نوع مقاله: مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 فارغ التحصیل کارشناسی ارشد دانشگاه گرگان

2 استادیار دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی گرگان

چکیده

جهت انجام هرگونه کار اصلاحی بر روی بذر، تعیین میزان قابلیت حیات آن از طریق انجام آزمون-های جوانه‌زنی دارای اهمیت فراوانی است. آزمون‌های بیوشیمیایی به صورت کلی روش‌های سریع-تری برای ارزیابی زنده بودن نمونه‌های بذری و به طور اختصاصی برای ارزیابی بذرهای غیرقابل جوانه‌زنی که به نظر می‌رسد خواب باشند، از طریق سنجش بافت‌های ضعیف یا مرده ارائه می‌کنند. آزمون تترازولیوم از معمول‌ترین آزمون‌های یاد شده است. تحقیق حاضر با هدف بهینه‌سازی شرایط آزمون تترازولیوم شامل غلظت محلول، دما و مدت زمان نگهداری بذور در محلول برای گونه راش شرقی انجام پذیرفت. آزمایش به صورت فاکتوریل در قالب طرح کاملأ تصادفی با 3 تکرار، انجام گرفت. نتایج نشان داد فاکتورهای مورد بررسی باعث ایجاد تغییرات معناداری در درصد رنگ‌پذیری بذور می‌شوند. برای تعیین بهترین شرایط آزمون تترازولیوم نتایج این آزمون با نتایج حاصل از آزمون کشت جنین (در محیط کشتMS) مقایسه شد. تیمار خیساندن بذور به مدت 18 ساعت و دمای 30 درجه سانتی‌گراد در محلول 5/0 درصد تترازولیوم با بیشترین شباهت به نتایج آزمون کشت جنین، تیمار مناسب جهت آزمون جوانه‌زنی با استفاده از محلول تترازولیوم انتخاب شد.

کلیدواژه‌ها

موضوعات

عنوان مقاله [English]

Standardization if the tetrazolium test in East Beech

نویسندگان [English]

  • shadi mirzavandiani 1
  • Vahideh Payam noor 2

2 Assistant Prof., Gorgan university of Agricultural Sciences and Natutal Resources

چکیده [English]

To perform any breeding work on seed, determination of its life ability amount via germination test is very important. In general, biotechnical tests present rapid methods for evaluating viability of seed samples and specificalty to assess non-germinable seeds which seems to be dormant through the measurement of weak or dead tissue. Tetrazolium test is the most common of these tests. This study aims to optimize Tetrazolium test conditions including concentration, temperature and storage time on seeds in Fagus orientalis. Factorial experiment was conducted in completely randomized design in three replications. the results of this experiment was compared with the obtained results from embryo culture test (in MS medium) for evaluating the best condition of tetrazolium. Soaking treatment of seeds for 18 h at 30°C in a solution of 0/5% Tetrazolium test results with the greatest similarity to embryos cultured was selected as suitable treatment for germination test using tetrazolium protocol in Fagus orientalis.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Tetrazolium
  • Fagus orientalis
  • Viability
  • seed

بهینه سازی دستورالعمل بکارگیری تترازولیوم در راش شرقی

شادی میرزاوندیانی* و وحیده پیام نور

گرگان، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی گرگان، دانشکده علوم جنگل، گروه جنگل­شناسی

تاریخ دریافت: 26/8/92                تاریخ پذیرش: 15/11/93 

چکیده

برای انجام هرگونه کار اصلاحی بر روی بذر، تعیین میزان قابلیت حیات آن از طریق انجام آزمون­های جوانه­زنی دارای اهمیت فراوانی است. آزمون­های بیوشیمیایی به صورت کلی روش­های سریع­تری برای ارزیابی زنده بودن نمونه­های بذری و به طور اختصاصی برای ارزیابی بذرهای غیرقابل جوانه­زنی که به نظر می­رسد خواب باشند، از طریق سنجش بافت­های ضعیف یا مرده ارائه می­کنند. آزمون تترازولیوم از معمول­ترین آزمون­های یادشده است. تحقیق حاضر با هدف بهینه­سازی شرایط آزمون تترازولیوم شامل غلظت محلول، دما و مدت زمان نگهداری بذور در محلول برای گونه راش شرقی انجام شد. آزمایش به صورت فاکتوریل در قالب طرح کاملاً تصادفی با 3 تکرار انجام شد. نتایج نشان داد فاکتورهای مورد بررسی باعث ایجاد تغییرات معناداری در درصد رنگ­پذیری بذور می­شوند. برای تعیین بهترین شرایط آزمون تترازولیوم نتایج این آزمون با نتایج حاصل از آزمون کشت جنین (در محیط کشتMS) مقایسه شد. تیمار خیس کردن بذور به مدت 18 ساعت و دمای 30 درجه سانتی­گراد در محلول 5/0 درصد تترازولیوم با بیشترین شباهت به نتایج آزمون کشت جنین، تیمار مناسب برای آزمون جوانه­زنی با استفاده از محلول تترازولیوم انتخاب شد.

واژه‌های کلیدی: تترازولیوم، راش شرقی، زنده­مانی

* نویسنده مسئول، تلفن: 09379115157، پست الکترونیکی: sh.mirzavandian89@yahoo.com

مقدمه 

 

نخستین قدم برای انجام هر گونه کار اصلاحی و همچنین شناسایی خصوصیات بذور ارزیابی قوه نامیه می­باشد که از طریق انجام آزمون­های جوانه­زنی انجام می‌شود (1). قوه نامیه، درصد یا سهمی از بذور زنده در مقدار معینی نمونه می­باشد (23) و نشان دهنده درجه زنده­ بودن بذر، فعالیت متابولیکی و دارا بودن آنزیم­هایی است که بتوانند واکنش­های متابولیکی لازم برای جوانه­زنی و رشد گیاهچه را آنالیز نمایند (1). اطلاعات حاصل از این آزمایش‌ها در زمینه­های مختلفی می­تواند مورد استفاده قرار گیرد. روش­های مختلفی برای تخمین قوه نامیه وجود دارد که می­توان به آزمون جوانه­زنی، آزمون­های بیوشیمیایی، روش X-REY و آزمون کشت جنین اشاره نمود. در این میان آزمون­های بیوشیمیایی روش­های سریع­تری برای ارزیابی زنده بودن نمونه­ها و به طور اختصاصی ارزیابی بذرهای غیرقابل جوانه­زنی که به نظر می­رسد خواب باشند، از طریق سنجش بافت­های ضعیف یا مرده ارائه می­کنند (3). آزمون تترازولیوم که از معمول­ترین آزمون­های یادشده است و به صورت گسترده برای تشخیص قوه نامیه بذرها استفاده می­شود، بر اساس واکنش تری فنیل تترازولیوم کلراید با هیدروژن حاصل از فعالیت آنزیم دهیدروژناز در بافت­های زنده به کار گرفته می­شود؛ این واکنش سبب می­شود تا رنگیزه‌ای نامحلول در آب به نام فرمازان در سلول­های زنده تشکیل و آنها را از بی­رنگی به رنگ قرمز درآورد اما سلول­های غیرزنده به صورت بی­رنگ باقی می­مانند (7، 15). ISTA (2003) الگوهایی از رنگ­پذیری جنین را برای تعدادی از بذور جنگلی منتشر کرده است. به صورت پراکنده مطالعاتی نیز در مورد گونه­هایی که در لیست فوق قرار ندارند توسط محققان مختلف انجام شده و در ژورنالهای مرجع مربوط به ایستا معرفی شده است که می‌توان به چند مورد اشاره کرد؛ به طور مثال،Kak et al., (2008) اعلام کردند که تغییر میزان غلظت­، دما و زمان­های مختلف باعث بوجود آمدن میزان رنگ­پذیری متفاوتی در بذور گونه Jatropa curcas می­شود، در این تحقیق شرایط اپتیمم برای آزمون خیس کردن بذور، در غلظت 1/0 درصد محلول تترازولیوم به مدت 6 ساعت در دمای 30 درجه سانتی­گراد و یا خیس کردن در غلظت 25/0 درصد به مدت 4 ساعت در دمای 40 درجه سانتی­گراد معرفی شد. مشابه همین نتایج را Gupta et al,. (2010) برای گونه Baliospermum muntanum به دست آوردند، بیشترین رنگ­پذیری در غلظت 025/0% با دمای آزمایش 35 درجه سانتی­گراد و زمان خیس کردن در محلول به مدت 17 ساعت مشاهده شد و کمترین میزان رنگ­پذیری نیز در غلظت 05/0، دمای 20 درجه و زمان 4 ساعت اتفاق افتاد. راش شرقی Fagus orientalis متعلق به خانواده Fagaceae، از درختان پهن برگ با ارزش است (4). تجدید نسل آن از طریق بذر انجام می‌شود. بذر راش فاقد اندوسپرم با خواب نسبتاً طولانی مربوط به پوسته است که تاکنون موجب مشکلاتی در بازده جوانه­زنی شده است (28، 24، 5). مطالعات هیستوشیمی (27) و تکنیک­های عملی (9) حضور فنول در پوسته بذر این گونه و نقش آن در جلوگیری از جوانه­زنی را نشان می­دهند (11). پوسته و تستا می­توانند به وسیله مکانیسم­های مختلفی از قبیل مصرف اکسیژن و جلوگیری از تبادل گازها (26، 12)، جذب آب (26، 19)، نفوذ نور، خروج مهارکننده­های رشد از جنین (26، 10) و ممانعت از رشد آن مانع جوانه­زنی شوند (26، 22). راش شرقی در چرخه توالی و تکامل جنگل­های شمال کشور نقش بسیار مهمی دارد، به عنوان یکی از گونه­های اصلی کلیماکس در دامنه­های ارتفاعی 2000-700 متر از سطح دریا به حساب می­آید و عمده­ترین مساحت این جنگل­ها را تشکیل می­دهد، به طوری که در حدود 30% حجم و 24% تعداد در هکتار را به خود اختصاص داده­ است (6). به علت نقش مهمی که در ترکیب و ساختار اکوسیستم های جنگل­های خزری بازی می­کند تحقیقات زیادی انجام شده و در نتیجه بدست آوردن شرایط اپتیمم برای ارزیابی سریع قوه­نامیه بذور آن در آزماشگاه اهمیت فراوان دارد. ISTA شرایط اپتیمم آزمون تترازولیوم را برای جنس راش، 18 ساعت خیس کردن در محلول تترازولیوم 1 درصد در دمای 30 درجه سانتی­گراد معرفی کرده است. این تحقیق با هدف ارائه طرحی برای ارزیابی قوه نامیه بذور راش شرقی با استفاده از آزمون تترازولیوم و با توجه به عدم وجود پروتکل مربوطه برای این گونه در لیست ISTA (2003)، شکل گرفته است. از آنجایی که بر اساس تحقیقات انجام شده میزان خواب بذر و در نتیجه تیمار مناسب جهت شکست آن در مبدأ و در سال­های مختلف بذردهی، متفاوت است (20، 13، 9) و در مورد بذور با مبدأ این آزمایش تحقیقی انجام نشده و همچنین خواب راش شرقی مربوط به پوسته آن بوده، در نتیجه جهت حصول اطمینان، از آزمون کشت جنین برای مقایسه با نتایج آزمون تترازولیوم استفاده گردید.

مواد و روشها

بذور مورد مطالعه از درختان راش در منطقه شصت­کلاته گرگان واقع در عرض جغرافیایی 36 درجه و 41 دقیقه تا 36 درجه و 45 دقیقه شمالی و طول جغرافیایی 54 درجه و 20 دقیقه شرقی در سال 1390 جمع­آوری و ب عدبه آزمایشگاه منتقل شدند. از توده بذر نمونه­هایی انتخاب و با مخلوط کردن آنها یک نمونه معرف تهیه شد (16). برای تهیه محلول بافر 71/14 گرم K2Po4 را در 1620 و 91/22 گرم Na2HPo4 را در 2430 میلی­لیتر آب مقطر حل و بعد با هم مخلوط شد (7 =PH). در مرحله بعد برای تهیه محلول 5/0، 1 و 5/1 درصد تترازولیوم به ترتیب به میزان 75/6، 5/13 و 25/20 گرم نمک تترازولیوم کلراید هریک را جداگانه در 1350 میلی­لیتر از محلول بافر ریخته و حل شد. پریکارپ بذور (پوسته بذور) به وسیله اسکالپل و پنس جدا و بلافاصله در آب مقطر با دمای 20 درجه سانتی­گراد معلق شدند. پس از گذشت 18 ساعت تستا جدا و در محلول تترازولیوم با 7 = PH معلق شدند (15). آزمایش به صورت فاکتوریل در قالب طرح کاملاً تصادفی با 3 تکرار (هر تکرار شامل 50 عدد بذر) انجام شد. غلظت­های مختلف محلول تترازولیوم، مدت زمان معلق ماندن در محلول (15، 18 و 24 ساعت) و دمای قرارگیری محلول حاوی بذور (25، 30 و 35 درجه سانتی­گراد) مورد ارزیابی قرار گرفت. پس از گذشت مدت زمان معین بذور از محلول خارج و با آب مقطر شستشو و مورد بررسی قرار گرفتند. پس از بررسی به طور کلی 4 الگوی رنگ­پذیری در بذور مورد مطالعه شناسایی شد (شکل 1):

  1. بذوری که به­طور کامل و یکنواخت رنگ شده­اند.
  2. بذوری که محور جنینی و قسمت بیشتر لپه­ها رنگ گرفته است.
  3. بذوری که محور جنینی رنگ نگرفته و دارای بافت­های مرده هستند اما قسمت­هایی از لپه­ها رنگ گرفته است.
  4. بذوری که کاملاً بی­رنگ هستند.

برای ارزیابی میزان زنده­مانی، دسته اول و دوم به عنوان بذور زنده و دو دسته دیگر به عنوان بذور غیر زنده در نظر گرفته شدند (18، 14).

 

 

 

الف                                                       ب

 

ج                                                                 د

شکل 1- الگوی رنگ­پذیری در بذور Fagus orientalis. الف) رنگ­پذیری کامل و یکنواخت بذور، ب) رنگ­پذیری محور جنینی و قسمت بیشتر لپه­ها، ج) رنگ­پذیری قسمت­هایی از لپه­ها (محور جنینی رنگ نگرفته و دارای بافت­های مرده هستند)، د) عدم رنگ‌پذیری

 

در آزمون کشت جنین که برای تعیین قوه نامیه بذور استفاده می شود، جنین بذرها خارج و کشت داده شده و میزان جوانه­زنی محاسبه می­شود. برای انجام آزمون محیط کشت MS فاقد هورمون­های رشد گیاهی و دارای 3 درصد ساکارز آماده و PH محیط برابر 7/5 تنظیم گردید (5). به منظور سترون سازی، محیط کشت­ها به مدت 20 دقیقه در دمای 120 درجه سانتی­گراد اتوکلاو شدند. بذور طی یک روش 4 مرحله­ای (1- قرار دادن بذرها به مدت 10 دقیقه در اتانول 70 درصد، 2- شستشو با آب­مقطر سترون 5 بار هر بار به مدت 5 دقیقه، 3- استفاده از هیپوکلریت سدیم 25 درصد به مدت 20 دقیقه، 4- شستشو با آب­مقطر سترون 5 بار هر بار به مدت 5 دقیقه) سترون شدند. لایه اندوکارپ بذور و بعد تستا حذف و در ژرمیناتور با شرایط نوری 16 ساعت روشنایی و شدت نور 5000-4500 لوکس و با دمای 25 درجه سانتی­گراد کشت گردیدند. این آزمون به صورت کاملاً تصادفی با 3 تکرار (هر تکرار شامل 50 عدد بذر) انجام شد. تجزیه و تحلیل داده­ها با کمک نرم افزار  Spss 16.0 انجام و میزان تأثیر هریک از شرایط ذکر شده آزمون به تنهایی و اثر متقابل آنها بر درصد رنگ­پذیری تعیین گردید. برای تعیین بهترین شرایط آزمون، تیماری که میزان رنگ­پذیری نزدیکتری با مقدار به دست آمده از آزمون کشت جنین داشت با استفاده از آزمون دانکن انتخاب شد.

نتایج

بر اساس نتایج بدست آمده از تجزیه واریانس داده­های رنگ­پذیری بذور مشخص شد. اثرات اصلی و متقابل تیمارهای اعمال شده اختلاف معناداری در سطح 99% داشته ولی اثر سه جانبه تیمارها، تأثیر معناداری بر میزان رنگ­پذیری بذور نداشته است (جدول 1).

 

جدول1-نتایج تجزیه واریانس حاصل از اثرات اصلی و متقابل شرایط آزمون تترازولیوم

مقدار معناداری

مقدار F

میانگین مربعات

 

درجه­ آزادی

مجموع مربعات

منابع تغییرات

**000/0

83/39

86/3736

2

72/7473

غلظت

**000/0

72/67

22/6354

2

45/12708

دما

**000/0

2/13

40/1238

2

82/2476

زمان

**000/0

25/9

00/868

4

03/3472

غلظت×دما

**000/0

2/6

70/581

4

81/2326

غلظت×زمان

**000/0

6/12

62/1181

4

50/4726

دما×زمان

ns68/0

71/0

82/66

8

55/534

غلطت×دما×زمان

 

 

83/93

54

70/5066

خطای آزمایشی

 

 

 

81

02/38785

کل

Ns و **: به ترتیب بیانگر عدم وجود اختلاف معنی­دار در سطح 5 درصد و وجود اختلاف معنی­دار در سطح 1 درصد می­باشند.

 

مقایسات میانگین فاکتورهای مختلف این آزمون نشان داد مقادیر بالای این فاکتورها باعث ایجاد رنگ­پذیری بیشتری در بذور شدند. در این مقایسات غلظت­های 1 و 5/1% با ایجاد بیشترین رنگ­پذیری در بذور به طور مشترک در یک دسته (a) قرار گرفتند و دارای تفاوت معناداری در میزان رنگ­پذیری نسبت به غلظت 5/0% (b) بودند. مقایسات میانگین فاکتور دما مشخص کرد که بین هر سه گروه در سطح احتمال 99 درصد اختلافات معناداری وجود دارد. دمای 35 درجه سانتی­گراد با بیشترین میزان رنگ­پذیری در دسته اول (a) و دمای 25 درجه سانتی­گراد با کمترین میزان رنگ‌پذیری در دسته سوم (c) قرار گرفتند. غلظت و دماهای بالاتر علاوه بر افزایش میزان رنگ­­پذیری باعث ایجاد رنگ تیره­تری در بذور نیز شدند. زمان­های 18 و 24 ساعت نیز با بیشترین میزان رنگ‌پذیری به طور مشترک در یک گروه (a) و زمان 15 ساعت با کمترین میزان رنگ­پذیری در گروه دیگری (b) قرار گرفتند (شکل 2).

 

 

شکل 2- تأثیر غلظت­های مختلف محلول تترازولیوم، مدت زمان معلق ماندن بذور در محلول و دمای محلول بر میزان رنگ­پذیری

 

 

نتایج، حاکی از تفاوت قابل توجه در میزان رنگ­پذیری بذور تحت تیمارهای مختلف آزمون بود (جدول 2). بیشترین میزان رنگ­پذیری در تیمار 15 ساعت خیس کردن در محلول تترازولیوم 1% در دمای 35 درجه سانتی­گراد، به میزان 77/97% و پس از آن در تیمارهای 24 ساعت خیس کردن در محلول تترازولیوم 5/1% در دمای 30 درجه سانتی­گراد، 18 ساعت خیس کردن در محلول تترازولیوم 1% در دمای 35 درجه سانتی­گراد و 24 ساعت خیس کردن در محلول تترازولیوم 1% در دمای 35 درجه سانتی­گراد با رنگ­پذیری برای هر 3 تیمار به میزان 55/95% دیده شد. کمترین میزان رنگ­پذیری نیز در تیمار 15 ساعت خیس کردن در محلول تترازولیوم 5/0% در دمای 25 درجه سانتی­گراد به میزان 55/15% و پس از آن در تیمار 15 ساعت خیس کردن در محلول تترازولیوم 1% در دمای 25 درجه سانتی­گراد به میزان 55/35% مشاهده شد.

 

 

جدول 2- تأثیر شرایط آزمون (مدت زمان معلق ماندن، غلظت و دمای محلول تترازولیوم) بر میزان رنگ­پذیری بذورFagus orientalis L. و مقایسه با نتایج کشت جنین

زمان

غلظت تترازولیوم

25 درجه سانتی­گراد

30 درجه سانتی­گراد

35 درجه سانتی­گراد

 

 

15 ساعت

5/0

i55/15

ij33/53

abc33/93

1

k55/35

hi77/57

a77/97

5/1

ghi60

abcdef44/84

abcd89/88

 

 

18 ساعت

5/0

hi78/57

efghi89/68

bcdefg77/77

1

abcdef99/79

abcd89/88

ab55/95

5/1

defgh33/73

abcdef22/82

cdefgh55/75

 

 

24 ساعت

5/0

jk77/37

ij33/53

bcdefg77/77

1

fghi66/66

abcdef22/82

ab55/95

5/1

abcde66/86

ab55/95

abcde67/86

کشت جنین

efgh92/68

 







 

10 تا 12 روز پس از کشت جنین در محیط کشت MS، لپه اکثر جنین­ها متورم شده و به رنگ سبز درآمدند و همزمان شروع به بازشدن کردند، ریشه­چه و محور زیر لپه از بین آنها نمایان شدند. با اینکه اکثر نمونه­ها دچار آلودگی شدند اما گیاهچه­ها کاملا مشهود و دارای برگچه شدند (شکل 3).

 

 

شکل 3- گیاهچه­های حاصل از کشت جنین در محیط کشت MS

 

در این بین تعدادی از بذور به علت عدم توانایی در جوانه­زنی به رنگ قهوه­ای درآمده و پوسیده شدند. در آخر جوانه­زنی بذور 92/68% تعیین شد.

بحث

آزمون­های تعیین و تشخیص بنیه بذر اهمیت ویژه­ای در اجرای آزمایش‌های مختلف مرتبط با بذر دارند. با وجودی که هیچ آزمونی به طور جامع نتوانسته جایگزین آزمایش استاندارد جوانه­زنی بذر شود (2) ولی آزمون های دیگری که به مدت زمان کمتری برای اجرا نیاز دارند طراحی شده و به وفور استفاده می­شوند. آزمون تترازولیوم یکی از سریع­ترین روش­ها در این خصوص بوده و بیشتر زمانی که جوانه­زدن با کاهش جوانه­زنی به علت رکود بذر است مورد استفاده قرار می­گیرد. بهینه سازی شرایط این آزمون در به دست آوردن نتایج دقیق­تر اهمیت دارد. شرایط دور از حد اپتیمم آزمون باعث ایجاد خطا در درک میزان رنگ­پذیری می­شوند؛ در رنگ­پذیری­های بسیار تیره امکان اشتباه در درک تفاوت بین بخش­های زنده بذور از بخش­های آسیب دیده مکانیکی وجود دارد، رنگ­پذیری خیلی روشن هم ممکن است منجر به اشتباه در مورد درک تفاوت بین بعضی از بذور زنده و غیر زنده شود (20). از طرفی قیمت بالای نمک تترازولیوم لزوم استفاده از آن را به میزان حداقل مورد نیاز کاملا توجیه می‌کند. برای بهینه سازی شرایط آزمون سه عامل دما، غلظت و مدت زمان قرارگیری بذور در محلول، مورد بررسی قرار گرفت و مشخص شد رنگ­پذیری بذور تحت تأثیر عوامل فوق، متفاوت و در مقادیر بالا بیشتر می­شود که با نتایج Kak et al,. (2009) و Gupta et al,. (2010) مطابقت دارد. ایستا (2003) شرایط اپتیمم آزمون تترازولیوم را برای خانواده راش، 18 ساعت خیس کردن در محلول تترازولیوم 1 درصد در دمای 30 درجه سانتی­گراد معرفی کرده است، شرایط ذکر شده به صورت کلی بوده و هر دو جنس بلوط و راش را که در کشورمان وجود دارند دربر می­گیرد. بهتر است میزان اپتیمم این پارامترها برای گونه­های مختلف بخصوص بومی کشور که در لیست ایستا نیامده­اند مشخص و با اطمینان بیشتری به کار گرفته شوند. طبق نتایج حاصل میزان قوه­نامیه حاصل از کشت جنین بذرو راش شرقی 89/68% تشخیص داده شد. از تیمار­های مورد بررسی تیمار 18 ساعت خیس کردن در محلول تترازولیوم 5/0%، در دمای 30 درجه سانتی­گراد (با میزان رنگ­پذیری 89/68%) بیشترین شباهت را به نتایج مربوط به کشت جنین داشته، از این‌رو مناسب­ترین تیمار برای انجام آزمون قوه نامیه بذر این گونه تشخیص داده شد. با وجود اینکه حداکثر رنگ­پذیری در تیمارهای با غلظت­های بالای تترازولیوم و همچنین دمای آزمایش بالاتر حاصل شده­اند، بنابراین نمی­توانند به عنوان بهترین معرفی شوند، زیرا توجه به حداکثر رنگ­پذیری به تنهایی و بدون مقایسه با سایر آزمون­های تعیین قوه نامیه نمی­تواند معیار مناسبی برای انتخاب باشد. به این ترتیب برای انجام آزمون قوه­نامیه بذور راش شرقی 18 ساعت خیس کردن در محلول تترازولیوم 5/0%، در دمای 30 درجه سانتی­گراد توصیه می‌گردد. امید است نتایج این تحقیق بتواند برای اصلاح­گرانی که برای انجام تحقیقات خود نیاز به آزمایش‌های جوانه­زنی در مورد گونه­ راش شرقی را دارند، مؤثر واقع شود.

  1. اکرم قادری، ف.، کامکار، ب و سلطانی، ا.، (مترجمان)، 1387. علوم و تکنولوژی بذر، انتشارات جهاد دانشگاهی مشهد، 512 ص.
  2. تاج بخش، م و قیاسی، م.، 1387. اکولوژی بذر، انتشارات جهاد دانشگاهی آذربایجان غربی، 134 ص.
  3. توکل افشاری، ر.، عباسی سورکی، ع و قاسمی، ا.، (مترجمان)، 1387. فناوری بذر و مبانی زیست­شناختی آن، انتشارات دانشگاه تهران. 516 ص.
  4. ثابتی، ح.، 1374. جنگل­ها، درختان و درختچه­های ایران، انتشارات دانشگاه یزد، 750 ص.
  5. جعفری مفیدآبادی، ع و امانی، م.، 1383. استفاده از روش کشت جنین در شکست خواب بذر راش، فصلنامه پژوهشی تحقیقات ژنتیک و اصلاح گیاهان مرتعی و جنگلی ایران، (3): 264-257.
  6. رسانه، ی.، مشتاق، م.ح و صالحی، پ.، 1380. بررسی کمی و کیفی جنگل­های کشور، در مجموعه مقالات همایش ملی مدیریت جنگل­های شمال کشور و توسعه پایدار، تهران، 81-56.
  7. قاسمی گلعذانی، ک و دلیل، ب.،1390. آزمون­های جوانه­زنی و قدرت بذر، انتشارات جهاد دانشگاهی مشهد، شماره 425، مشهد، 104 ص.
    1. Ann, 1993. Rules for testing seeds. Seed science and technology Jornal, 16(3): 1-11.
    2. Bhattacharyya, S., Das B., Ghose, T.K. & Bhattacharya, S. 1999. Investigation on seed germination of Nyctanthes arbor-tristis (Oleaceae) in relation to the total phenol content. Seed science and technology. 27: 321-327.
    3. Bewley, J. D. & Black, M. 1994. Seeds: physiology of development and germination. Plenum Press, USA.
    4. Chow, Y.J. & Lin, C.H. 1991. p-Hydroxybenzoic acid as the major phenolic germination inhibitor of papaya seed. Seed science and technology 19: 167-174.
    5. Corbineau, F. & Côme, D. 1995. Control of seed germination and dormancy by the gaseous environment. In: Kigel, J.; Galili, G. (eds.) Seed development and germination. Marcel Dekker, USA. 399–423.
    6. Derkx, M.P.M. and Joustra, M.K., 1997. Dormancy breaking and short-term storage of pretreated Fagus sylvatica seeds. 269-278: In: Ellis, R.H., Basic Black, M., Murdoch, A.J and Hong, T.D., (Eds.) basic applied aspects of seed biology, Kluwer Academic Publisher, Dordrecht.
    7. Gupta, A., V. Gupta, A. Goyal, A. Kak & C, Pandey, 2010. Standardization of the tetrazolium test in Baliospermum montanum (Willd.) Muell.-Arg, Seed science and technology Jornal, 38(4):513-516.
    8. ISTA, 2003. International Seed Testing Association. International Rules for Seed Testing. Working sheets on tetrazolium testing, Seed science and technology, 2:149 pp.
    9. ISTA, 1999. International Seed Testing Association. International Rules for Seed Testing, Seed science and technology Jornal, 27, supplement.
    10. ISTA, 1985. International Seed Testing Association. International rules for seed testing, Seed Science and Technology Jornal, 13: 356-513.
    11. Kak, A., C. Pandey & V. Gupta, 2009. Assessment of viability of Jatropha curcas L. seeds using the tetrazolium test, Seed science and technology Jornal, 37 (2): 512-515(4).
    12. Kelly, K. M., Van Staden, J. & Bell, W. E. 1992. Seed coat structure and dormancy. Plant growth regulation, 11: 201-209.
    13. Motallebi, S.A., Tabari, M., Soltani, A. and Etemad,V., 2010. Seed viability of Fagus orientalis Lipsky during short-time storing. Iranian Journal of Forest and Poplar Research. 18 (4): 587-595.
    14. Murugesan, P., K. Vanangamudi & R. Umarani, 2002. Evaluation of viability of Oil palm (Elaeis guineensis JACQ.) seeds by tetrazolium test and comparison with germination and in vitro culture results, in Proceedings of the 15th Plantation Crops Symposium Placrosym XV, India, 246-250.
    15. Prasad, P. & Nautiyal, A. R. 1996. Physiology of germination in Bauhinia: involvement of seed coat in inhibition of germination in B. racemosa Lam. seeds. Seed science and technology. 24: 305-308.
    16. Sawma, J.T & C.L. Mohler, 2002. Evaluating Seed Viability by an Unimbibed Seed Crush Test in Comparison with the Tetrazolium Test, Weed Technology Jornal, 16:781–786.
    17. Shen, T.Y & P.C. Oden, 2002. Relationships between seed vigour and fumarase activity in Picea abies, Pinus contorta, Betula pendula and Fagus sylvatica, Seed science and technology Jornal, 30:177-186.
    18. Suszka, B., Muller,C. and Bonnet-Masimbert, M., 1996. Seeds of Forest Broadleaves- From Harvest to Sowing (translated by Gordon, A.) INRA Editions, Paris.
    19. Taylorson, R. B. & Hendricks, S. B. 1977. Dormancy in seeds Annual review of plant physiology, 28: 331-354.
    20. Thompson, D. I., Edwards, T. J. & Stader, J. V. 2001. In vitro germination of several Sought African summer rainfall Disa (Orchidaceae) species: is seed testa structure a function of habitat and a determinant of germinability? Systematics and geography of plants, 71: 597-606.
    21. Thomsen, K. A. 1997. The Effect of Harvest Time and Drying on Dormancy and Storability in Beechnuts, Basic and applied aspects of seed biology, Current plant Science and Biotechnology in Agriculture jornal, 30: 45-51.