نوع مقاله: مقاله پژوهشی

نویسندگان

دانشگاه مازندران

چکیده

کنجد یکی از قدیمی ترین گیاهان زراعی، صنعتی و دارویی جهان است که از زمانهای دور در بیشتر نقاط ایران کشت میشده است. با توجه به اهمیت ترویج و توسعه کشت نباتات روغندار از جمله گیاه کنجد و با توجه به اینکه پرسشهای بی پاسخ زیادی در مورد اثرات نانوذرات بر محیط زیست و کشاورزی وجود دارد و از آنجایی که بکارگیری نانونقره در صنعت بیشتر از دیگر نانوذرات مشخص شده است، غلظتهای مختلف نانوذرات نقره بر فاکتورهای جوانه زنی دانه گیاه کنجد و ساختار تشریحی آن در مراحل اولیه تکوین گیاه بررسی شد. نتایج آنالیز داده ها نشان داد که با افزایش غلظت نانو نقره صفاتی چون درصد جوانه زنی، سرعت جوانه زنی و به طور کلی ویژگیهای مرتبط با رشد گیاهچه کاهش یافت. غلظتهای بالای تیمار نانونقره موجب برخی تغییرات آناتومی از جمله افزایش قطر ساقه، ریشه و رگبرگ اصلی، نافرم شدن سلولهای پارانشیمی پوست ساقه و آوندهای چوبی ریشه، کاهش تمایز سلولهای کلانشیمی و برعکس افزایش تمایز فیبر در ساقه شد. همچنین مشخص شد که تحت تاثیر غلظت 1000 میلی‌گرم در لیتر نانونقره اندازه مریستم رأس ریشه و شدت رنگ پذیری سلولها و در نتیجه میزان تقسیمات سلولی در آن کاهش یافت. با توجه به یافته های حاصل میتوان گفت که نانونقره به عنوان یک عامل تنش زا، احتمالا با تاثیر بر متابولیسم گیاه موجب کاهش فاکتورهای جوانه زنی و رشد گیاهچه می گردد و گیاه جوان کنجد با تغییرات آناتومی به حضور نانوذرات نقره در محیط پاسخ می دهد.

کلیدواژه‌ها

موضوعات

عنوان مقاله [English]

Sesame seed germination and anatomical changes influenced to silver nanoparticles

نویسندگان [English]

  • Sedighe Kelij
  • Mina Kazemian Ruhi

University of Mazandaran

چکیده [English]

Sesame is one of the oldest, industrial and Pharmaceutical crops in the world that has been being cultivated in most parts of Iran from very long time ago. Since the importance of the promotion and development of oilseed crops like Sesame and given there are a lot of unanswered questions about the effects of nanoparticles on the environment and agriculture and since the use of Nano silver in industry has been identified more than the other nanoparticles, the impact of different concentrations of silver nanoparticles on the Sesame seed germination factors and its anatomical structure was studied at primary stages of plant development. The results of data analysis showed that according to increase of silver nanoparticles concentration, seed germination percent, germination speed and all of the factors related to seedling growth, decreased. High concentrations of silver nanoparticles caused some anatomical changes including: diameter increasing of stem, root and midrib, deforming of cortex paranchymic cells of stem and root vessels, reduction of collenchyma cells differentiation and increasing of fiber differentiation in the stem. Also it was found that due to reduction of root apical meristem size and cells staining intensity, cell division rate reduced under 1000 mg.ml-1 concentrations of sliver nanoparticles. According to the findings, it can be said that sliver nanoparticles, as a stressor cause germination and seedling growth reduction and young Sesame reply to presence of sliver nanoparticles in the environment with anatomical changes.

کلیدواژه‌ها [English]

  • "Germination
  • anatomical changes
  • Sesame
  • sliver nanoparticles"

جوانه زنی دانه و تغییرات­ تشریحی گیاه کنجد تحت تاثیر نانو­ذرات نقره

صدیقه کلیج* و مینا کاظمیان­روحی

بابلسر، دانشگاه مازندران، دانشکده علوم پایه، گروه زیست شناسی 

تاریخ دریافت:  25/1/95               تاریخ پذیرش: 24/7/95

چکیده

گیاه کنجد یکی از قدیمی­ترین گیاهان زراعی، صنعتی و دارویی جهان است که از زمان­های دور در بیشتر نقاط ایران کشت می‍شده است. با توجه به اهمیت ترویج و توسعه کشت نباتات روغن­دار از جمله گیاه کنجد و با توجه به اینکه پرسشهای زیادی در مورد اثرات نانوذرات بر محیط زیست و کشاورزی وجود دارد و از آنجایی که بکارگیری نانو­ ذرات نقره در صنعت بیشتر از دیگر نانوذرات مشخص شده است، غلظت­های مختلف نانو­ذرات نقره بر عوامل جوانه زنی دانه گیاه کنجد و ساختار تشریحی آن در مراحل اولیه تکوین گیاه بررسی شد. نتایج آنالیز داده­ها نشان داد که با افزایش غلظت نانو ذرات نقره صفاتی چون درصد جوانه زنی، سرعت جوانه زنی و به طور کلی ویژگی­های مرتبط با رشد گیاهچه کاهش یافت. غلظت­های بالای تیمار نانو­ ذرات نقره موجب برخی تغییرات تشریحی از جمله افزایش قطر ساقه، ریشه و رگبرگ اصلی در منطقه پوست، تغییرشکل سلول­های پارانشیمی پوست ساقه و آوندهای چوبی ریشه، کاهش تمایز سلول­های کلانشیمی و برعکس افزایش تمایز فیبر در ساقه شد. همچنین مشخص شد که تحت تاثیر غلظت 1000 میلی­گرم در لیتر نانو ذرات ­نقره اندازه مریستم رأس ریشه و شدت رنگ پذیری سلول­ها و در نتیجه میزان تقسیمات سلولی در آن کاهش یافت. با توجه به یافته­های این پژوهش می­توان گفت که نانوذرات نقره به عنوان یک عامل تنش زا، احتمالا با تاثیر بر متابولیسم گیاه موجب کاهش فاکتور­های جوانه زنی و رشد گیاهچه می گردد و گیاه جوان کنجد با تغییرات تشریحی به حضور نانوذرات نقره در محیط پاسخ می­دهد.

واژه های کلیدی: "جوانه زنی; تغییرات آناتومی; کنجد; نانوذرات نقره"

* نویسنده مسئول، تلفن: 09112111687 ، پست الکترونیکی: s.kelij@umz.ac.ir

مقدمه

 

امروزه با گسترش علم نانو تکنولوژی و تولید نانوذرات در زمینه­های مختلف و کاربرد بیشتر از این نوع نانوذرات در صنعت، داروسازی و تولید انرژی موجب شده تا خطرات ناشی از آنها به محیط زیست و سلامت آسیب رسانده و توجه بسیاری از کارشناسان محیط زیست را به خود جلب نماید (11). مطالعات در مورد سرنوشت نانو­ذرات در محیط محدود است و ممکن است این ذرات با ورودشان به زنجیره­ی غذایی، در نهایت به انسان­ها سرایت کنند. گیاهان مهم­ترین عضو در سیستم اکولوژی هستند که امکان انتقال نانوذرات به دیگر موجودات از طریق آنها وجود دارد (32). گیاهان ممکن است این مواد را از راه­ های مختلف چون خاک و آب­ های آلوده جذب کنند (30). در میان نانوذرات، بیشترین میزان استفاده به نانونقره و نانو اکسیدروی (ZnO) مربوط می­شود زیرا اثر ضد باکتریایی و ضد قارچی دارند. این مسئله نگرانی انسان­ها را در زمینه تاثیر این ذرات بر محیط و سلامت برانگیخته است (22).

سمیت نانوذرات بر گیاهان با توجه به نحوه انتشار، سطح تماس، تراکم، میزان حلالیت و اندازه آنها مطرح می­شود (28). تحقیقاتی در زمینه اثر مثبت و منفی نانوذرات بر گیاهان عالی گزارش شده است. به گونه­ای که ترکیب نانوذرات SiO2 و TiO2 باهم موجب افزایش نیترات رودکتاز در سویا و تحریک سیستم آنتی اکسیدانی و در نهایت تسریع جوانه زنی شد (18). با توجه به اظهارات Hong و همکاران (2005)، TiO2  موجب افزایش فتوسنتز و متابولیسم نیتروژن شده و در نتیجه در غلظت­های مناسب بر بهبود رشد گیاه اسفناج اثر گذاشته است. این در حالی است که مطالعات Kumari و همکاران (2009)، نشان داده که نانو­ذرات نقره بر سلول و تقسیمات نوک ریشه پیاز اثر منفی داشته است. همچنین در غلظت­های پایین موجب کاهش 41 تا 57 درصد مقدار بیوماس شد. از طرفی اثر نانوذرات نقره بر جوانه زنی و رشد ریشه نشان داد که این ذرات موجب تاخیر در جوانه زنی می­شوند و همچنین موجب کاهش شاخص­های رشد ریشه به ویژه در مراحل اولیه نمو شده اند (16). طبق یافته­های Murashov در سال 2006، نانوذرات Al2O3 موجب محدودیت رشد و طویل شدن ریشه گیاهان ذرت، خیار، سویا، کلم و هویچ شده است.

کنجد با نام علمی Sesamum indicum L. از تیره Pedaliaceae (تیره کنجدیان) است. کنجد گیاهی یک ساله و علفی و به ارتفاع تقریبی یک متر است. برگ­ها در ساقه دارای دو وضع متناوب و متقابل هستند (17). همچنین گیاه کنجد دارای ریشه بلند و مقاوم است. میوه­ی آن کپسول می­باشد و محتوی دانه­ها کوچک و بیضوی شکل هستند. قسمت مورد استفاده­ی کنجد دانه­های آن است که از آن استخراج روغن به عمل می­آید (21). همچنین کنجد از معروف­ترین گیاهان مورد استفاده خوراکی و دارویی می­باشد. ایران از جمله کشورهایی است که قدمتی طولانی در کشت و زراعت دانه­های روغنی و به خصوص کنجد دارد (1).

از آنجایی که امروزه اثرات ناشی از نانوذرات یکی از مهمترین پرسش­ها در محیط زیست و کشاورزی می­باشد، در نتیجه مطالعه دقیق اثر این ذرات بر گیاهان می­تواند به فهم بیشتر در این زمینه کمک کند. گیاه کنجد به علت طول دوره رویشی کوتاه و ارزش غذایی و دارویی می­تواند برای ازریابی تاثیر نانوذرات بر محصول زراعی و پرمصرف مناسب باشد. بنابراین این تحقیق به تاثیر غلظت­های متفاوتی از نانوذرات نقره بر جوانه زنی دانه، رشد ریشه، مریستم رأس ریشه ، ساختار تشریحی اندام­های رویشی در مراحل اولیه تکوین گیاه می­پردازد.

مواد و روشها

آزمون جوانه زنی: محلول نانوذرات نقره (با اندازه ذرات کمتر از 100نانومتر از شرکتNANOSAV) با غلظت­های0، 10، 100، 500، 1000 میلی گرم بر لیتر تهیه کرده و سپس به مدت 2 ساعت بر روی شیکر قرار داده تا به خوبی حل شود (21؛24). 

بذر گیاه کنجد (رقم ناز چند شاخه) از شرکت پاکان بذر اصفهان تهیه شد. پس از استریل کردن بذر­ها با آب ژاول تجاری که 10% رقیق شده و شستشوی آنها با آب مقطر، 5 میلی لیتر از محلول نانوذرات نقره به هر پتری دیش اضافه شد. انتقال پتری دیش­ها به تاریکی در دمای 25 درجه سانتی گراد صورت گرفت و هر دو روز یک بار، فاکتور­ها مورد بررسی قرار گرفتند. سرعت جوانه زنی (1) و درصد جوانه زنی (2) و سرعت رشد نسبی (3) نیز از طریق معادله­های زیر محاسبه گردید و سنجش صفات ریخت شناسی با خط کش میلی متری انجام شد (22).

14ط²ظ†ظٹ ط‌ظˆط§ظ†ظ‡ ط¯ط±طµط¯ = niNأ—100">  (2)،

14 =GiNiGi"> سرعت جوانه زنی (1)

14 ظ†ط³ط¨غŒ ط±ط´ط¯ ط³ط±ط¹طھ= ظ†ظ‡ط§غŒغŒ ط·ظˆظ„-ط§ظˆظ„غŒظ‡ ط·ظˆظ„ط±ظˆط² طھط¹ط¯ط§ط¯"> (3)

Gi = تعداد بذرهای جوانه زده در روز i ام، Ni = شماره روز، N = تعداد کل بذرهای کشت شده می­باشد.

آزمایشات گلدانی: بذر ها در گلدان های حاوی مخلوطی از کوکوپیت و خاک باغچه ای کاشته شده و در اتاق رشد گیاهی در دانشگاه مازندران با رطوبت نسبی 65-80% ، دوره نوری 14 ساعت روشنایی و 10 ساعت تاریکی  و دمای حداقل 25 و حداکثر 30 درجه سانتی گراد قرار داده شدند. برای هر تیمار 3 گلدان و درون هر گلدان 20 بذر کاشته و روزی یکبار با آب مقطر آبیاری شدند. هنگامی که گیاهان به مرحله 4 برگی رسیدند اولین تیماردهی آغاز گردید. به این صورت که هر 5 روز یکبار بر مقدار حجم تیمار با غلظت­های مذکور افزوده و به گلدان­ ها اعمال شد. در مجموع 200 میلی لیتر از هر غلظت به هر کدام از گلدان­ها اعمال گردید (25).

همچنین از قسمت­های برگ، ساقه و ریشه به منظور تهیه برش­های دستی و میکروتومی در مرحله­ی 8 برگی نمونه برداری شد. برای برش گیری از اندام­های رویشی، ابتدا نمونه­ها در الکل-گلیسیرین (50:50) تثبیت شده و سپس برش گیری دستی و رنگ آمیزی به روش مضاعف با رنگ های آبی متیل و کارمن زاجی انجام شد. برای برش میکروتومی مریستم رأس ریشه، نمونه­ها به مدّت 8 ساعت در فیکساتور فرمالدئید، اتانول، اسید استیک(FAA) تثبیت شدند. پس از آب­گیری با درجات رو به افزایش الکل، شفاف­سازی با تولوئن و سپس قالب­گیری در پارافین، با میکروتوم برش­هایی با ضخامت 10 میکرومتر تهیّه گردید. پس از طی مراحل پارافین زدایی و آب­دهی، رنگ آمیزی با هماتوکسیلین و ائوزین صورت گرفت (24).

در این پژوهش صفات تشریحی اندام رویشی با نرم افزار micro measurement نسخه 1.0.0اندازه­گیری شد و تمام محاسبات آماری با استفاده از نرم افزار SPSS نسخه 21 صورت پذیرفت. همچنین مقایسه میانگین­ها با استفاده از آزمون دانکن در سطح احتمال 5 درصد انجام شد.

نتایج

آزمون جوانه زنی: نتایج تجزیه واریانس داده­ها در جدول 1 ارائه شده است. داده­های حاصل نشان داد که غلظت های500 و 1000 میلی گرم بر لیتر از نانوذرات نقره بر درصد جوانه زنی، سرعت جوانه زنی، طول ریشه چه، وزن خشک و تر گیاهچه و سرعت رشد نسبی ریشه­چه و ساقه­چه در سطح  5%  اختلاف معنی­دار بود (جدول 1). این درحالی است که نانوذرات نقره در غلظت 50 میلی گرم بر لیتر اثر معنی­داری بر سرعت جوانه زنی، وزن خشک و تر گیاهچه و سرعت رشد نسبی ریشه چه و ساقه چه نسبت به گیاهان شاهد نداشت (شکل 1 ).

 

شکل1- تاثیر غلظت های نانوذرات نقره (میلی گرم بر لیتر) بر جوانه زنی دانه کنجد.

مقایسه میانگین­ها با آزمون دانکن نشان داد که گیاهان شاهد دارای بیشترین درصد بذر جوانه زده بودند. در بررسی تاثیر غلظت­های مختلف نانو ذرات ­نقره مشخص گردید که میزان درصد جوانه زنی و همچنین سرعت جوانه زنی دانه با افزایش غلظت نانو ذرات ­نقره کاهش می­یابد (جدول 1). در واقع درصد جوانه زنی در گیاهان شاهد از 90 درصد به 50 درصد در بذر های تحت تنش نانونقره با غلظت 1000 میلی گرم بر لیتر رسید. مقایسه میانگین­ها با آزمون دانکن مشخص کرد که از نظر تاثیر غلظت های نانو ذرات نقره بر سرعت جوانه زنی، کمترین مقدار مربوط به غلظت 1000 میلی گرم بر لیتر و بیشترین مقدار آن در غلظت 50 میلی گرم بر لیتر نانونقره مشاهده شد (جدول 1).

 

 

جدول 1- مقایسه میانگین اثر نانو ذرات نقره بر صفات جوانه زنی.

سرعت رشد نسبی ساقه چه

سرعت رشد نسبی ریشه چه

وزن تر گیاه چه (گرم)

وزن خشک گیاهچه (گرم)

طول ساقه چه (میلی متر)

طول ریشه چه (میلی متر)

سرعت جوانه زنی

درصد جوانه زنی

غلظت (میلی گرم بر لیتر نانو نقره)

a98/0

a9/0

a24/0

a05/0

a48

a35

a30

a90

0

a94/0

b6/0

a 21/0

a04/0

a45

b31

a28

a80

50

b75/0

b4/0

a 20/0

a04/0

b38

c25

b27

b60

100

c68/0

c3/0

b15/0

b02/0

c30

d18

b25

b60

500

e55/0

c2/0

b11/0

b01/0

e26

e12

c24

b50

1000

میانگین های دارای حروف مشترک در هر ستون مطابق آزمون چند دامنه ای دانکن در سطح احتمال 5 درصد اختلاف.

 

با توجه به جدول1، طول ریشه­چه و ساقه­چه تحت تأثیر غلظت­های مختلف نانوذرات نقره در سطح 5% تفاوت معنی­داری داشته و در گیاهان تحت تنش غلظت­های بالای نانو ذرات نقره نسبت به گیاهان شاهد کاهش قابل­ توجهی نشان داد. در حقیقت بیشترین طول ریشه در غلظت های مختلف نانو نقره مربوط به غلظت 50 میلی گرم بر لیتر (35 میلی متر) بوده و کمترین میزان طول ریشه در غلظت 1000 میلی گرم بر لیتر (12 میلی متر) مشاهده شد. همچنین کمترین میزان طول ساقه (26 میلی متر) نیز مربوط به غلظت های بالا نانو نقره بوده است.  علاوه بر این میزان سرعت رشد نسبی ریشه­چه و ساقه­چه با افزایش غلظت نانو ذرات ­نقره کاهش قابل ملاحظه­ای پیدا کرد (شکل 1).

همان­طور که در جدول 1 مشخص است، بیشترین وزن خشک و تر گیاهچه با میزان میانگین به ترتیب 05/0 و 24/0 گرم مربوط به بذر گیاهان شاهد می­باشد. بررسی میانگین­های تنش غلظت­های مختلف نانو ذرات ­نقره  نشان داد که در گیاهان تحت تیمار نانو ذرات ­نقره کمترین وزن خشک و تر مربوط به غلظت 1000 میلی گرم بر لیتر بود، این در حالی است که وزن خشک و تر گیاه چه در غلظت­های  0و100 میلی گرم بر لیتر تفاوت معنی­داری نداشت (جدول1).

تاثیر نانو ذرات نقره بر ساختار تشریحی اندام­های رویشی

ساختارتشریحی ساقه: نتایج تجزیه آماری داده­ها نشان داد که تاثیر غلظت­های مختلف نانو­ذرات نقره بر روی قطر ساقه افزایش معنی­داری دارد. طوری که با افزایش مقدار تیمار قطر ساقه افزایش یافت. بیشترین قطر ساقه در تیمار 1000 میلی گرم در لیتر نانو ذرات ­نقره و کمترین در شاهد مشاهده شد (جدول 2).

 

جدول2- جدول مقایسه میانگین صفات مورد بررسی ساختار تشریحی ساقه.

غلظت نانونقره

(میلی گرم بر لیتر)

قطر ساقه

(میکرومتر)

ضخامت بافت پارانشیم

(میکرومتر)

ضخامت منطقه آوندی

(میکرومتر)

قطر آوند چوب

(میکرومتر)

0

b 2700

b 278

b 166

b 30

50

b 2790

b 286

b 180

b 34

100

a 2963

a333

a 208

b 40

500

a 2983

a453

a 228

a48

1000

a3015

a485

a 244

a 52

میانگین های دارای حروف مشترک در هر ستون مطابق آزمون چند دامنه ای دانکن در سطح احتمال 5 درصد اختلاف.

 

نتیجه بررسی تجزیه واریانس داده­ها نشان داد که تاثیر نانوذرات نقره بر روی ضخامت منطقه آوندی ساقه در سطح 1% معنی­دار است (جدول2). با بررسی مقایسه میانگین داده­ها در جدول2 مشخص شد که تیمارهای مختلف نانو­نقره اثر افزایشی بر روی ضخامت منطقه آوندی ساقه نسبت به شاهد داشته است. تیمار50 میلی گرم در لیتر نانو­نقره اختلاف معنی­داری با شاهد نداشتند. نانو­ذرات نقره بر روی ضخامت پوست ساقه اثر افزایشی داشته به گونه­ای که با افزایش غلظت تیمار، بر ضخامت بافت پارانشیم پوست افزوده شد (جدول2). نانو­ذرات نقره بر شکل برخی سلول­های پارانشیم پوست اثر نامطلوبی گذاشته و موجب تغییر شکل آنها گردید از طرفی تمایز سلول­های کلانشیمی در مقایسه با شاهد بسیار کاهش یافته است (شکل 2).

 

شکل 2- برش عرضی ساقه جوان با بزرگنمایی10 و رنگ آمیزی سبز متیل- کارمن زاجی. الف) نمونه شاهد. ب)تیمار 50 میلی گرم بر لیتر نانو ذرات ­نقره. ج) تیمار 100 میلی گرم بر لیتر نانو­نقره. د) تیمار 500 میلی گرم بر لیتر نانو­نقره. ه) تیمار 1000 میلی گرم بر لیتر نانو­نقره. E: اپیدرم، C: پارانشیم پوست(کرتکس)، PH: بافت آبکش پسین، X: بافت چوب پسین، Co: کلانشیم، P: مغز. Fi : فیبر. فلش نشانه­ی تغییر شکل برخی سلول­های پارانشیمی است.

با توجه به جدول 2، قطر آوند چوب ساقه تحت تاثیر نانو­ذرات نقره در سطح احتمال 5%  افزایش معنی­دار پیدا کرد اما غلظت­های پایین نانو­نقره اثر معنی­داری را در این صفت نشان ندادند. همچنین افزایش تمایز فیبر در بافت گزیلمی در غلظت­های 500 و 1000 میلی گرم بر لیتر نانو­نقره مشاهده شد. 

ساختار تشریحی ریشه: با توجه به بررسی آماری داده­ها، تیمارهای مختلف نانوذرات نقره در غلظت­های پایین اثر معنی­دار را بر قطر ریشه نسبت به شاهد نشان نداد. همچنین جدول 3 نشان می­دهد که کمترین قطر آوند چوب ریشه در گیاه شاهد و بیشترین قطر آوند چوب را در ریشه­ی تیمار 1000 میلی گرم در لیتر نانو­نقره نشان می­دهد.

اثر نانو ذرات نقره بر روی ضخامت پوست ریشه در سطح احتمال 5% افزایش معنی­دار نسبت به شاهد نشان داد. در تیمار 1000 میلی گرم در لیتر نانو ذرات ­نقره بیشترین ضخامت پارانشیم پوست و نمونه های شاهد کمترین ضخامت پوست ریشه مشاهده شد(شکل 3). همچنین تیمارهای مختلف بر ضخامت منطقه آوندی ریشه اثر افزایشی معنی­دار و متغیّر نسبت به شاهد دارد (جدول3). با توجه به شکل 4، برخی از آوندهای چوب ریشه تحت تاثیر نانوذرات نقره با تغیر شکل دیده شده و شکل طبیعی خود را از دست دادند.

 

شکل 3- برش عرضی ریشه کنجد با بزرگنمایی10 و رنگ آمیزی سبز متیل- کارمن زاجی. الف) نمونه شاهد. ب) تیمار 50 میلی گرم بر لیتر نانو­نقره. ج) تیمار 100 میلی گرم بر لیتر نانو­نقره.  د) تیمار 500 میلی گرم بر لیتر نانو­نقره. ه) تیمار 1000 میلی گرم بر لیتر نانو­نقره. Pr: پریدرم، C: پوست (کرتکس)، PH: بافت آبکش پسین، X: بافت گزیلم پسین.

 

جدول3- جدول مقایسه میانگین صفات مورد بررسی ساختار تشریحی ریشه.

غلظت نانونقره

(میلی گرم بر لیتر)

قطر ریشه

(میکرومتر)

ضخامت

منطقه آوندی (میکرومتر)

ضخامت

منطقه پوست (میکرومتر)

قطر آوند

چوب  (میکرومتر)

0

b 3209

b2605

b 124

b 46.3

50

b 3213

b2617

b 131

b 47.2

100

b 3218

a2813

a148

a55.4

500

a3321

a2824

a152

a57.6

1000

a3328

a 2831

a160

a68.2

میانگین­های دارای حروف مشترک در هر ستون مطابق آزمون چند دامنه ای دانکن در سطح احتمال 5 درصد اختلاف.

 

 

شکل 4- آوند چوب پسین ریشه کنجد با بزرگنمایی100 و رنگ آمیزی آبی متیل- کارمن زاجی. الف) گیاه شاهد. ب) تیمار 50 میلی گرم بر لیتر نانو­نقره. ج) تیمار 100 میلی گرم بر لیتر نانو­نقره. د) تیمار 500 میلی گرم بر لیتر نانو­نقره. ه) تیمار 1000 میلی گرم بر لیتر نانو­نقره. X: چوب پسین. فلش نشانه­ی نافرم شدن برخی سلول­های بافت گزیلم است.

ساختار تشریحی برگ: با توجه به مقایسه میانگین داده­ها در جدول 4، نانو­ذرات نقره بر روی قطر رگبرگ اصلی برگ اثر افزایشی نسبت به شاهد نشان می­دهند. همچنین ضخامت منطقه آوندی رگبرگ اصلی با افزایش غلظت تیمار­ها، افزایش یافت (جدول 4). با توجه به شکل5، برخی سلول­های پارانشیم پوست شکل خود را از دست داده و نافرم شدند.

ساختار مریستم رأس ریشه: در برش طولی مریستم رأس ریشه حاصل از جوانه زدن دانه گیاهان شاهد و تحت تیمار، ناحیه کلاهک ریشه (Rc) در انتها مشاهده می­شود (شکل 6). در بالای کلاهک، ناحیه کالیپتروژن (C) قرار گرفته است. منطقه فعال و مریستم زمینه (Gm) با تقسیمات خود، لایه­های پارانشیم پوست و بخش­های مختلف استوانه آوندی را می­سازد.

 

جدول 4- جدول مقایسه میانگین صفات مورد بررسی ساختار تشریحی برگ.

غلظت نانونقره

(میلی گرم بر لیتر)

قطر رگبرگ اصلی

(میکرومتر)

ضخامت منطقه آوندی رگبرگ اصلی

(میکرومتر)

ضخامت آوند چوب رگبرگ اصلی

(میکرومتر)

0

b 610

b 103

b 52

50

b 622

b 115

b 56

100

a 742

a 134

a76

500

a 752

a 142

a80

1000

a 761

a153

a84

میانگین­های دارای حروف مشترک در هر ستون مطابق آزمون چند دامنه ای دانکن در سطح احتمال 5 درصد اختلاف.

 

 

شکل 5- برش عرضی برگ در محل رگبرگ اصلی با بزرگنمایی10 و رنگ آمیزی سبز متیل- کارمن زاجی. الف) نمونه شاهد. ب) تیمار50 میلی گرم بر لیتر نانو نقره. ج) تیمار 100 میلی گرم بر لیتر نانو نقره . د) تیمار 500 میلی گرم بر لیتر نانو نقره. ه) تیمار 1000 میلی گرم بر لیتر نانو نقره.  C: پارانشیم پوست (کرتکس)، PH: بافت آبکش پسین، X: بافت چوب پسین ، Tr:کرک.

گیاهان شاهد و تحت تیمار نانو­ذرات نقره تفاوت قابل ملاحظه­ای در شدت رنگ پذیری نشان دادند و با توجه به شکل 6 در گیاهان تحت تاثیر تیمار با غلظت بالای نانو­ذرات نقره در مقایسه با شاهد رنگ پذیری سلول­ها کمتر شده که این امر نشان دهنده­ی کاهش تقسیم سلولی در این ناحیه بوده و با نتایج حاصل از جوانه زنی مطابقت دارد. تحت تاثیر تیمار 1000 میلی گرم بر لیتر، اندازه RAM ( مریستم رأس ریشه) بطور مشخصی کاهش یافته است.

 

 

 

شکل 6- برش طولی مریستم رأس ریشه، بزرگ نمایی 100 اشکال ب و ج ،رنگ آمیزی ائوزین- هماتوکسیلین. الف) بذر های جوانه زده، منطقه تهیه برش ب) برش طولی مریستم رأس ریشه شاهد. ج) برش طولی مریستم رأس ریشه تحت تاثیر 1000میلی گرم در لیتر نانونقره. Rc:کلاهک ریشه، C:کالیپتروژن، Gm:مریستم زمینه­ای.


بحث

یکی از اثرات تنش های محیطی و غیر محیطی، اختلال در چرخه حیات و فعال شدن تعدادی از واکنش های بیوشیمیایی می باشد(3). پاسخ گیاهان به نانوذرات به نوع گیاه، مراحل رشد و غلظت این ذرات بستگی دارد (7). طبق نتایج این مطالعه تمامی ویژگی­های جوانه زنی و رشد گیاهچه تحت تاثیر غلظت بالای نانوذرات نقره کاهش قابل ملاحظه­ای نشان داد. اثرات سمی فلزات سنگین بر فاکتور­های رشد در گیاه گوجه فرنگی نیز گزارش شده است که براساس این نتایج، افزایش غلظت فلزات سنگین در خاک موجب تغییر در صفات جوانه زنی می­شود (14). همچنین بازدارندگی جوانه زنی ازجمله اثرات شناخته شده فلزات سنگین به شمار می­رود. سمیت نانوذرات بستگی به محتوی شیمیایی، اندازه ذرات، ساختار و سطح تماس آنها دارد (11). اثرات سمی نانوذرات ممکن است به دو طریق رخ دهد: 1. سمیت شیمیایی 2. تنشی که ناشی از سطح تماس گیاهان با این ذرات حاصل می­شود (6). Ahmad و همکاران (2012) اظهار داشتند که تنش فلزات سنگین موجب مهار رشد ریشه و ساقه گندم شده و همچنین اثرات این تنش بر ریشه بیشتر از اندام­های هوایی بوده است. این نتایج نشان می­دهد که طول ریشه و ساقه یکی از شاخص­های مناسب جهت تعیین سمیت فلزات می­باشد. احتمالا رشد گیاهچه تحت تنش فلزات و برهمکنش آنها با واکنش­های بیوشیمیایی درون گیاه موجب تخریب متابولیسم گیاه می­شوند (4).

پاسخ گیاهان نسبت به توزیع نقره در گونه­های مختلف، متفاوت است. در اکثر گیاهان با تنش نانونقره، طول ریشه­ها کاهش یافت (5).از طرفی فلزات سنگین تمایز زودرس و چوبی شدن دیواره سلول های واقع در منطقه رشد طولی ریشه را تحریک نموده و از رشد آن ممانعت مینماید (2). نتایج نشان داد که رشد ریشه و ساقه نسبت به نانونقره حساس بوده اما در برخی گیاهان ممکن است اثر منفی بر رشد ریشه بیشتر از ساقه باشد (26) که نتایج این تحقیق با یافته­های گذشته هم­سویی دارد. به نظر می­رسد اثر متقابل نانونقره و گیاهان موجب آزاد شدن نقره از این ذرات می­شود یا به عبارتی نانونقره­ی دریافتی توسط گیاه، منبعی را فراهم می­کند که نقره و سلول­های گیاهی برهمکنش داشته باشند و موجب افزایش سمیت نانونقره شود (29). نانو­ذرات با عبور از دیواره سلولی و لایه اپیدرم ریشه به درون گیاه نفوذ کرده و به ساقه و برگ راه پیدا می­کنند (10).

 بررسی­ها نشان داد که با افزایش غلظت فلزات سنگین، وزن تر گیاهچه به تدریج رو به کاهش رفته که پژوهشگران این علت را احتمالا کاهش تقسیم سلولی و کاهش رشد گیاه مطرح کردند(31).

مطالعات نشان داده که تغییرات محیطی می تواند منجر به تغییرات تشریحی در سلول و بافت­های گیاهی ­شود (15). در گزارشی مشخص شد که غلظت­های سمی فلزات سنگین مانند نیکل سبب افزایش قطر سیستم آوندی ساقه شده که با نتایج پژوهش حاضر مطابقت دارد (23). تغییرات در شکل و اندازه سلول­ها و تمایز آنها در مراحل اولیه رشد و تکوین گیاه جوان نسبت به گیاه بالغ می­تواند به فهم بهتر تاثیر نانوذرات بر گیاه کمک ­کند (9). در پژوهشی که توسط Mahajan و همکاران(2011) صورت گرفت، در غلظت بالای نانو­ذرات اکسید روی آشفتگی در بافت­های ریشه لوبیا مشاهده شد. همچنین منجر به گسترش سیستم واکوئلی در سلول­های پارانشیم پوست و فشرده شدن استوانه آوندی شد. از طرفی نانو­ ذرات نقره در غلظت 100 میلی گرم بر لیتر، بر تعداد لایه­­های پارانشیم برگ تاثیر گذاشته و ضمن افزایش تعداد آنها، موجب تغییر شکل برخی از سلول ها شد(27) که نتایج فوق با یافته­های حاصل از این پژوهش هم­سویی دارد.

نتایج نشان می­دهد تاثیر نانوذرات در مسیر مکانیسم ژنتیکی هورمون­های رشد می­تواند در شکل گیری آوند­های آبکش و چوب تاثیر­گذار باشد.  بنابراین تغییر شکل برخی سلول­های بافت آوند چوب ریشه قابل توجیه خواهد بود (9). همچنین به گفته برخی محققان تاثیر نانو ­ذرات بر دیواره سلولی موجب تغییر شکل سلول شده است (22).

تحت تاثیر بالاترین غلظت نانوذرات نقره، تغییراتی در مریستم رأس ریشه چون کاهش اندازه­ی آن و کاهش رنگ پذیری سلول­ها در این منطقه مشاهده شد. کاهش رنگ پذیری نشان دهنده­ی کاهش تقسیمات سلولی است. در واقع کاهش اندازه RAM می تواند هم ناشی از کاهش تقسیمات سلولی و هم ناشی از کاهش رشد سلول­ها در این منطقه باشد. تجمع نانوذرات در رأس ریشه بسیار مهم است چون رأس ریشه حاوی سلول­های بنیادی پوست، آوندی و کلاهک و همچنین سلول­های مریستمی است که برای رشد و تشکیل بافت­های مختلف ریشه نیاز است. سلول­های بنیادی کلاهک یا همان کالیپتروژن برای تشکیل کلوملا یا ستون مرکزی کلاهک بسیار حائز اهمیت هستند. گزارش شده است نانو ذرات نقره به سرعت در رأس ریشه تجمع یافته و از سلولی به سلول دیگر تا کلوملا و کلاهک ریشه انتقال می­یابند. در 1تا 2 میلیمتری ابتدای ریشه نانوذرات از طریق فضاهای بین سلولی منتقل شده و بعد از آن از طریق پلاسمودسماتا که قطر آنها تقریبا 50 تا 60 نانومتر است انتقال می­یابند (12). در این مطالعه تنها غلظت بالای نانوذرات نقره اثر کاملا مشهودی در مریستم رأس ریشه نشان داد این مطلب را می­توان اینگونه توجیه کرد که برخی نانو­ذرات در اندازه­های بزرگتر از این منافذ بوده و قابلیت نفوذ به این منافذ را ندارند، در نتیجه اثر معنی­داری بر سلول­های گیاهی نمی­گذارند (8).

نتیجه گیری

به طور کلی نتایج نشان داد که حضور نانو ذرات نقره موجب کاهش درصد جوانه زنی بذر، سرعت جوانه زنی بذر و رشد گیاهچه و همچنین غلظت­های 500 و 1000 میلی گرم در لیتر نانو ذرات نقره موجب تغییرات قابل ملاحظه ای در آناتومی ساقه، ریشه، برگ و نیز مریستم رأس ریشه گردید. اما غلظت 50 میلی گرم در لیتر نانو ذرات نقره را می توان تا حدودی بی ضرر برای رشد گیاه کنجد در نظر گرفت. در کل بر اساس نتایج حاصل می­توان گفت که گیاهچه کنجد به حضور نانوذرات نقره در محیط حساس بوده و نانوذرات نقره به عنوان یک عامل تنش زا موجب تغییرات تشریحی در گیاه جوان کنجد، به شمار می­رود. به منظور درک بهتر تاثیر نانوذرات نقره بر روی رشد و نمو گیاه کنجد استفاده از تیمارهای بیشتر با غلظت­های متعدد و مطالعات گسترده تر بر روی مناطق حساس چون مریستم راس ساقه و مریستم زایشی پیشنهاد می­گردد.

تشکر و قدردانی

بدین وسیله از زحمات کلیه افرادی که در انجام پژوهش حاضر در گروه زیست شناسی دانشگاه مازندران نقش داشتند بویژه خانم حسین زاده کارشناس آزمایشگاه های علوم گیاهی تشکر و قدردانی می نماییم.

1- رضوانی مقدم، پ.، محمد آبادی، ع.ا. و مرادی، ر. 1389. بررسی تاثیر کودهای شیمیایی و آلی بر عملکرد و اجزای عملکرد گیاه کنجد .Sesamum indicum L، در تراکم های مختلف کاشت. نشریه بوم شناسی کشاورزی، جلد 2 شماره 2، 256-265.

2- صارمی راد، ب.، اسفندیاری، ع.، شکرپور، م.، سفالیان، ا.، آوانس، ا. و موسوی، ب. 1393. اثر کادمیوم روی برخی از ویژگی های ریخت شناسی و فیزیولوژیک گندم در مرحله گیاهچه ای. مجله پژوهش­های گیاهی (مجله زیست شناسی ایران)، جلد 27 ، شماره 1، صفحه 1-11.

3- طویلی، ع.، صابری، م.، شهریاری، ع. و حیدری، م. 1392. بررسی اثر پیش تیمار سالیسیلیک اسید بر ویژگی­های جوانه­زنی بذر و رشد اولیه دانه رست Bromus tomentellus Boiss. در شرایط تنش کادمیوم. مجله پژوهش­های گیاهی (مجله زیست شناسی ایران)، جلد 26 ، شماره 2، صفحه 208-216.

 

4- Ahmad, I., Akhtar, M.J., Zahir, Z.A. and Jamir, A. 2012. Effect of cadmium on seed germination and seedling growth for wheat (Triticum aestivum L.) cultivars. Pak, J. Bot., 44(5), 1569-1574.

5- Bailey-Serres, J. and Voesenek L. 2010. Life in the balance: a signaling network controlling survival of flooding. Current Opinion in Plant Biology, 13(2), 489–494.

6- Brunner, T.J., Wick, P., Manser, P., Spohn, P., Grass, R.N., Limbach, L.K., Bruinink, A. and Stark, W.J. 2006. In vitro cytotoxicity of oxide nanoparticle: comparison to asbestos, silica, and the effect of particle solubility. Environ.Sci.Technol., 40, 4374-4381.

7- Calabrese, E. and Baldwin, L. 2002. Defining hormesis. Hum. Exp. Toxicol., 21, 91–97.

8- Carpita, N., Sabularse, D., Montezinos, D. and Delmer, DP.1979. Determination of the pore size of cell walls of living plant cells. Science, 205: 4.

9- Delmail, D., Pascal, L., Philippe, H., Laure, L., Christian, M. and Michel, B. 2011. Physiological, anatomical and phenotypical effects of a cadmium stress in different-aged chlorophyllian organs of Myriophyllum alterniflorum DC (Haloragaceae). Environ Exp Bot,72, 174–81.

10- Dietz, KJ. and Herth, S. 2011. Plant nanotoxicology. Trends in Plant Science, 16, 582–589.

11- Franklin, N.M., Rogers, N.J., Apte, S.C., Batley, G.E., Gadd, G.E. and Casey, P.S. 2007.Comparative toxicity of nanoparticulate ZnO,bulkZnO,andZnCl2 to a fresh water microalga(Pseudokirchneriella subcapitata): the importance of particle. Environ Sci Technol., 41(24), 8484-90.

12- Geisler-Lee, J., Brooks, M., Gerfen, J.R., Wang, Q,. Fotis, Ch., Sparer, A., Ma, X., Berg, R.H. and Geisler, M., 2014. Reproductive Toxicity and Life History Study of Silver Nanoparticle Effect, Uptake and Transport in Arabidopsis thaliana. Nanomaterials, 4, 301-318.

13- Hong, F.S., Yang, F., Liu, C., Gao, Q., Wan, Z.G., Gu, F.G., Wu, C., Ma, Z.N., Zhou, J. and Yang, P. 2005. Influences of nano-TiO2 on the chloroplast aging of spinach under light. Biol. Trace Elem. Res. , 104, 249-260.

14- Houshmandfar, A. and Moraghebi, F. 2011. Effect of mixed cadmium, copper, nickel and zinc on seed germination and seedling growth of safflower. African Journal of Agricultural Research, 6(5), 1182-1187.

15- Islam, E., Yang, X.E.T., Li, Q., Liu, D., Jin, X.F. and Meng, F. 2007. Effect of Pb toxicity on root morphology, physiology and ultrastructure in the two ecotypes of Elsholtzia argyi. Journal of Hazardous Materials, 147, 806–816.

16- Kumari, M., Mukherjee, A. and Chandrasekaran, N. 2009. Genotoxicity of silver nanoparticles in Allium cepa. Sci.TotalEnviron, 407, 5243–5246.

17- Langham, D.R. 2007. Phenology of sesame, reprinted from: Issues in new crops and new uses. J. Janick and A. Whipkey (eds.), ASHS Press, Alexandria, 144-182.

18- Lu, C.M., Zhang, C.Y., Wen, J.Q., Wu, G.R. and Tao, M.X. 2002. Research of the effect of nanometer materials on germination and growth enhancement of Glycine max and its mechanism. Soybean Sci, 21, 168-172 (in Chinese).

19- Mahajan, P., Dhoke, SK. and Khanna, AS. 2011. Effect of nano-ZnO on growth of mung bean (Vigna radiata) and chickpea (Cicer arietinum) seedlings using plant agar method.Applied Biological Research, 13 (2), 54-61.

20- Murashov, V. 2006. Comments on ‘‘Particle surface characteristics may play an important role in phytotoxicity of alumina nanoparticles’’ by Yang, L, Watts, D.J, Toxicology Letters, 2005, 158, 122-132. Toxicol. Lett. 164, 185-187.

21- Nimmakayala, P., Perumal, R., Mulpuri, S. and Reddy, p. 2011. In Wild Crop Relatives: Genomic and Breeding Resources Oilseeds, Edited by Kole C. Berlin Heidelberg: Springer, 261-273.

22- Pokhrel, LR., Silva, T., Dubey, B., El Badawy, AM., Tolaymat, TM. and Scheuerman, PR. 2012. Rapid screening of aquatic toxicity of several metal-based nanoparticles using the MetPLATE™ bioassay. Sci. Total Environ,426,414–22.

23- Rabiera, J., Laffont-Schwoba, R., Notonierb, B., Foglianic, S. and Bouraïma-Madjèbic. 2008. Anatomical element localization by EDXS in Grevillea exul var. exul under nickel stress. Environmental Pollution, 156, 1156–1163.

24- Sanderson, J.B. 1994. Biological Microtechniques,1th Ed, Londan, Oxford press.

25- Song, U., Jun, H., Waldman, B., Roh, J., Kim, Y., Yi, J. and Lee, E.J. 2013. Functional analyses of nanoparticle toxicity: A comparative study of the effects of TiO2 and Ag on tomatoes (Lycopersicon esculentum). Ecotoxicology and Environmental Safety, 93:60–67.

26- Sresty, T.V.S. and Rao, K.V.M . 1999. Ultrastructural alterations in response to zinc and nickel stress in the root cells of pigeonpea. Environmental and Experimental Botany, 41, 3–13.

27- Thuesombat, P., Hannongbua, S., Akasit, S. and Chadchawan, S. 2014. Effect of silver nanoparticles on rice (Oryza sativa L. cv. KDML 105) seed germination and seedling growth. Ecotoxicology and Environmental Safety104, 302–309.

28- Warheit, D.B. 2008. How meaningful are the results of nanotoxicity studies in the absence of adequate material characterization?. Toxicol.Sci, 101,183–185.

29- Yin, L., Colman, B.P., McGil, B.M., Wright, J.P. and Bernhardt, E.S. 2012. Effects of Silver Nanoparticle Exposure on Germination and Early Growth of Eleven Wetland Plants. PLoS ONE, 7(10), 47674.

30- Yu, KO., Braydich-Stolle, LK., Mattie, DM., Schlager, JJ. and Hussain, SM. 2009. In vitro and in vivo models for nanotoxicity testing. In: Sahu SC, Casciano DA, editors. Nanotoxicity: From In Vivo and In Vitro Models to Health Risks. West Sussex, UK: John Wiley & Sons, 335–48.

31- Zheng, G., Lv., H.P, Gao., S. and Wang, S.R. 2010. Effects of cadmium on growth and antioxidant responses in Glycyrrhiza uralensis seedlings. plant soil, Environ, 56, 508-515.

32- Zhu, H., Han, J., Xiao, J. and Jin, Y. 2008. Uptake, translocation, and accumulation of manufactured iron oxide nanoparticles by pumpkin. Plants J. Environ. Monit, 10, 713–717.