نوع مقاله: مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 عضو هیات علمی مرکز تحقیقات کشاورزی و منابع طبیعی خراسان رضوی

2 محقق و کارشناس ارشد مرکز تحقیقات اصلاح و تهیه نهال و بذر

3 دانش آموخته کارشناسی ارشد باغبانی دانشگاه آزاد اسلامی خوراسگان

چکیده

به منطور مطالعه تأثیر هورمون و محیط کشت بر پتانسیل ریزازدیادی پایه رویشی GF677، این آزمایش در سال 1391 در آزمایشگاه بیوتکنولوژی مرکز تحقیقات کشاورزی و منابع طبیعی خراسان رضوی به صورت فاکتوریل در قالب طرح کاملاً تصادفی با سه تکرار اجرا شد. در این پژوهش سه نوع محیط کشت شامل WPM، MS و DKW با دو هورمون بنزیل آمینو پورین (BAP) و نفتالین استیک اسید (NAA) با غلظت‌های صفر، 5/0 و یک میلی‌گرم در لیتر مورد بررسی قرار گرفت. صفات مورد مطالعه شامل تعداد برگ، طول ساقه، تعداد شاخه جانبی، تعداد ریشه و طول ریشه بود. نتایج تجزیه واریانس اختلاف معنی‌داری بین محیط‌های کشت، سطوح هورمون و اثر متقابل آنها برای صفات مورد مطالعه نشان داد. بهترین پاسخ برای صفات مورد مطالعه از محیط‌های MS و WPM و ضعیف‌ترین پاسخ از محیط DKW بدست آمد. نتایج اثر متقابل نشان داد که بیشترین مقادیر برای صفات تعداد برگ، طول ساقه و تعداد شاخه جانبی در محیط WPM با استفاده از هورمون BAP در غلظت یک میلی‌گرم در لیتر و بدون استفاده از هورمون NAA حاصل گردید. در این آزمایش بالاترین میانگین تعداد ریشه و طول ریشه از محیط WPM با استفاده از غلظت 5/0 میلی‌گرم در لیتر NAA و بدون استفاده از هورمون BAP بدست آمد.

کلیدواژه‌ها

موضوعات

عنوان مقاله [English]

Effects of culture media and growth regulators on propagation of rootstock GF677 in tissue culture conditions

نویسندگان [English]

  • Hassan Hamidi 2
  • َAli Asghar Rezagholy 3

چکیده [English]

This research was investigated the effect of growth regulators and culture media on micropropagation potential of GF677 rootstock. This experiment was conducted during 2012 at the laboratory of plant tissue culture "Razavi Khorasan Agricultural and Natural Resources Research Center" using a RCB design with three replication .In this Research, three culture media containing MS, WPM and DKW supplemented with: 0, 0.5 and 1 mg/l benzylaminopurine (BAP) and with same combination of naphthalene acetic acid (NAA) was examined on proliferation potential of GF677 rootstock. In the end of experiment, the mean of leaves, shoots and roots number as well as stem and root length, was measured. Results of variance analysis showed that there were significant differences among culture media, hormone and their interactions for all traits studied. Best answer for all studied traits was obtained of MS and WPM, while DKW was the weakest response of the environment. Interaction effects showed that the highest value for number of leaf per shoot, shoot length and shoot number were obtained in WPM medium supplemented with 1 mg/l BAP without NAA. In this experiment, the highest mean root number and root length per shootlet were obtained in the WPM medium supplemented with o.5 mg/l NAA.

کلیدواژه‌ها [English]

  • micropropagation
  • tissue culture
  • Hormone
  • hybrid

تأثیر محیط کشت و هورمون بر تکثیر پایه­ رویشی GF677در کشت درون شیشه­ای

احمد رضا بلندی1*، حسن حمیدی1 و علی اصغر رضاقلی2

1 مشهد، مرکز تحقیقات کشاورزی و منابع طبیعی خراسان رضوی

2 اصفهان، دانشگاه آزاد اسلامی واحد خوراسگان، گروه باغبانی 

تاریخ دریافت: 27/12/92              تاریخ پذیرش: 23/9/93 

چکیده 

بمنطور مطالعه تأثیر هورمون و محیط کشت بر پتانسیل ریزازدیادی پایه رویشی GF677، این آزمایش در سال 1391 در آزمایشگاه بیوتکنولوژی مرکز تحقیقات کشاورزی و منابع طبیعی خراسان رضوی بصورت فاکتوریل در قالب طرح کاملاً تصادفی با سه تکرار اجرا شد. در این پژوهش سه نوع محیط کشت شامل WPM، MS و DKW با دو هورمون بنزیل آمینو پورین (BAP) و نفتالین استیک اسید (NAA) با غلظت­های صفر، 5/0 و یک میلی­گرم در لیتر مورد بررسی قرار گرفت. صفات مورد مطالعه شامل تعداد برگ، طول ساقه، تعداد شاخه جانبی، تعداد ریشه و طول ریشه بود. نتایج تجزیه واریانس اختلاف معنی­داری را بین محیط­های کشت، سطوح هورمون و اثر متقابل آنها برای صفات مورد مطالعه نشان داد. بهترین پاسخ برای صفات مورد مطالعه از محیط­های MS و WPM و ضعیف­ترین پاسخ از محیط DKW بدست آمد. نتایج اثر متقابل نشان داد که بیشترین مقادیر برای صفات تعداد برگ، طول ساقه و تعداد شاخه جانبی در محیط WPM با استفاده از هورمون BAP در غلظت یک میلی­گرم در لیتر و بدون استفاده از هورمون NAA حاصل شد. در این آزمایش بالاترین میانگین تعداد ریشه و طول ریشه از محیط WPM با استفاده از غلظت 5/0 میلی­گرم در لیتر NAA و بدون استفاده از هورمون BAP بدست آمد.

واژه‌های کلیدی: ریزازدیادی، کشت بافت، هورمون، هیبرید، بادام، هلو   

* نویسنده مسئول، تلفن: 09155095819 ،  پست الکترونیکی: ar_bolandi@yahoo.com 

مقدمه

 

بدلیل ارتباط مرفولوژیکی و فیزیولوژیکی بین قسمت­های هوایی با سیستم ریشه گیاه بسیاری از خصوصیات رویشی و زایشی گیاهان نظیر قابلیت تولید میوه، اندازه و رنگ میوه، طول عمر گیاه، مقاومت به تنش­های محیطی مانند خشکی، سرما، مقاومت به شرایط نامطلوب بستر کشت همانند کمبود و یا افزایش بیش از حد عناصر و یا عدم زهکشی مناسب خاک، اسیدیته خاک، بیماری­ها و ... نه تنها متأثر از واریته مطلوب انتخاب شده بعنوان  پیوندک می­باشد بلکه نوع پایه انتخابی تأثیر زیادی بر این صفات دارد (16). علاوه بر این، پایه تعیین کننده سازگاری اکولوژیکی گیاه بوده و پایه­های با سازگاری اکولوژیکی بالا عملکرد بهتری دارند (31). استفاده از پایه­های بذری که در احداث باغ‌های سنتی مورد استفاده قرار می­گیرند بدلایل متعددی ازجمله عدم یکنواختی باغ، امروزه با پایه­های رویشی متنوعی که برای انواع درختان میوه تولید و معرفی گردیده جایگزین شده و در احداث باغ‌های مدرن مورد استفاده قرار می­گیرند. انجام آزمایش­های مزرعه­ای مختلف روی پایه­های اصلاح شده جدید بمنظور اطمینان از سازگاری پایه و پیوندک و رشد طبیعی گیاه در شرایط نهالستان از اهمیت ویژه­ای برخوردار بوده و شناخت اثر متقابل پایه- پیوندک بر خصوصیات مختلف رویشی و زایشی گیاه ضرورت دارد (34). پایه­های رویشی همچنین بعنوان یک ابزار تربیتی برای رشد درختان پیوند شده بوده و موجب افزایش حاصلخیزی و بهبود بازده از طریق رشد بهتر گیاه، کنترل قدرت گیاه و افزایش عملکرد کمی و کیفی میوه می­گردد (17).

در طی سالیان اخیر انواع پایه­های رویشی برای درختان میوه ازجملهM9 ،M27 ،M26 ، M106 و MM111 برای سیب؛ SL64، Gisela و Maxma Delbard برای گیلاس؛ Mech  Mech برای زردآلو؛  BA29 و OHF برای گلابی و همچنین Miroblan B و Marianna GF81 برای آلو و گوجه مورد استفاده قرار گرفته است (3).

با توجه به اینکه پیوند هلو روی پایه بذری در خاک­هایی که دارای  زهکشی مناسب نبوده و یا در فصولی از سال از آب اشباع می­باشند موجب توقف رشد و یا مرگ گیاه می­گردد، تعداد زیادی پایه رویشی از جنسPrunus L.   نظیرJaspi ، Julior، Penta، Tetra، Montizo و Barrier1 که مقاوم و سازگار با خاک­های مرطوب بوده معرفی شده است (3).

یکی از مهمترین پایه­های رویشی که کاربرد گسترده­ای در باغستان­های بادام، هلو و همچنین شلیل دارد، پایه GF677 می‌باشد که از تلاقی Prunus persica × Prunus amygdalus بصورت طبیعی در سال 1965 توسط محققان انستیتو ملی تحقیقات کشاورزی فرانسه (INRA) در ایستگاه تحقیقاتی  Grande Ferredeشناسایی گردید (22). رشد مطلوب این پایه در خاک­های ضعیف و تا حدودی باتلاقی که امکان رشد هلو در آن وجود ندارد و همچنین شرایط خشک که احداث باغستان بادام با مشکل مواجه می­باشد از مزایای این پایه است (22).

استفاده از این پایه و دیگر کولتیوارهای مناسب بدلیل مقاومت به کلروز آهن بویژه زمانی که گیاه در خاک­های قلیایی کشت شده و کیفیت میوه و بقاء گیاه کاهش می­یابد بعنوان ابزار مفیدی برای فائق آمدن بر شرایط نامساعد محیطی خاک مورد استفاده قرار می­گیرد (32). Syrgiannidis (29) گزارش کرد که درختان هلو پیوند شده روی پایه GF677 حدود 30 درصد کلروز کمتری نسبت به درختان پیوند شده روی پایه بذری هلو نشان می­دهند. این پایه همچنین به خاک­های آهکی مقاوم بوده، به‌طوری‌که در اروپا از این هیبرید برای پایه هلو و آلو در خاک­های با میزان کلسیم بالا استفاده می­شود. وقتی کولتیوارهای هلو روی پایه بذری هلو در pH بالا یا خاک­های آهکی کشت می­شوند درخت‌های حاصل ضعیف، بی­حاصل و دارای کمبود آهن می­باشند. 

از دیگر خصوصیات این هیبرید می­توان به قدرت رشد بالا، یکنواختی گیاهان تولید شده، سیستم ریشه­بندی قوی و مقاوم بودن در برابر انتقال نهال بدلیل وجود ریشه فرعی بیشتر اشاره کرد (4). با توجه به قدرت رشدی زیاد گیاهان پیوند زده روی این پایه، لازم است بمنظور کاهش رقابت بین میوه و شاخ و برگ نسبت به هرس درختان پیوند زده در تابستان اقدام گردد.

برای تأمین تعداد پایه مورد نیاز در بازار لازم است پایه­های هیبرید جدید با استفاده از تکنولوژی­های کارآمد و نو در حد انبوه تکثیر شوند که بدین منظور استفاده از کشت بافت کاربرد گسترده­ای دارد (23).

اولین تحقیقات کشت درون شیشه­ای پایه GF677 (هیبرید هلو و بادام) توسطTabachnick  و  Kester(30) انجام شد. آنان از جوانه­های خواب بعنوان ریزنمونه برای ریز ازدیادی استفاده کردند. سپس برای شکستن خواب، جوانه­ها را بمدت یک تا دو ماه در دمای سه درجه سانتی­گراد قرار دادند. محیط­های کشت مورد استفاده در این پژوهش MS، MS½ و Knop تغییر یافته بود که از محیط­های MS و MS½ نتایج مطلوبی بدست نیامد اما در محیط Knop تغییر یافته گیاهان شکل و رشد طبیعی داشتند (30). Hasan و همکاران (10) تأثیر دو محیط کشت LP و MS را بر باززاییGF677 از برگ در شرایط درون شیشه­ای مطالعه و گزارش نمودند که محیط کشت LP تأثیر پذیری بیشتری بر تعداد جوانه تولید شده در نمونه­های باززایی شده دارد. این محققین نشان دادند که پاسخ بهتر محیط LP به دلیل وجود مقدار کمتر کلرید در این محیط و همچنین وجود کلسیم به فرم  CaNO3 می باشد در حالیکه کلسیم در محیط MS به  فرم  CaCl2می­باشد و این امر باعث کاهش نسبت کلسیم این محیط نسبت به محیط LP می­گردد.

Matt و Johannes (18) تأثیر هفت محیط کشت شامل DKW، WPM، QL، CP، MS و ترکیبی از آنها را با نسبت مساوی بر باززایی شاخه­های نابجا روی پنج رقم تجاری گیلاس مطالعه و گزارش کردند که محیط­های DKW/WPM با نسبت 1 : 1 و QL در حضور ترکیبی از هورمون­های تیدیازون (TDZ) و اسید ایندول بوتیریک (IBA) اندام­زایی بیشتری نسبت به محیط­های دیگر دارند. 

در بیشتر تحقیقات روی GF677 برای تکثیر جوانه از هورمون­های BAP با غلظت بین 1/0 تا سه میلی­گرم در لیتر بعنوان مهمترین منبع سیتوکنین استفاده شده است (2، 5 و 11). تأثیر سیتوکنین­ها با توجه به نوع کشت، سن ریزنمونه و نوع واریته تغییر می­کند و شروع فعالیت جوانه­های جانبی، تحریک و تقسیم سلول، تشکیل جوانه­های جانبی و تکثیر آنها را کنترل می­کند (5).

George (7) گزارش کرد اگر در فاز تکثیر درون شیشه­ای از غلظت­های بالای سیتوکنین استفاده شود گیاهچه­های تولید شده بیش از حد معمول متورم شده و برگ­ها در بعضی از ارقام حالت غیر طبیعی بخود می­گیرند.   

القاء ریشه­زایی در ریز نمونه­ها در شرایط کشت بافت از مراحل سخت در فرایند ریز ازدیادی می­باشد. توانایی بافت گیاهی در تشکیل ریشه بستگی به بسیاری از عوامل درونی و بیرونی ازجمله هورمون­ها دارد.  

گزارش­های زیادی در مورد القاء ریشه­زایی در گیاهان چوبی با استفاده از اکسین­های خارجی (بیرونی) همانند IBA، NAA و  IAA و اثر متقابل آنها با اکسین­های درونی که به اندازه کافی سنتز نمی­شوند­­، منتشر شده است (5). این محققان گزارش کردند که اکسین­های خارجی فقط در مراحل اولیه برای تحریک و ظهور ریشه­های جدید مورد نیاز می­باشد.

برخی از محققان پس از انتقال گیاهچه­ها از شرایط درون شیشه­ای به گلخانه و شرایط غیر استریل نسبت به القاء ریشه­زایی با قرار دادن قسمت انتهایی ساقه با هورمون­های گروه اکسین اقدام کردند و مزیت این روش را در کاهش هزینه و زمان رشد نسبت به شرایط درون شیشه­ای اعلام کردند (13).

Fotopoulos و Sotiropoulos (7) گیاهچه­های پایهPR204/84  که هیبرید حاصل از هلو و بادام بوده و بعنوان جایگزین برای GF677 می­باشد را روی دو محیط کشت MS و ­MS½  با چهار غلظت IBA (0، 5/2، 5 و 10 میکرو مول) بمنظور ریشه­زایی قرار دادند. نتایج آنان نشان داد که در شرایط استفاده از IBA با غلظت 10 میکرومول در هر دو محیط کشت MS و ­MS‪½ بیشترین درصد ریشه­زایی، تعداد ریشه و همچنین وزن خشک و تر ریشه حاصل شد. علاوه بر این  محیط کشت ­MS½ نسبت به MS از نظر صفات مرتبط با عملکرد ریشه در بیشتر غلظت­های هورمونی مورد مطالعه برتری نشان داد.

Nazary Moghaddam و Yadollahi (20) بمنظور مطالعه ریزازدیادی پایه رویشی GF677 از محیط کشت MS با غلظت­های مختلف BAP (0، 1/0، 6/0، 1، 5/1 و 2 میلی­گرم در لیتر) استفاده کردند. نتایج نشان داد که تعداد و طول ساقه در شرایط استفاده از یک میلی­گرم در لیتر BAP نسبت به شاهد (بدون استفاده از BAP) و سایر غلظت­های مورد مطالعه بیشتر بود. به‌طوری‌که کمترین تعداد ساقه نیز در تیمار شاهد مشاهده شد.

 Rehmanو همکاران (25) از سه محیط کشت MS، ­MS‪½ و WPM و هورمون­های BAP، IBA و NAA جهت استقرار، شاخه­زایی و ریشه­زایی گلابی در شرایط درون شیشه­ای استفاده کردند. نتایج نشان داد که بیشترین درصد شاخه­زایی و تعداد ساقه در شرایط استفاده از محیط کشت   WPMو غلظت 5/2 میلی­گرم در لیتر BAP حاصل شد. بیشترین ریشه­زایی نیز در شرایط استفاده از محیط کشت  ­MS‪½ و غلظت یک میلی­گرم در لیتر IBA بدست آمد.

پایه­های رویشی GF677 (هیبرید هلو× بادام) دارای خصوصیات مطلوبی از قبیل مقاومت به خاک­های آهکی، قدرت رشد بیشتر، سیستم ریشه بندی قوی، مقاومت به کمبود آهن، مقاومت به خشکی و افزایش محصول است. روش­های متعددی برای تکثیر این پایه وجود دارد که از بین آنها استفاده از روش کشت بافت بدلیل عدم محدودیت زمانی و مکانی، ضریب تکثیر بالا، پاسخ مناسب گیاه به باززایی، کوتاه شدن فصل رشد و کاهش هزینه تولید از اهمیت زیادی برخوردار می­باشد. از این‌رو در این تحقیق تأثیر دو عامل محیط کشت و هورمون بر پتانسیل ریزازدیادی پایه GF677 در شرایط کشت درون شیشه­ای و بهینه سازی شرایط تکثیر سریع این پایه، مورد مطالعه قرار گرفته است. 

مواد و روشها

این تحقیق در سال 1391 در آزمایشگاه بیوتکنولوژی مرکز تحقیقات کشاورزی و منابع طبیعی خراسان رضوی اجرا شد. مواد گیاهی مورد استفاده در این تحقیق از جوانه­های انتهایی و جانبی شاخه­های جوان پایه مادری GF677 موجود در کلکسیون این مرکز تهیه گردید. زمان تهیه ریزنمونه حدود اردیبهشت ماه بود که خواب زمستانی گیاه به پایان رسیده و گیاه فعالیت مجدد خود را شروع کرد. شاخه­های با طول حدود 20 سانتی­متر از پایه مادری جدا و به قطعات حدود 10 میلی­متر بطوریکه در هر قطعه یک تک جوانه وجود داشته باشد، تقسیم شدند. شستشوی سطحی و اولیه ریزنمونه­ها با افزودن چند قطره مایع ظرفشویی و قرار دادن آنها زیر آب جاری بمدت حدود نیم ساعت انجام شد. سپس ریزنمونه­ها سه نوبت با آب مقطر شستشو و بعد از آن جهت انجام عملیات ضد عفونی به زیر دستگاه لامینار فلو (هود استریل) منتقل شدند. در این مرحله ابتدا از کلرید جیوه 1/0 درصد و بعد از  الکل 70 درصد بترتیب بمدت سه دقیقه و 30 ثانیه جهت ضد عفونی ریزنمونه­ها استفاده شد. پس از پایان مرحلۀ ضد عفونی و با هدف حذف کامل مواد ضد عفونی کننده از سطح نمونه­های گیاهی، ریزنمونه­ها را بلافاصله در داخل آب مقطر استریل قرار داده و سه نوبت شستشو همراه با همزدن کامل انجام ­شد. در این تحقیق دو هورمون بنزیل آمینو پورین (BAP) و نفتالین استیک اسید (NAA) و همچنین سه محیط کشت شامل WPM (14)، MS (19) و DKW (6) مورد بررسی قرار گرفت. این آزمایش بصورت فاکتوریل در قالب طرح کاملاً تصادفی با سه تکرار اجرا شد. مقدار عناصر کم مصرف، پر مصرف، ویتامین­ها و ساکارز در سه محیط کشت مورد مطالعه در جدول 1 نشان داده شده است.

هر تکرار در این آزمایش شامل 10 ارلن 250 سی­سی محتوای 40 میلی­لیتر از هر محیط کشت بود که پس از توزیع محیط کشت در داخل آنها، جهت استریل کردن بداخل اتوکلاو بمدت 15 دقیقه در دمای 121 درجه سانتی­گراد و فشار 2/1 اتمسفر منتقل شدند. سپس در زیر دستگاه هود استریل ریزنمونه­های GF677 ضدعفونی شده و بر روی سطح محیط کشت از قرار سه ریز نمونه در داخل هر ارلن قرار داده شدند. ظروف کشت بداخل فیتوترون (اتاقک رشد) با شرایط دمای 2±25 درجه سانتی­گراد، شدت نور 5000 لوکس و دوره نوری 16 ساعت روشنایی و هشت ساعت تاریکی منتقل گردیدند. گیاهچه­ها حدود ده روز پس از کشت از محل میانگره­ها شروع به رشد نموده و با گذشت زمان تعداد و اندازه آنها افزایش یافت و هر سه هفته (21 روز) نسبت به واکشت ریزنمونه­ها در محیط تازه اقدام گردید. حدود 6 - 5 هفته پس از واکشت نسبت به اندازه­گیری صفاتی از قبیل تعداد برگ، شاخه جانبی و ریشه و همچنین طول ریشه و ساقه اقدام گردید. گیاهچه­های ریشه­دار شده که دارای وضعیت رشدی مناسبی بودند از محیط کشت خارج و پس از شستن ریشه­ها و حذف کامل آگار از محیط اطراف ریشه، برای ادامۀ رشد و گذراندن مرحلۀ سازگاری به گلدان منتقل شدند. نتایج آزمایش با استفاده از نرم­ افزار آماری SAS تجزیه و تحلیل گردید. مقایسه­ میانگین­ها نیز با استفاده از آزمون دانکن در سطح احتمال پنج درصد انجام شد.

 

جدول 1- مقدار عناصر کم‌مصرف، پرمصرف، ویتامین‌ها و ساکارز (میلی­گرم در لیتر) در سه محیط کشت مورد مطالعه

ترکیبات

محیط کشت

MS

DKW

WPM

NH4NO3

1650

1416

400

KNO3

1900

-

-

Ca(NO3)2.4H2O

-

1968

556

CaCl2.2H2O

440

149

96

K2SO4

-

1559

990

MgSO4.7H2O

370

740

370

KH2PO4

170

265

170

MnSO4.4H2O

3/22

5/33

3/22

Na2MoO4.2H2O

25/0

39/0

25/0

ZnSO4.7H2O

6/8

-

6/8

Zn(NO3)2.6H2O

-

17

-

KI

83/0

-

-

H3BO3

2/6

8/4

2/6

CuSO4.5H2O

025/0

25/0

25/0

CoCl.6H2O

25/0

-

-

NiSO4.6H2O

-

005/0

-

FeSO4.7H2O

8/27

8/33

8/27

Na2EDTA.2H2O

3/37

4/45

3/37

Myo-inositol

100

100

100

Thiamin-HCL

1/0

2

1

Nicotinic acid

5/0

1

5/0

Pyridoxine-HCL

5/0

-

5/0

Glycine

2

2

2

Glutamine

-

-

2

Sucrose

30000

30000

30000

MS, Murashige and Skoog (1969); DKW, Driver and Kuniyuki walnut medium (1984); WPM, Woody plant medium (Lloyd and McCown, 1980 (

 

نتایج و بحث

نتایج تجزیه واریانس در جدول 2 نشان داده شده است. همانگونه که در این جدول مشاهده می­گردد هورمون و محیط کشت تأثیر معنی­داری در سطح احتمال 1% بر تمامی صفات مورد مطالعه دارند. در این مطالعه همچنین اثر متقابل و معنی­داری بین هورمون و محیط کشت در سطح احتمال 5% برای صفت تعداد ریشه و در سطح 1% برای بقیه صفات مشاهده می­گردد.

 

 

جدول2- نتایج تجزیه واریانس اثرات محیط کشت و هورمون بر تعداد برگ، شاخه جانبی و ریشه، طول ساقه و ریشه در پایه GF677

منابع تغییرات

درجه آزادی

میانگین مربعات

تعداد برگ

طول ساقه

تعداد شاخه جانبی

تعداد ریشه

طول ریشه

محیط کشت

2

**89/212

**96/480

**20/25

**01/3

**52/82

هورمون

8

**07/261

**77/213

**63/44

**79/11

**94/164

محیط کشت × هورمون

16

**99/81

**02/80

**18/11

*94/1

**18/77

خطای آزمایش

80

13/10

21/6

77/0

194/0

17/19

ضریب تغییرات (درصد)

63/3

41/2

17/18

34/2

34/10

* و **: به‌ترتیب معنی‌دار در سطح 05/0 و 01/0

 

حدود 10 روز پس از استقرار ریز نمونه­ها روی محیط­های کشت، اختلاف در رشد اندام­های رویشی با توجه به نوع محیط کشت مورد استفاده مشهود بود. نمونه­های مستقر شده روی محیط کشت DKW دارای رشد بسیار بطئ و کند بودند، در صورتی­که نمونه­های کشت شده در دو محیط دیگر از وضعیت رشدی مناسبی برخوردار بودند. برگ­ها پس از رشد، ظاهری کشیده و نسبتاً باریک داشتند و پهنک آنها با کمی قوس بسمت داخل حالت ناودانی شکل بخود گرفته بودند. رنگ آنها در محیط کشت WPM بصورت سبز تیره و در محیط MS سبز روشن بود، بگونه­ای که رنگ پریدگی و نهایتاً نکروزه شدن در محیطMS  در صورت تأخیر در واکشت نسبت به محیط WPM  سریعتر بوقوع می‌پیوندد.  

در این تحقیق ریز نمونه­های کشت شده روی محیط DKW برای تمام صفات مورد مطالعه پاسخ ضعیف­تری نسبت به دو محیط دیگر نشان دادند. تعداد برگ، طول ساقه و تعداد شاخه جانبی تشکیل شده در این محیط نسبت به محیط MS بترتیب 9/71 ، 8/68 و 7/71 درصد کاهش و نسبت به محیط کشت WPM برای صفات ذکر شده بترتیب 4/70 ، 6/66 و 9/73 درصد کاهش نشان داد (جدول 3).

 

جدول 3- مقایسه میانگین اثر محیط کشت بر تعداد برگ، شاخه جانبی و ریشه، طول ساقه و ریشه در پایه GF677

محیط کشت

تعداد برگ

طول ساقه

(میلی­متر)

تعداد شاخه جانبی

تعداد ریشه

طول ریشه

(میلی­متر)

WPM

 a99/6

a 12/11

a 19/2

a 88/0

ab 64/2

MS

a 64/6

a 39/10

a 38/2

b 58/0

a 96/3

DKW

b 96/1

b 47/3

b 62/0

c 22/0

b 53/0

میانگین‌های دارای حداقل یک حرف مشترک بر اساس آزمون چند دامنه‌ای دانکن در سطح احتمال 5% تفاوت معنی‏داری ندارند.

 

البته بین دو محیط MS و WPM برای صفات تعداد برگ، طول ساقه و تعداد شاخه جانبی اختلاف معنی­داری مشاهده نگردید اما پاسخ گیاهچه­ها به صفات مرتبط با ریشه در این دو محیط متفاوت بود. در محیط کشت MS تعداد ریشه تولید شده بیشتر بود، در صورتی­که در محیط کشت WPM طول ریشه­ها بزرگتر بودند.

بین محیط کشت­های DKW، MS و  WPMتفاوت­هایی از نظر نوع و مقدار بعضی عناصر و ترکیبات کم مصرف و پرمصرف وجود دارد و اختلاف در پاسخ به عملکرد کشت درون شیشه­ای پایه رویشی GF677 در محیط­های مورد مطالعه در این تحقیق ناشی از همین تفاوت­ها می­باشد. در دو محیط کشتWPM  و DKW در مقایسه با محیطMS  نیترات پتاسیم حذف و سولفات پتاسیم جایگزین شده، ضمن اینکه مقدار یون سولفات در محیط WPM و DKW بترتیب 4/4 و 2/7 برابر بیشتر از مقدار آن در محیط MS می­باشد (جدول 3). از تفاوت­های دیگر سه محیط کشت مورد مطالعه مقادیر نیترات و آمونیم آنها بوده که بعنوان منبع اصلی تأمین نیتروژن به محیط کشت اضافه می­گردد. اگرچه نسبت نیترات به آمونیم در سه محیط تقریباً برابر است اما مقادیر آنها در محیط­های مختلف با یکدیگر متفاوت بوده، بگونه­ای که مقدار نیترات در محیط MS نسبت به محیط­WPM  و DKW بترتیب 83/3 و 14/1 برابر و مقدار آمونیم آن نسبت به این دو محیط بترتیب 12/4 و 17/1 برابر بیشتر می­باشد (جدول 1).

Shanjani (27) گزارش کرد که نیترات و آمونیم منبع اصلی نیتروژن در محیط کشت است ولی نیترات بدلیل سهولت در جذب و غیر سمی بودن نسبت به آمونیم منبع بهتری از نیتروژن می­باشد.

با توجه به اینکه محیط کشت­های مختلف از نظر نوع و غلظت بعضی از املاح و ترکیبات با یکدیگر متفاوت می باشند، بنابراین رشد و نمو ریز نمونه­های مستقر شده روی این محیط­ها با یکدیگر متفاوت بوده که با شناخت این تفاوت­ها می‌توان محیط مطلوب برای هدف مورد نظر را شناسایی کرد.

نتایج حاصل از پژوهش مهدویان و همکاران (1) روی تأثیر سه نوع محیط کشت بر ریز ازدیادی پایه رویشی محلب نشان داد که درصد شاخسارهای ریشه­دار شده در محیط کشت DKW نسبت به محیط کشت MS با مقدار مشابه هورمون، 25% بیشتر از مقدار بدست آمده در محیط کشت MS است. این برتری برای صفت تعداد شاخه­های جانبی در محیط کشت DKW نیز مشاهده شد، بگونه­ای که تعداد شاخه در این محیط 6/1 برابر بیشتر از تعداد بدست آمده در محیط MS بود. 

در پژوهش دیگری تأثیر دو محیط کشت MS و LP که از نظر مقدار کلسیم و کلرید با یکدیگر تفاوت داشتند برای ساقه­زایی پایه رویشی GF677 مورد استفاده قرار گرفت و نتایج اختلاف معنی­داری را بین دو محیط نشان داد، به‌طوری‌که در محیط LP درصد ساقه­زایی 85/29 بود، در صورتی­که این مقدار در محیط MS برابر 88/20 بدست آمد (10).     

نتایج حاصل از مطالعات Fotopoulos و Sotiropoulos (7) بر روی تأثیر دو محیط کشت MS و MS½  بر ریشه­زایی گیاهچه­های هیبرید حاصل از هلو و بادام نشان داد که اختلاف معنی­داری بین دو محیط برای بیشتر صفات مرتبط با ریشه‌زایی وجود دارد، بگونه­ای که میانگین وزن خشک ریشه در محیط MS½ حدود 63 درصد بیشتر از  وزن خشک ریشه­های تولید شده در محیط کشت MS بود. این محققان گزارش کردند بدلیل تأثیر غلظت املاح محیط کشت بر بعضی خصوصیات گیاهچه­ها در شرایط درون شیشه­ای، استفاده از بعضی محیط­های کشت از جمله MS با  ½ غلظت استاندارد (MS½) برای ریشه زایی مفید می‌باشد.

کمالی و همکاران (11) تأثیر دو محیط کشت MS و Knop را روی تکثیر و قدرت جوانه زنی GF677 مورد مطالعه قرار دادند. نتایج نشان داد که اختلاف معنی­داری بین دو محیط برای صفات مورد مطالعه وجود دارد. این محققان برتری محیط کشت  Knopدر مقایسه با محیط کشت MS را برای تکثیر جوانه و طویل شدن آنها در تیمارهای متناظر از نظر نوع و غلظت هورمون گزارش کردند. 

Rehman و همکاران (25) برای استقرار، شاخه­زایی و ریشه­زایی گلابی از سه محیط کشت MS، ­MS‪½ و WPM استفاده کردند. نتایج نشان داد که محیط کشت WPM از نظر صفات درصد شاخه­زایی، تعداد و طول ساقه نسبت به سایر محیط کشت­های مورد مطالعه برتری داشت. در حالیکه بیشترین ریشه­زایی در محیط کشت ­MS‪½ حاصل شد.

علاوه بر تأثیر محیط کشت بر عملکرد صفات مرتبط با ریز ازدیادی در پایه رویشی GF677، هورمون­ها نیز بعنوان فاکتور مهم دیگری در تحریک سلول، تشکیل و تکثیر جوانه­ها و همچنین القاء ریشه­زایی و رشد آنها تأثیر­گذار می­باشند.

در این تحقیق بیشترین تعداد برگ از ریز نمونه­های تیمار شده با غلظت­های یک و 5/0 میلی­گرم در لیتر BAP بدون حضور NAA بدست آمد (جدول 4). ترکیب هر مقدار از هورمون NAA با BAP موجب کاهش این صفت می­شود، به‌طوری‌که ترکیب 5/0 میلی­گرم در لیتر NAA با همین مقدار BAP تعداد برگ در هر ریز نمونه را 7/74 درصد نسبت به کاربرد BAP به‌تنهایی کاهش داد. در این آزمایش کمترین تعداد برگ با میانگین 77/3 عدد برای هر ریز نمونه از دو ترکیب 5/0 و یک میلی­گرم در لیتر BAP با یک میلی­گرم در لیتر NAA بدست آمد.

 

 

جدول 4- مقایسه میانگین اثر هورمون بر تعداد برگ، شاخه جانبی و ریشه، طول ساقه و ریشه در پایه GF677

هورمون

(میلی­گرم در لیتر)

تعداد برگ

طول ساقه

(میلی­متر)

تعداد شاخه جانبی

تعداد ریشه

طول ریشه

(میلی­متر)

شاهد (بدون هورمون)

b 79/3

c 22/8

 de57/0

 c46/0

 b82/6

0 BAP+0.5NAA

b 54/2

 c89/6

e31/0

a 42/3

 a01/12

0 BAP +1NAA

b 17/2

 c22/6

e 28/0

b 16/1

 c49/2

0.5 BAP +0NAA

a 58/14

 b46/14

b 79/4

c 0

 c0

0.5 BAP +0.5NAA

b 72/3

 c22/8

c 71/1

c 0

 c0

0.5 BAP +1NAA

b 26/1

 d81/2

e 19/0

c 0

 c0

1 BAP +0NAA

a 55/14

 a54/17

a 21/6

c 0

 c0

1 BAP +0.5NAA

b 97/2

 c22/7

dc 30/1

c 0

 c0

1 BAP +1NAA

b 26/1

 d92/2

e 23/0

c 0

 c0

میانگین­های دارای حداقل یک حرف مشترک بر اساس آزمون چند دامنه­ای دانکن در سطح احتمال 5% تفاوت معنی‏داری ندارند.

 

در این تحقیق واکنش ریز نمونه­ها به کاربرد هورمون­ها و غلظت­های مختلف آنها برای صفت طول ساقه و تعداد شاخه­های جانبی تقریبا مشابه با رفتار ریز نمونه­ها برای صفت تعداد برگ بود و بهترین پاسخ از کاربرد هورمون BAP به‌تنهایی بدست آمد، با این تفاوت که برای این صفات افزایش هورمون BAP از 5/0 به یک میلی­گرم در لیتر مقادیر این صفات را بطور معنی­داری افزایش داد.

مقایسه مقادیر بدست آمده از تیمار شاهد برای صفات ذکر شده در مقایسه با مقادیر حاصل از  تیمارهایی که از هورمون NAA (به‌تنهایی یا در ترکیب با هورمون BAP)‌ استفاده شده نشان از برتری تیمار شاهد در تمامی حالات داشت. بطور مثال برای صفت طول ساقه، میانگین مقدار تیمار شاهد 22/8 میلی­متر است ولی در صورت افزودن یک میلی­گرم NAA و 5/0 میلی­گرم در لیتر BAP به محیط کشت مقدار این صفت 8/65 درصد کاهش و در صورت افزایش یک میلی­گرمNAA  با یک میلی­گرم در لیتر BAP عملکرد این صفت 5/64 درصد کاهش می­یابد (جدول 4).

در ارتباط با نقش هورمون­ها بر باززایی گیاهان جنس پرونوس گزارشهای زیادی منتشر شده است. در بیشتر تحقیقات برای پرآوری و شاخه­زایی این گیاهان از هورمون­های گروه سیتوکنین در محیط کشت استفاده شده است. Sotiropoulos و Fotopoulos (28) تأثیر غلظت­های مختلف دو هورمون BAP (08/0و 28/0 میکرومول) و َْGA3 (صفر ، 028/0 ، 28/0و 8/2 میکرومول) را در محیط کشت MS بر طول گیاهچه یک نوع از هیبرید هلو × بادام مورد مطالعه قرار دادند. نتایج این محققان نشان داد که بهترین پاسخ برای این صفت از ترکیب 08/0 میکرومول BAP با 028/0 میکرومول GA3 در محیط کشت بدست می­آید. در این گزارش استفاده از غلظت­های بالای هورمون GA3 تأثیر منفی بر کیفیت جوانه­ها نشان داد، به‌طوری‌که بعضی از برگ­های تولید شده در قسمت پایین رنگ پریده شده و برخی علائم شیشه­ای شدن را بروز می دهند. George  (8) گزارش کرد که در صورت استفاده از غلظت­های بالای سیتوکینین برای تکثیر درون شیشه­ای گیاهان، گیاهچه­های حاصل بیش از حد معمول متورم شده و در برخی موارد برگ­ها بشکل غیر طبیعی ظاهر می­شوند. در پژوهش دیگری Loreti و همکاران (15) گزارش کردند که استفاده از هورمون­هایBAP  و GA3 بترتیب با غلظت­های 8/0 و 24/0 در محیط کشت بر بهبود کیفیت و افزایش طول جوانه­های پایه رویشی هلو بنام PSB2 تأثیرگذار می­باشد.

Ruzic و Vujovic (26) در مطالعه چهار نوع سیتوکنین مختلف شامل BAP ، TDZ، 2ip و کینیتین بر ریز­ازدیادی گیلاس رقم Laines نشان دادند که BAP بهترین هورمون برای فاز تکثیر و پرآوری می­باشد. در تحقیقی مهدویان و همکاران (1) تأثیر BAP را در شکستن غالبیت انتهایی و تحریک رشد شاخساره­های جدید بیان کردند، بگونه­ای که افزایش غلظت این هورمون در محیط کشت باعث تولید شاخساره­های بیشتری ­شدند. این محققان وجود هورمون BAP در محیط را بعنوان عامل مانع‌شونده تولید ریشه در پایه رویشی محلب ذکر کردند.

Nazary   Moghaddam    و    Yadollahi   (20)   برای

ریزازدیادی پایه رویشی GF677 از غلظت­های مختلف BAP (0، 1/0، 6/0، 1، 5/1 و 2 میلی­گرم در لیتر) استفاده کردند. این محققان بیشترین تعداد و طول ساقه را در شرایط استفاده از یک میلی­گرم در لیتر BAP ذکر کردند.

Karimpour و همکاران (12) گزارش کردند که در شرایط درون شیشه­ای، افزایش غلظت سیتوکینین باعث افزایش شاخه‌زایی در ارقام مختلف گلابی می­شود.   

در تحقیق حاضر بهترین نتیجه برای صفات تعداد و طول ریشه از کاربرد 5/0 میلی­گرم در لیترNAA  و بدون استفاده از هورمون BAP بدست آمد (جدول 4). در این تیمار تعداد ریشه در هر ریز نمونه 71/1 عدد با میانگین طول 01/12 میلی­متر بود. در صورت افزایش غلظت هورمون NAA در این تیمار به یک میلی­گرم در لیتر تعداد ریشه و طول ریشه بترتیب 1/66 و 2/43 درصد کاهش می­یابد. برای این صفات پاسخ محیط بدون هورمون (شاهد) بهتر از تمامی محیط کشت­هایی بود که به آن هورمون BAP به‌تنهایی یا در ترکیب با هورمون NAA استفاده شده بود. بعبارت دیگر، وجود هورمون BAP در محیط کشت مانع تولید ریشه در گیاهچه می­گردد. در محیط شاهد، میانگین تعداد ریشه 23/0 عدد و طول آنها 49/2 میلی­متر بود.  

 در ریز­ازدیادی، ریشه­دار کردن ریز نمونه­ها اغلب با چالش مواجه بوده و نرخمیزان آن پایین می­باشد. بدین ترتیب اعمال تیمارهای هورمونی مخصوصا اکسین­ها برای القاء ریشه­زایی در گیاهچه­های درون شیشه­ای بطریقی که تعداد ریشه کافی با اندازه مناسب و بدون تشکیل کالوس تولید کنند و پس از استقرار در خاک توانایی خوب داشته باشند دارای اهمیت می­باشد (9).

استفاده از اکسین­های مختلف و با غلظت­های متفاوت در شرایط درون شیشه­ای برای تحریک گیاهچه به ریشه­زایی در GF677 مورد استفاده قرار گرفته و پاسخ­های متنوعی گزارش شده است. Ahmad و همکاران (2) از سه هورمونIBA ، NAA  و IAA برای ریشه­زایی جوانه­های GF677 استفاده نمودند و بهترین پاسخ را در استفاده از هورمون IBA گزارش کردند. در تحقیق دیگری Nissen و Sutter (21) از دو هورمون IAA و IBA برای ریشه­زایی استفاده کردند و پاسخ ضعیف­تر هورمون IAA در مقایسه با IBA را بسرعت بیشتر اکسیداسیون فتوشیمیایی و یا آنزیماتیک هورمون IAA در مقایسه با IBA نسبت دادند. Vaez و Salehi (33) تأثیر غلظت­های مختلف IBA و NAA را بر ریشه­زایی هیبرید GF677 مطالعه نمودند و بهترین پاسخ را برای تعداد و طول ریشه از کاربرد 5/0 میلی­گرم در لیتر IBA گزارش نمودندکردند. 

در جدول 5 نتایج اثر متقابل محیط کشت در هورمون نشان داده شده است.

 

 

جدول 5- مقایسه میانگین اثر متقابل محیط کشت × هورمون بر تعداد شاخه جانبی و ریشه، طول ساقه و ریشه در پایه GF677

محیط کشت

هورمون

(میلی­گرم در لیتر)

طول ساقه

(میلی­متر)

تعداد شاخه جانبی

تعداد ریشه

طول ریشه

(میلی­متر)

WPM

شاهد (بدون هورمون)

 defg10/9

 f71/0

 d0

c0

0 BAP+0.5NAA

  def86/9

 f29/0

 a81/5

 a24/22

0 BAP +1NAA

 defghi81/7

 f19/0

 b19/2

 bc52/1

0.5 BAP +0NAA

  b95/16

 c52/4

 d0

 c0

0.5 BAP +0.5NAA

 cd10/11

 d95/2

 d0

 c0

0.5 BAP +1NAA

 hijk76/3

 f43/0

 d0

 c0

1 BAP +0NAA

 a10/28

 a14/9

 d0

 c0

1 BAP +0.5NAA

cde 48/10

def 52/1

 d0

 c0

1 BAP +1NAA

ijk 95/2

f 0

 d0

 c0

MS

شاهد (بدون هورمون)

bc 67/14

ef 00/1

 c43/1

 a48/20

0 BAP+0.5NAA

efghij 71/5

f 33/0

 b48/2

 b29/9

0 BAP +1NAA

defghi 48/7

f 19/0

 c33/1

 bc95/5

0.5 BAP +0NAA

 a43/26

 a86/9

 d0

 c0

0.5 BAP +0.5NAA

fghij 24/5

f 71/0

 d0

 c0

0.5 BAP +1NAA

 ghijk 67/4

f 14/0

 d0

 c0

1 BAP +0NAA

 b62/17

b10/7

 d0

 c0

1 BAP +0.5NAA

efghij 95/5

def 43/1

 d0

 c0

1 BAP +1NAA

efghij 81/5

f 71/0

 d0

 c0

DKW

شاهد (بدون هورمون)

 jk33/2

f0

 d0

 c0

0 BAP+0.5NAA

fghij 10/5

f 33/0

 bc00/2

 bc52/4

0 BAP +1NAA

 ijk38/3

 f48/0

 d0

 c0

0.5 BAP +0NAA

 k0

f0

 d0

 c0

0.5 BAP +0.5NAA

defgh 33/8

def 48/1

 d0

 c0

0.5 BAP +1NAA

 k0

f0

 d0

 c0

1 BAP +0NAA

 defghij90/6

de40/2

 d0

 c0

1 BAP +0.5NAA

fghij 24/5

ef 95/0

 d0

 c0

1 BAP +1NAA

 k0

f0

 d0

 c0

میانگین­های دارای حداقل یک حرف مشترک بر اساس آزمون چند دامنه­ای دانکن در سطح احتمال 5% تفاوت معنی‏داری ندارند.

 

همانگونه که در این جدول مشاهده می گردد بهترین پاسخ برای صفات تعداد برگ (شکل 1)، طول ساقه و تعداد شاخه جانبی در محیط WPM با استفاده از هورمون BAP در غلظت یک میلی­گرم در لیتر و بدون استفاده از هورمون NAA بدست آمد. باززایی پایه رویشی GF677 در مرحله­ ساقه‌زایی و ریشه­زایی در شکل 2 نشان داده شده است. در این تیمار هورمونی برای صفات ذکر شده، محیط کشت MS پاسخ مطلوبی نشان نداد، بطوریکه تعداد برگ و طول ساقه در این محیط نسبت به محیط WPM بترتیب 41 درصد و 3/37 درصد کمتر بود. برای این صفات (تعداد برگ، طول ساقه، تعداد شاخه جانبی) بالاترین عملکرد در محیط MS، با استفاده از هورمون BAP در غلظت 5/0 میلی­گرم در لیتر و بدون حضور هورمون NAA بدست آمد. گیاهچه­های تولید شده در محیط کشت DKW اگر چه پاسخ ضعیف­تری برای صفات تعداد برگ، طول ساقه و تعداد شاخه جانبی نسبت به دو محیط کشت دیگر نشان دادند اما واکنش آنها به غلظت­های مختلف هورمونی در این محیط مشابه واکنش گیاهچه­های کشت شده در محیط WPM بود و بالاترین مقادیر از تیمار هورمونی یک میلی­گرم در لیتر هورمون BAP بدون مشارکت هورمون NAA بدست آمد.

 

 

 

 

شکل 1 – نمودار اثر متقابل محیط کشت در هورمون بر تعداد برگ در پایه رویشی GF677

 

 

 

 

  

شکل 2- باززایی پایه رویشی GF677 در مرحله ساقه­زایی (سمت راست) و ریشه­زایی (سمت چپ) 

 

همانگونه که در جدول 5 مشاهده می­گردد واکنش گیاهچه­ها به صفات مرتبط با ریشه در محیط کشت­های مختلف با توجه به نوع هورمون مورد استفاده متفاوت می باشد. بالاترین میانگین طول ریشه در محیط WPM از کاربرد NAA با غلظت 5/0 میلی­گرم در لیتر و بدون استفاده از هورمون BAP بدست آمد، در صورتیکه در محیط کشت MS بالاترین عملکرد برای این صفت از تیمار یک میلی­گرم در لیتر NAA بدست آمد. در این تحقیق اگرچه برای صفات مرتبط با اندام­های هوایی، گیاهچه­های کشت شده روی محیط MS نسبت به دو محیط دیگر پاسخ مناسب­تری نشان دادند اما گیاهچه­ها در محیط کشت WPM از نظر ریشه دارای وضعیت مطلوبتری می­باشند. بنابراین بنظر می­رسد رشد بهتر اندام­های هوایی در محیط کشت MS بدلیل وجود مقادیر بالای نیتروژن بویژه نیترات موجود در محیط MS باشد که مقدار آن تقریباً چهار برابر محیط WPM است. در تحقیق حاضر گیاهچه­های ریشه­دار شده که دارای وضعیت رشدی مناسبی بودند، جهت ادامۀ رشد و گذراندن مرحلۀ سازگاری به گلدان منتقل ­شدند (شکل 3).

 Hasanو همکاران (10) تأثیر دو محیط کشت LP و MS را در ترکیب با غلظت­های مختلف دو هورمون BAP و NAA بر درصد باززایی، تعداد جوانه و طول جوانه در ریز نمونه­های باززایی شده در GF677 مورد مطالعه قرار دادند و اثر متقابل معنی­داری بین محیط کشت و هورمون­های رشد برای صفات مورد مطالعه گزارش شد.

  

شکل 3- پایه رویشی GF677 حاصل از کشت درون شیشه­ای  

در گزارش این محققان طول گیاهچه­های باززایی شده در محیط MS محتوای 5/2 میلی­گرم در لیتر BAP و 75/0 میلی­گرم در لیتر NAA بزرگتر از گیاهچه های کشت شده در محیط کشت LP با ترکیبات مشابه هورمونی بود. بعکس برای این صفت پاسخ گیاهچه­هایی که در محیط LP با 5/1 میلی­گرم در لیتر BAP و 25/0 میلی­گرم  NAA کشت شده بودند بهتر از گیاهچه­های کشت شده در محیط MS با ترکیبات مشابه هورمونی بود. در این تحقیق همچنین درصد شاخه­­زایی در محیط  LP محتوای 2 میلی­گرم در لیتر BAP و 75/0 میلی­گرم NAA برابر 55% بود که این مقدار در محیط MS  با مقادیر مشابه هورمون برابر 40% بود.

1- مهدویان م.، بوذری ن. و عبداللهی ح. 1389. اثر محیط کشت و تنظیم کننده­های رشد بر پرآوری و ریشه­زایی پایة رویشی محلب (سنت لوسی 64). مجله به نژادی نهال و بذر. 26 (1): 26-15.

 

2. Ahmad T, Rahman H, Ahmad MS, and Laghari MH. 2003. Effect of culture media and growth regulators on micropropagation of peach rootstock GF 677. Pak. J. Bot. 35 (3): 331-338.

3. Andreu P, and Marin JA. 2004. Micropropagation enhances in vitro establishment and multiplication of new cultivars from field grown plants of Adesoto 101 (Prunus insititia) rootstock. Acta Horticulturae, 658: 605–609.

4. Antonopoulou C, Dimassi K, Therios I, Chatzissavvidis C, and Tsirakoglou V. 2005. Inhibitory effects of riboflavin (vitamin B2) on the in vitro rooting and nutrient concentration of explants of peach rootstock GF677 (Prunus amygdalus × P. persica).  Scientia Horticulturae, 106: 268-272.

5. Dobránszki J, and Teixeira JA. 2010. Micropropagation of apple- A review. Biotechnology Advances, 28: 462-488.

6. Driver JA, and Kuniyuki AM. 1984. In vitro propagation of Paradox walnut rootstock. Horticultural Science, 19 (4): 507–509.

7. Fotopoulos S, and Sotiropoulos TE. 2005. In vitro rooting of PR 204/84 rootstock (Prunus persica × P. amygdalus) as influenced by mineral concentration of the culture medium and exposure to darkness for a period. Agronomy Research, 3(1): 3–8.

8. George EF. 1996: Plant propagation by tissue culture: in Practice. Exegetics Ltd. London, 447–470.

9. Hartmann HT, Kester DE, Davies FT, and Geneve RL. 1997. Plant propagation principles and practices. Englewood Cliffs, NJ: Prentice Hall. pp. 770.

10. Hasan SZ, Ahmad T, Hafiz IA and Hussain A. 2010. Direct plant regeneration from leaves of Prunus rootstock GF-677 (Prunus amygdalus × P. persica). Pakistan Journal of Botany, 42 (6): 3817-3830.

11. Kamali K, Majidi E, and Zarghami R. 2006. Micropropagation of GF677 rootstocks (Prunus amygdalus×P. persica). Plant Genetic and Breeding. 56: 175-177.

12. Karimpour S, Davarynejad GH, Bagheri A, and Tehranifar A. 2013. In vitro establishment and clonal propagation of Sebri pear cultivar. J. Agr. Sci. Tech., 15: 1209-1217.

13. Kornova K, and Popov S. 2010. Effect of growth regulators for ex vitro rooting during adaptation of in vitro propagated plants to non-sterile condition. General and Applied Plant Physiology,  36 (1–2): 69–72.

14. Lloyd G, and Mc Cown B. 1981. Commercially feasible micropropagation of mountain laurel, Kalmia latifolia, by the use of shoot tip culture. Proccedings of Plant Propagation Society, 30: 421-427.

15. Loreti F, Muleo R and Morini S. 1990: Effect of light quality on growth of in vitro cultured organs and tissues. Comb. Proc. Int. Pl. Prop. Soc. 40, 615–623.

16. Marini RP, and Reighard GL. 2008. Crop load management. The Peach: Botany, Production and Uses. CAB International. (eds Layne D.R. and Bassi D.). Pp: 289-302.

17. Massai R, and Loreti F. 2004. Preliminary observations on nine peach rootstocks grown in a replant soil. Acta Horticulturae, 658: 185–192.

18. Matt, A and Johannes AJ. 2005; In vitro plant regeneration from leaves and internodes sections of sweet cherry cultivars (Prunus avium L.). Plant Cell Reports 24(8):468-476.

19. Murashige T, and Skoog F. 1962. A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiolgia Plantarum, 15: 473-497.

20. Nazary Moghaddam R, and Yadollahi A. 2012. Micropropagation of GF 677 rootstock. Journal of Agricultural Science. 4 (5): 131-138.

21. Nissen SJ, and Sutter EG. 1990. Stability of IAA and IBA in nutrient medium of several tissue culture  procedures. Horticultural Science, 25: 800-802.

22. Oukabli A, Mekaoui A, Lahlou M, and Bari A. 2007. Selection de porte-greffes damandier tolerant a la secheres se (Al-Awamia). CRRA-Meknes.

23. Pinochet J, Fernandez C, Cunill M, Torrents J, Felipe A, Lopez MM, Lastra B, and Penyalver R. 2002. Response of new interspecific hybrids for peach to root-knot and lesion nematodes, and crown gall. Acta Horticulturae, 592: 707–716.

24. Reighard GL, and Loreti F. 2008. Rootstock development. The Peach: Botany, Production and Uses. CAB International. (eds Layne D.R. and Bassi D.). Pp: 193-220.

25. Rehman HU, Gill MIS, Dhillon WS, and Bedi S. 2014. Micropropagation of Pathernakh (Pyrus pyrifolia (Burm F.) Nakai) pear using explants obtained from forced cuttings. International Journal of Agricultural Sciences and Veterinary Medicine. 2 (2): 54-65.

26. Ruzič DV, and Vujovič TI. 2008. The effects of cytokinin types and their concentration on in vitro multiplication of sweet cherry cv. Lapins (Prunus avium L.) Horticultural Science, 35: 12-21.

27. Shanjani PS. 2003. Nitrogen effects on callus induction and plant regeneration of Juniperus excelsa. Int. J. Agri. Biol., 5: 419-422.

28. Sotiropoulos TE, and Fotopoulos S. 2005. In vitro propagation of the PR 204/84 peach rootstock (Prunus persica × P. amygdalus): The effect of BAP, GA3, and activated charcoal on shoot elongation. Europ.J.Hort.Sci., 70 (5): 253–255.

29. Syrgiannidis GD. 1985. Control of iron chlorosis  and replant diseases in peach by using the GF677 rootstock. Agricultural Research, 9: 337-345.

30. Tabachnick L, and Kester DE. 1977. Shoot culture for almond and almond×peach hybrid clones in vitro. Horticultural Science, 12 (6): 545-547.

31. Taha NM, and Mohamed AI. 2011. Morphological and anatomical evaluation of a new five stone fruit rootstocks. Journal of American Science, 7(3): 135.

32. Tsipouridis C, Thomidis T and Elena K. 2005. Effect of peach cultivars, rootstocks and phytophthora on iron chlorosis. World Journal of Agricultural Sciences, 1 (2): 137-142.

33. Vaez B and Salehi Z. 2006. In vitro rooting of hybrid GF677 (Prunus dulcis×P. persica). Acta Horticulturae (ISHS), 726: 171-178.

34. Zarrouk O, Aparicio J, Gogorcena Y, and Moreno MA. 2006. Graft compatibility for new peach rootstocks in nursery. Acta Horticulturae, 713: 327–329.