نتایج بدست آمده بر روی گیاه برنج (51) و آرابیدوپسیس (9) می­باشد. نشان داده شد که نانوذره نقره باعث رهاسازی یون نقره در داخل سلول می­شود. از آنجا که نقره اثر مهاری بر دریافت اتیلن دارد، می­توان پیشنهاد کرد که اثرات منفی نانوذره نقره بر رشد گیاه خرفه می­تواند به خاطر تاثیر منفی یون نقره بر دریافت و مسیر سیگنالینگ هورمون اتیلن باشد.

محتوای رنگیزه­های فتوسنتزی یکی از پارامترهای مهمی است که می­تواند نشان دهنده میزان فتوسنتز و شرایط رشدی گیاه باشد (18). نتایج  این تحقیق نشان داد که تیمار نانوذره نقره باعث کاهش محتوای کلروفیل در گیاه خرفه شد که غلظت­های بالا باعث کاهش بیشتر رنگیزه­های کلروفیلی شد که مطابق نتایج بدست آمده بر روی Spirodela polyrhiza (25)، A. thaliana (34) و جلبک سبز (38) می­باشد. ما و همکاران (2013) نشان دادند که کاهش محتوای کلروفیل می­تواند حاصل از پراکسیداسیون لیپید غشاهای کلروپلاست ناشی از تنش اکسیداتیو تحت غلظت­های بالای نانوذره نقره باشد (34). بنابراین، کاهش رنگیزه­های کلروفیلی تحت تیمار نانوذره نقره می­تواند نشان دهنده اثر سمیت نانوذره نقره بر گیاه خرفه باشد. نتایج همچنین نشان داد که محتوای کاروتنوئید با افزایش غلظت نانوذره نقره افزایش معنی­داری یافت که مطابق نتایج بدست آمده بر روی گیاه لوبیا و ذرت می­باشد (23). لیم و همکاران (2012) در گزارشی بیان داشتند که تحت شرایط تنش­زا، بیوسنتز آبسزیک اسید از کاروتنوئیدها از طریق مسیر موالونیک اسید افزایش می­یابد که می­تواند باعث افزایش تحمل گیاه به شرایط تنش­زا شود (31). بنابراین، تجمع کاروتنوئیدها در گیاه خرفه تحت سمیت نانوذره نقره می­تواند ناشی از القای مسیر موالونیک اسید برای سنتز آبسیزیک اسید باشد.

تجمع ترکیبات اسمولیت مانند پرولین یکی از استراتژی­های مهم گیاهان برای سازگاری با شرایط استرس­زا می­باشد (12، 16 و 17). نتایج این تحقیق نشان داد که محتوای آنتوسیانین و پرولین گیاه خرفه تحت تیمار نانوذره نقره افزایش قابل توجه­ای نسبت به تیمار شاهد داشتند که نشان دهنده اثر سمیت و القای شرایط تنش­زا توسط نانوذره نقره می­باشد. آنتوسیانین­ها مولکول­های آنتی اکسیدان هستند که از گیاه در مقابل آسیب­های القا شده توسط تنش اکسیداتیو و رادیکال­های آزاد محافظت می­کنند (49). افزایش آنتوسیانین تحت تیمار نانوذره نقره مشابه نتایج بدست آمده از تاثیر نانوذره بر گیاه آرابیدوپسیس می­باشد (42). آنتوسیانین­ها فلاونوئیدهایی هستند که در واکوئل قرار داشته و در پاسخ گیاهان به تنش­های مختلف نقش دارند (20). آنتوسیانین­ها می­توانند به عنوان آنتی­اکسیدان­های غیرآنزیمی از سلول­ها در مقابل تنش­ اکسیداتیو با خنثی­سازی انواع اکسیژن فعال محافظت کنند. آنتوسیانین­ها همچنین به عنوان کلات­کننده فلزات سنگین نیز عمل می­کنند (5). تجمع پرولین آزاد در گیاهان مختلف در پاسخ به تنش­های محیطی مانند فلزات سنگین و تنش­های اکسیداتیو گزارش شده است (54). از آنجا که پرولین می­تواند به عنوان یک اسمولیت سازگار، خنثی­کننده رادیکال­های آزاد، کلات­کننده فلزات، ثبات ماکرو­مولکول­ها و منبعی از نیتروژن و کربن احیا شده در گیاه عمل کند (3 و 48). بنابراین، افزایش تجمع پرولین و آنتوسیانین تحت تیمار نانوذره نقره ممکن است ناشی از تنش اکسیداتیو القا شده توسط نانوذره نقره باشد.

تجمع ترکیبات فنلی مکانیسم دیگر برای اجتناب از تغییرات القا شده توسط تنش­های محیطی است (11 و 14). نتایج این تحقیق نشان داد که افزایش غلظت نانوذره نقره باعث افزایش معنی­دار ترکیبات فلاونوئید و فنل کل گیاه نسبت به تیمار شاهد شد که مطابق نتایج بدست آمده توسط Bagherzadeh Homaee و Ehsanpour (2015) می­باشد (1). ترکیبات فنلی گروه بزرگی از متابولیت­های ثانویه هستند که شامل اسیدهای فنل، فلاونوئیدها، آنتوسیانین، تانن و مشتقات آنها می­باشند. ترکیبات فنلی به خاطر گروه هیدروکسیل آزاد در ساختارشان به عنوان ترکیبات آنتی اکسیدان شناخته می­شوند که فعالیت خنثی­سازی رادیکال­های آزاد از خود نشان می­دهند. بنابراین، افزایش تجمع فلاونویئد و فنل کل تحت تیمار نانوذره نقره نشان دهنده تاثیر مثبت این نانوذره بر ظرفیت آنتی اکسیدانی گیاه خرفه می­باشد.

فلورسنس کلروفیل اطلاعات مفیدی در مورد مکانیسم­های فتوسنتز گیاه تحت شرایط محیطی مختلف ایجاد می­کند (21 و 23). در این مطالعه، پارامترهای حداکثر کارایی کوانتومی فتوسیستم II، ضریب خاموشی فتوشیمیایی و عملکرد کوانتومی موثر فتوشیمیایی فتوسیستم II کاهش و خاموشی غیرفتوشیمیایی تحت تیمار نانوذره نقره افزایش یافتند، که نشان دهنده آسیب به سیستم فتوشیمیایی می­باشد. کاهش در حداکثر کارایی کوانتومی فتوسیستم II و  ضریب خاموشی فتوشیمیایی نشان دهنده تغییرات ایجاد شده در ساختمان و عملکرد فرآیند فتوسنتزی می­باشد (53)، که می تواند باعث کاهش زیتوده در گیاه خرفه تحت سمیت نانوذره نقره شود. همراه با کاهش در محتوای کلروفیل و پارامترهای فلورسنس در گیاه خرفه تحت تیمار نانوذره نقره، پارامترهای نسبت فتوسنتز خالص، نسبت تعرق و هدایت روزنه­ای کاهش یافتند که پیشنهاد می­کند کاهش در فتوسنتز به خاطر کاهش محتوای کلروفیل و آسیب به سیستم فتوشیمیایی می­باشد. غلظت دی اکسید کربن زیر روزنه در تیمار نانوذره نقره افزایش یافت، اگرچه غلظت بالای دی اکسید کربن زیر روزنه می­تواند برای فتوسنتز مفید باشد، اما افزایش تحت شرایط تنش­زا مانند غلظت بالای نانوذره نقره می­تواند باعث آسیب به دستگاه فتوسنتزی شود. نتایج بدست آمده از تاثیر تیمار نانوذره بر پارامترهای فلورسنس و تبادلات گازی مطابق نتایج بدست آمده توسط ویشواکارما و همکاران (2017)، دوز و همکاران (2018)، راستوگی و همکاران (2019) می­باشد (8، 43 و 53).

نتایج کلی بدست آمده نشان داد که نانوذره نقره در غلظت­های بالا (10، 20، 40 و 80 میلی­گرم بر لیتر) اثرات سمی و تنش­زا برای گیاه خرفه داشت. افزایش غلظت نانوذره نقره باعث کاهش رشد و زیتوده گیاه خرفه از طریق کاهش محتوای کلروفیل، آسیب به دستگاه فتوسنتزی و همچنین کاهش تبادلات گازی شد. افزایش تجمع ترکیباتی مانند پرولین و ترکیبات فنلی در گیاه خرفه تحت غلظت­های بالای نانوذره نقره نشان دهنده القای تنش توسط نانوذره می­باشد که در سازگاری گیاه با شرایط تنشی نقش مفیدی دارند.

تقدیر و تشکر

هزینه­های مربوط به اجرای این تحقیق از محل اعتبارات پژوهشی دانشگاه آزاد اسلامی واحد اسلامشهر تأمین شده است که بدینوسیله تشکر می­گردد.

  • Bagherzadeh Homaee, M., and Ehsanpour, A.A., 2015. Physiological and biochemical responses of potato (Solanum tuberosum) to silver nanoparticles and silver nitrate treatments under in vitro conditions. Indian J. Plant Physiol., 20(4), PP: 353-359.
  • Bates, L. S., Waldren, R. P., and Teare, I. D., 1973. Rapid determination of free proline for water stress studies. Plant Soil, 39, PP: 205–207.
  • Ben Rejeb, K., Abdelly, C., and Savoure´, A., 2014. How reactive oxygen species and proline face stress together. Plant Physiol. Biochem., 80, PP: 278–284.
  • Boxall, A., Chaudhry, Q., Sinclair, C., Jones, A., Jefferson, B., and Watts, C., 2007. Current and future predicted environmental exposure to engineered nanoparticles, CSL, York, UK.
  • Carocho, M., and Ferreira, I. C., 2013. A review on antioxidants, pro-oxidants and related controversy: Natural and synthetic compounds, screening and analysis methodologies and future perspectives. Food Chem. Toxicol., 51, PP: 15–25.
  • Choi, O., Deng, K. K., Kim, N. J., Jr L. R., Surampalli, R. Y., and Hu, Z., 2008. The inhibitory effects of silver nano particles, silver ions, and silver chloride colloids on microbial growth. Water Res., 42, PP: 3066–3074.
  • Dewez, D., Dautremepuits, C., Jeandet, P., Vernet, G., and Popovic, R., 2003. Effects of methanol on photosynthetic processes and growth of Lemna gibba. Photochem. Photobiol. 78, PP: 420–424.
  • Dewez, D., Goltsev, V., Kalaji, H. M., and Oukarroum, A., 2018. Inhibitory effects of silver nanoparticles on photosystem II performance in Lemna gibba probed by chlorophyll fluorescence. Curr. Plant Biol., 16, PP: 15–21.
  • Geisler-Lee, J., Wang, Q., Yao, Y., Zhang, W., Geisler, M., Li., K., Huang, Y., Chen, Y., Kolmakov, A. and Ma., X., 2013. Phytotoxicity, accumulation and transport of silver nanoparticles by Arabidopsis thaliana. Nanotoxicology, 7, PP: 323–337.
  • Gerst, U., Schönknecht, G., and Heber, U., 1994. ATP and NADPH as the driving force of carbon reduction in leaves in relation to thylakoid energization by light. Planta, 193, PP: 421–429.
  • Ghasemi-Omran, V. O., Ghorbani, A., and Sajjadi-Otaghsara, S. A., 2021. Melatonin alleviates NaCl-induced damage by regulating ionic homeostasis, antioxidant system, redox homeostasis, and expression of steviol glycosides-related biosynthetic genes in in vitro cultured Stevia rebaudiana In Vitro Cell. Dev. Biol.- Plant, 57, PP: 319–331.
  • Ghorbani, A., Ghasemi Omran, V. O., Razavi, S. M., Pirdashti, H., and Ranjbar, M., 2019. Piriformospora indica confers salinity tolerance on tomato (Lycopersicon esculentum) through amelioration of nutrient accumulation, K+/Na+ homeostasis and water status. Plant Cell Rep., 38, PP: 1151–1163.
  • Ghorbani, A., Razavi, S. M., Ghasemi Omran, V. O., and Pirdashti, H., 2018. Piriformospora indica alleviates salinity by boosting redox poise and antioxidative potential of tomato. Russ. J. Plant Physiol., 65, PP: 898–907.
  • Ghorbani, A., Razavi, S. M., Ghasemi Omran, V. O., and Pirdashti, H., 2018. Piriformospora indica inoculation alleviates the adverse effect of NaCl stress on growth, gas exchange and chlorophyll fluorescence in tomato (Solanum lycopersicum). Plant Biol., 20, PP: 729–736.
  • Ghorbani, A., Razavi, S. M., Ghasemi Omran, V., and Pirdeshti, H., 2019. Effects of endophyte fungi symbiosis on some physiological parameters of tomato plants under 10 day long salinity stress. J. Plant Proc. Func., 7(27), PP: 193–208
  • Ghorbani, A., Tafteh, M., Roudbari, N., Pishkar, L., Zhang, W., and Wu, C., 2020. Piriformospora indica augments arsenic tolerance in rice (Oryza sativa) by immobilizing arsenic in roots and improving iron translocation to shoots. Ecotoxicol. Environ. Saf., 209, 111793.
  • Ghorbani, A., Zarinkamar, F., and Fallah, A., 2009. The effect of cold stress on the morphologic and physiologic characters of tow rice varieties in seedling stage. J. Crop Breed., 1, PP: 50–66.
  • Ghorbani, A., Zarinkamar, F., and Fallah, A., 2011. Effect of cold stress on the anatomy and morphology of the tolerant and sensitive cultivars of rice during germination. J. Cell Tissue, 2(3), PP: 235–244.
  • Gubbins, E. J., Batty, L. C., and Jamie, R., 2011. Phytotoxicity of silver nanoparticles to Lemna minor Environ. Pollut., 159, PP: 1551–1559.
  • Guo, N., Cheng, F., Wu, J., Liu, B., Zheng, S., Liang, J., and Wang, X., 2014. Anthocyanin biosynthetic genes in Brassica rapa. BMC Genomics 15, PP: 426
  • Hatami, M., Kariman, K., and Ghorbanpour, M., 2016. Engineered nanomaterial-mediated changes in the metabolism of terrestrial plants. Sci. Total Environ., 571, PP: 275–291.
  • Hatier, J.-H. B., and Gould, K. S., 2008. Foliar anthocyanins as modulators of stress signals. J. Theor. Biol., 253(3), PP: 625–627.
  • Hediat, M., and Salama, H., 2012. Effects of silver nanoparticles in some crop plants, Common bean (Phaseolus vulgaris ) and corn (Zea mays L.). Int. Res. J. Biotech., 3(10), PP: 190-197.
  • Holm, L.G., Plunkett, D. L., Pancho, J. V., and Herberger, J. P., 1977. The world's worst weeds - distribution and biology. University Press of Hawaii, Honolulu. 609.
  • Jiang, H. S., Li, M., Chang, F. Y., Li, W., and Yin, L. Y., 2012. Physiological analysis of silver nanoparticles and AgNO3 toxicity to Spirodela polyrhiza. Environ. Sci. Technol., 31, PP: 1880–1886.
  • Ke, M., Qu, Q., Peijnenburg, W. J. G. M., Li, X., Zhang, M., Zhang, Z., Lu, T., Pan, X., and Qian, H., 2019. Phytotoxic effects of silver nanoparticles and silver ions to Arabidopsis thaliana as revealed by analysis of molecular responses and of metabolic pathways. Sci. Total Environ., 644, PP: 1070–1079.
  • Kelij, S., and Kazemian Ruhi, M., 2018. Sesame seed germination and anatomical changes influenced to silver nanoparticles. Journal of Plant Research (Iranian Journal of Biology), 30(4), PP: 899-909.
  • Kumari, M., Mukherjee, A., and Chandrasekaran, N., 2009. Genotoxicity of silver nanoparticles in Allium cepa. Sci. Total Environ., 407, PP: 5243–5246.
  • Lajayera, B. A., Ghorbanpour, M., and Nikabadi, S. 2017. Heavy metals in contaminated environment: destiny of secondary metabolite biosynthesis, oxidative status and phytoextraction in medicinal plants. Ecotoxicol. Environ. Safety, 145, PP: 377–390.
  • Lichtenthaler, H. K., 1987. Chlorophyll and carotenoids: Pigments of photosynthetic biomembrane. Meth. Enzymol., 148, PP: 350-381.
  • Lim, J. H., Park, K. J., Kim, B. K., Jeong, J. W., and Kim, H. J., 2012. Effect of salinity stress on phenolic compounds and carotenoids in buckwheat (Fagopyrum esculentum) sprout. Food Chem., 135, PP: 1065-1070.
  • Lin, D., and Xing, B., 2007. Phytotoxicity of nanoparticles: inhibition of seed germination and root growth. Environ. Pollut., 150, PP: 243–250.
  • Lubick, N., 2008. Nanosilver toxicity: ions, nanoparticles – or both? Environ. Sci. Technol., 42, PP: 8617.
  • Ma, C., Chhikara, S., Xing, B., Musante, C., White, J. C., and Dhankher, O. P., 2013. Physiological and molecular response of Arabidopsis thaliana (L.) to nanoparticle cerium and indium oxide exposure. ACS Sustain. Chem. Eng., 1, PP: 768–778.
  • Ma, X., Geiser-Lee, J., Deng, Y., and Kolmakov, A., 2010. Interactions between engineered nanoparticles (ENPs) and plants: phytotoxicity, uptake and accumulation. Sci. Total Environ., 408, PP: 3053–3061.
  • Masoodi, M. H., Ahmad, B., Mir, S. R., Zargar, B. A., and Tabasum, N., 2011. Portulaca oleracea A review. J. Pharm. Res., 4(9), PP: 3044-8.
  • Navarro, E., Piccapietra, F., Wagner, B., Marconi, F., Kaegi, R., Odzak, N., Sigg, L., and Behra, R., 2008. Toxicity of silver nanoparticles to Chlamydomonas reinhardtii, Environ. Sci. Technol., 42, PP: 8959–8964.
  • Oukarroum, A., Barhoumi, L., Pirastru, L., and Dewez, D., 2013. Silver nanoparticles toxicity effect on growth and cellular viability of the aquatic plant Lemma gibba. Environ. Toxicol. Chem., 32, PP: 902–907.
  • Oukarroum, A., Bras, S., Perreault, F., and Popovic, R., 2012. Inhibitory effects of silver nano-particles in two green algae, Chlorella vulgaris and Dunaliella tertiolecta, Ecotoxicol. Environ. Safety, 78, PP: 80–85.
  • Pal, S., Tak, Y. K., and Song, J. M., 2007. Does the antibacterial activity of silver nanoparticles depend on the shape of the nanoparticle? A study of the gram-negative bacterium Escherichia coli. Appl. Environ. Microbiol., 73, PP: 1712–1720.
  • Pękal, A., and Pyrzynska, K., 2014. Evaluation of aluminium complexation reaction for flavonoid content assay. Food Anal. Methods, 7, PP: 1776-1782.
  • Qian, H., Peng, X., Han, X., Ren, J., Sun, L., and Fu, Z., 2013. Comparison of the toxicity of silver nanoparticles and silver ion on the growth of terrestrial plant model Arabidopsis thaliana. J. Environ. Sci. 25, PP: 1947–1955.
  • Rastogi, A., Zivcak, M., Tripathi, D. K., Yadav, S., Kalaji, H. M., 2019. Phytotoxic effect of silver nanoparticles in Triticum aestivum: Improper regulation of photosystem I activity as the reason for oxidative damage in the chloroplast. Photosynthetica, 57(1), PP: 209-216.
  • Salvatori, E., Fusaro, L., Gottardini, E., Pollastrini, M., Goltsev, V., Strasser, R. J., and Bussotti, F., 2014. Plant stress analysis: application of prompt, delayed chlorophyll fluorescence and 820 nm modulated reflectance. Insights from independent experiments. Plant Physiol. Biochem., 85, PP: 105–113.
  • Simpson, K., 2003. Using silver to fight microbial attack. Plast. Add. Comp., 5, PP: 32–35.
  • Sims, D. A., and Gamon, J. A. 2002. Relationships between leaf pigment content and spectral reflectance across a wide range of species, leaf structures and developmental stages. Remote Sens. Environ., 81, PP: 337-354.
  • Singleton, V. L., Orthofer, R., and Lamuela-Raventos, R. M., 1999. Analysis of total phenols and other oxidation substrates and antioxidants by means of folin-ciocalteu reagent. Method. Enzymol., 299, PP: 152-178.
  • Siripornadulsil, S., Traina, S., Verma, D. P. S., and Sayre, R. T., 2002. Molecular mechanisms of proline-mediated tolerance to toxic heavy metals in transgenic microalgae. Plant Cell, 14(11), PP; 2837–2847.
  • Solfanelli, C., Poggi, A., Loreti, E., Alpi, A., Perata, P., 2006. Sucrose-specific induction of the anthocyanin biosynthetic pathway in Arabidopsis. Plant Physiol., 140, PP: 637–646.
  • Tadayon, R., Rahimi, M., and Salari, H., 2016. Evaluation the silver nanoparticles on shelf life of Citrus Sinensis. Journal of Plant Research (Iranian Journal of Biology), 29(2), PP: 319-327.
  • Thuesombat, P., Hannongbua, S., Akasit, S. and Chadchawan, S., 2014. Effect of silver nanoparticles on rice (Oryza sativa cv. KDML 105) seed germination and seedling growth. Ecotoxicol. Environ. Saf., 104, PP: 302–309.
  • Tripathi, D. K., Singh, S., Singh, V. P., Prasad, S. M., Dubey, N. K., and Chauhan, D. K., 2017. Silicon nanoparticles more effectively alleviated UV-B stress than silicon in wheat (Triticum aestivum) seedlings. Plant Physiol. Biochem., 110, PP: 70–81.
  • Vishwakarma, K., Shweta, Upadhyay, N., Singh, J., Liu, S., Singh, V. P., Prasad, S. M., Chauhan, D. K., Tripathi, D. K., and Sharma, S., 2017. Differential phytotoxic impact of plant mediated silver nanoparticles (AgNPs) and silver nitrate (AgNO3) on Brassica Front. Plant Sci., 8, PP: 1501
  • Wang, F., Zeng, B., Sun, Z., and Zhu, C., 2009. Relationship between proline and Hg2+-induced oxidative stress in a tolerant rice mutant. Arch. Environ. Contam. Toxicol., 56(4), PP: 723–731.
  • Yang, Y., Xu, S., Xu, G., Liu, R., Xu, A., Chen, S., and Wu, L., 2019. Effects of ionic strength on physicochemical properties and toxicity of silver nanoparticles. Sci. Total Environ., 647, PP: 1088–1096.
  • Yin, L., Cheng, Y., Espinasse, B., Colman, B. P., Auffan, M., Wiesner, M., Rose, J., Liu, J., and Bernhardt, E. S., (2011). More than the ions: the effects of silver nanoparticles on Lolium multiflorum. Environ. Sci. Technol., 45, 2360–2367.
  • Zargari, A., 1997. Medicinal Plants. University Press of Tehran, Tehran. 1010 pp
  • Zhang, W., Li, Y., Niu, J., and Chen, Y., 2013. Photogeneration of reactive oxygen species on uncoated silver, gold, nickel, and silicon nanoparticles and their antibacterial effects. Langmuir, 29, PP: 4647–4651.
دوره 35، شماره 4
آبان 1401
صفحه 799-809
  • تاریخ دریافت: 19 آبان 1399
  • تاریخ بازنگری: 04 مرداد 1400
  • تاریخ پذیرش: 06 مهر 1400