بررسی اثر تنش شوری بر رشد، پراکسیداسیون لیپیدها، زیمایه های پاداکساینده و فیکوبیلی پروتئین ها در دو گونه نوستوک

نوع مقاله : مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 دانشگاه تهران

2 عضو هیات علمی دانشگاه تهران

27413

چکیده

در این پژوهش، اثر تنش شوری بر رشد و زیمایه های پاداکساینده در آخر فاز لگاریتمی رشد Nostoc ellipsosporum و Nostoc piscinale مورد بررسی قرارگرفت. بر اساس نتایج رشد این دو گونه سیانوباکتری با افزایش غلظت نمک افزایش می‌یابد. این دو گونه به منظور کاهش اثرات مخرب انواع فعال اکسیژن از زیمایه‌های پاداکساینده‌ ای مانند CAT، SOD، POX و PPO استفاده می‌کنند و با افزایش شوری فعالیت این زیمایه‌ها افزایش می‌یابد. بالاتر بودن محتوای ذاتی پرولین در N. ellipsosporum نسبت به N. piscinal می تواند یک از عوامل تحمل بالاتر گونه اول نسبت به شوری باشد. مالون دی آلدئید(MDA) در گونه های مورد مطالعه در N. ellipsosporum نسبت به N. piscinal در شرایط کنترل و در تمام سطوح شوری کمتر است. به علاوه محتوای تمام فیکوبیلی پروتئین‌های مورد مطالعه در این تحقیق در یاخته هایN. ellipsosporum نسبت به گونه دیگر بالاتر بوده و تحت تنش شوری افزایش قابل ملاحظه را نشان می دهد. فیکوبیلی پروتئین ها به عنوان پادکساینده های غیر زیمایه ای در کنار زیمایه های پاداکساینده می توانند عامل مقاومت بیشتر N. ellipsosporum نسبت به N. piscinal باشند. نسبت مجموع فیکواریترین و فیکوسیانین به آلوفیکوسیانین نیز به عنوان شاخص اندازه فیکوبیلی زوم نیز مورد محاسبه قرار گرفت. اندازه فیکوبیلی زوم تحت تنش شوری در هر دوگونه افزایش می یابد ولی این افزایش در در N. ellipsosporum نسبت به گونه دیگر بیشتر است. می توان نتیجه گیری کرد که این سبانوباکتری با افزایش اندازه فیکو بیلی زوم و افزایش کارائی انتقال انرژی نورانی با تنش شوری مقابله می کند.

کلیدواژه‌ها

موضوعات

عنوان مقاله [English]

Effect of salt stress on growth, lipid peroxidation, antioxidant enzymes and phycobiliproteins in two species of Nostoc

نویسندگان [English]

  • maryam Rezaeeyan 1
  • Mohammad Ali Faramarzi 1
  • Vahid Niknam 2
  • Hasan Ebrahimzadeh 1

چکیده [English]

The changes in growth, and content of proline, MDA and phycobiliproteins and the involvement of the antioxidant enzymes in relation to salt stress tolerance were investigated in Nostoc ellipsosporum and N. piscinale. Both microalgae were grown in BG-11 medium in the presence of various concentrations of NaCl (0, 50 100, 150, 200, and 250 mM) and. Both species showed an increase in dry weight under stress. N. ellipsosporum was more tolerant to NaCl stress than that of N. piscinale and N. ellipsosporum obtained more biomass under salinity stress in comparison to N. piscinale. Salt stress induced catalase (CAT), peroxides (POX), polyphenol oxidase (PPO) and superoxide dismutase (SOD) activities in N. ellipsosporum and N. piscinale after 9. Salinity treatment significantly induced increase in phycobiliprotein in N. piscinale and in N. ellipsosporum. This increase was prominent in N. ellipsosporum than that of N. piscinale. Moreover, the variability of phycobilisome size was also examined. The size of phycobilisomes can be usually represented by the ratio [PE + PC/APC]. The size of phycobilisomes (by elongation of the phycobilisome rods) increased significantly under salt stress.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Salinity
  • Phycobiliproteins
  • Antioxidants
  • cyanobacterium
  • Nostoc

بررسی اثر تنش شوری بر رشد، پراکسیداسیون لیپیدها، زیمایه های پاداکساینده و فیکوبیلی پروتئین ها در دو گونه نوستوک

مریم رضاییان1، محمدعلی فرامرزی2، وحید نیکنام1* و حسن ابراهیم زاده1

1 تهران، دانشگاه تهران، پردیس علوم، دانشکده زیست شناسی و قطب تبارزائی موجودات زنده ایران 

2 تهران، دانشگاه تهران، دانشکده داروسازی، گروه بیوتکنولوژی دارویی 

تاریخ دریافت: 26/8/93               تاریخ پذیرش: 27/10/93

چکیده

در این پژوهش، اثر تنش شوری بر رشد و برخی پارامترهای مرتبط با تنش اکسایشی در آخر مرحله لگاریتمی رشد Nostoc ellipsosporum و Nostoc piscinale مورد بررسی قرارگرفت. بر اساس نتایج رشد این دو گونه سیانوباکتری با افزایش غلظت شوری افزایش می­یابد. این دو گونه به منظور کاهش اثرات مخرب انواع فعال اکسیژن از زیمایه­های پاداکساینده­ مانند CAT، SOD، POX و PPO استفاده می­کنند و با افزایش شوری فعالیت این زیمایه­ها افزایش می­یابد. بالاتر بودن محتوای ذاتی پرولین در  N. ellipsosporum نسبت به N. piscinale می تواند یکی از عوامل تحمل بالاتر گونه اول نسبت به شوری باشد. مالون دی آلدئید(MDA) در N. ellipsosporum نسبت به N. piscinale در شرایط شاهد و در تمام سطوح شوری  کمتر است. به علاوه محتوای تمام فیکوبیلی پروتئین­های مورد مطالعه در یاخته هایN. ellipsosporum نسبت به گونه دیگر بالاتر بوده و تحت تنش شوری افزایش معنی دار و قابل ملاحظه را نشان می دهد. فیکوبیلی پروتئین ها می توانند به عنوان پادکساینده های غیر زیمایه ای در کنار زیمایه های پاداکساینده عامل مقاومت بیشتر  N. ellipsosporum نسبت به N. piscinale باشند. نسبت مجموع فیکواریترین و فیکوسیانین به آلوفیکوسیانین نیز به عنوان شاخص اندازه فیکوبیلی زوم مورد محاسبه قرار گرفت. اندازه فیکوبیلی زوم تحت تنش شوری در هر دو گونه افزایش می یابد ولی این افزایش در  N. ellipsosporum نسبت به گونه دیگر بیشتر است. می توان نتیجه گیری کرد که این سبانوباکتری با افزایش اندازه فیکو بیلی زوم و افزایش کارائی انتقال انرژی نورانی با تنش شوری مقابله می کند.

واژه های کلیدی: شوری، سیانوباکتری، زیمایه های پاداکساینده، فیکوبیلی پروتئین ها،Nostoc

* نویسنده مسئول، تلفن: 02161113637 ، پست الکترونیکی:  vniknam@khayam.ut.ac.ir

مقدمه

 

تنش شوری از مهمترین تنش­های غیرزیستی است که اثرات زیانباری برمحصولات کشاورزی به خصوص در مناطق خشک و نیمه خشک دارد و رشد و نمو گیاهان غیرهالوفیت را کاهش می­دهد. وسعت خاک های شور در ایران حدود 24 میلیون هکتار است که معادل 15 درصد از اراضی کشور می­باشد. امروزه 20 درصد از زمین­های کشت داده شده در جهان و نزدیک به نیمی از همه زمین­های آبیاری شده تحت تاثیر تنش قرار می­گیرند(33). همچنین تنش شوری روی رشد سیانوباکتری ها نیز تاثیر می گذارد (21).

سیانوباکتری­ها اولین پروکاریوت­های فتوسنتزی هستند که در دوره پرکامبرین، حدود 8/2 تا 5/3 میلیارد سال قبل بوجود آمده­اند و شرایط را برای حیات هوازی مساعد کرده­اند (28). سیانوباکتری ها تولید کننده های اصلی در بوم سازگانهای آبی و خشکی می باشند و فراورده های مختلفی که ارزش دارویی و صنعتی دارند را تولید می کنند (8،12). به علاوه، سیانوباکتری ها توانایی تثبیت نیتروژن اتمسفر را نیز دارند و باعث حاصلخیزی مزارع برنج می شوند (28) وبا تغییرات فیزیولوژیکی، بیوشیمیایی و مولکولی باعث حفظ و بقای خود در برابر تنش های زیستی و غیر زیستی می شوند (29).

تنش­های غیرزیستی منجر به تولید انواع فعال اکسیژن (ROS) می­شوند. این ترکیبات احیاکننده­گی و سمیت بالایی دارند و باعث آسیب رساندن به پروتئین­ها، لیپیدها، کربوهیدرات ها و  DNAمی­شوند. انواع فعال اکسیژن همچنین بر بیان برخی از ژن­ها تاثیر می­گذارد. بنابراین فرایندهایی مثل رشد، چرخه سلولی، مرگ برنامه ریزی شده (PCD) و دفاع در برابر عوامل بیماری زا را کنترل می نماید (30). زیمایه های پاداکساینده با جاروب کردن این ترکیبات اثرات سمی آنها را کاهش می دهند.

فیکوبیلی پروتئین ها (PBP) ترکیباتی محلول در آب می باشند. این ترکیبات سمی و سرطان زا نیستند و بعنوان رنگیزه های طبیعی اهمیت بسیاری دارند (9). فیکوسیانین ها (PC) به دلیل داشتن خصوصیات زیست شناختی و فارماکولوژیکی مختلف از جمله جاروب کردن انواع فعال اکسیژن، خاصیت ضد سرطانی و خواص ضد التهابی بیشترین اهمیت را دارند. برخی از گزارش ها حاکی از نقش این ترکیبات به عنوان پاداکساینده های غیر زیمایه ای نیز هستند (27).

در این پژوهش اثر غلظت های مختلف شوری NaCl بر رشد و برخی پارامترهای فیزیولوژیکی و بیوشیمیائی مانند زیمایه های پاداکساینده و محتوای فیکوبیلی پروتئین ها در یاخته هایNostoc ellipsosporum و Nostoc piscinale در مرحله لگاریتمی رشد برای اولین بار مورد مطالعه قرار گرفته  و گزارش می شود.

مواد و روشها 

گونه­های استفاده شده در این پژوهش (Nostoc ellipsosporum و Nostoc piscinale) از کلکسیون ریزجلبک ها در گروه بیوتکنولوژی دارویی، دانشکده داروسازی، دانشگاه علوم پزشکی تهران تهیه شد. این دو گونه در تحقیقات اخیر گروه مذکور، از خاک ایران مورد جداسازی، خالص سازی و شناسایی قرارگرفته اند(16،22). به منظور بررسی اثر تنش شوری بر رشد و دیگر پارامترهای بیوشیمیائی و فیزیولوژیکی اقدام به تهیه محیط کشت BG-11 و محلول­های NaCl با غلظت­های مختلف، 0، 50، 100، 150، 200 و 250 میلی مولار گردید. برای کشت دادن جلبک­ها از ارلن­های 250 میلی لیتری استفاده شد که به هر ارلن بعد از سترون شدن توسط اتوکلاو 45 میلی لیتر محیط کشت BG-11 و 5 میلی لیتر محلول نمک (NaCl) اضافه شد. به منظور کشت مقدار برابر جلبک در هر ارلن مجددا از روش Cell pack valume استفاده شد. برای هر دو گونه نوستوک از این روش استفاده شد و بعد از کشت دادن تمام ارلن ها به دستگاه فیتوترون منتقل شدند که در این دستگاه تمام شرایط از جمله رطوبت نسبی، دما و شدت نور یکسان بود. دمای فیتوترون1±25 سانتی گراد و شدت نور3000 Lux بوده است. سیانوباکتری­های کشت داده شده بعد از 9 روز (آخر مرحله لگاریتمی) به منظور سنجش پارامترهای فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی مختلف جمع آوری شد.

به منظور اندازه گیری وزن خشک، ابتدا سلول­ها به کمک کاغذ صافی از محیط کشت جدا شده و سپس به منظور جدا کردن نمک ازسلول­ها، آن­ها با محلول نرمال NaCl (09/0%) شستشو داده شدند. به منظور محاسبه وزن خشک کاغذ صافی­ها به مدت 4 ساعت در دمای 60 درجه سانتی­گراد در آون قرار داده شدند. اطمینان از خشک شدن سیانوباکتری ها به وسیله توزین مکرر این سیانوباکتری ها به مدت 2 بار با فواصل یک ساعت (پس از 4 ساعت) حاصل گردید(17).

استخراج و سنجش پرولین آزاد: به منظور استخراج و سنجش مقدار پرولین آزاد موجود در نمونه­ها، از روش (1973)  Bates et al.استفاده گردید(7). بدین منظور میزان 1 گرم از زیتوده تر جلبک برداشته شد و توسط 4 میلی لیتر محلول سولفوسالیسیلیک اسید 3% در یک هاون چینی ریخته شد. دیوارۀ سلولی هر دوگونه نوستوک مورد بررسی نسبت به سائیدن مقاوم بودند. از این رو، دیوارۀ سلولی درN. ellipsosporum با امواج فراصوت به مدت 10 دقیقه (5 ثانیه پالس، 5 ثانیه استراحت) شکسته شد اما برای پاره کردن دیوارۀ سلولی N. piscinale از دو روش انجماد وامواج فرا صوت استفاده شد. ابتدا یک گرم بافت تر به همراه 4 میلی لیتر بافر استخراج را به مدت 30 دقیقه در دمای 70- قرار داده تا کاملا یخ بزند سپس با امواج فرا صوت به مدت 20 دقیقه (5 ثانیه پالس، 5 ثانیه استراحت) دیوارۀ سلولی شکسته شد. به منظور برداشت مواد اضافه، محلول حاصل به مدت 20 دقیقه با سرعت 13000 دور بر دقیقه (rpm) سانتریفوژ شد. سپس 1 میلی لیتر از روشناور حاصل با 2 میلی لیتر استیک اسید گلاسیال و 2 میلی لیتر اسید نین هیدرین (شامل 25/1 میلی گرم نین هیدرین حل شده در 20 میلی لیتر اسید فسفریک 6 مولار و 30 میلی لیتر استیک اسید گلاسیال) و 1 میلی لیتر آب مقطر به مدت 1 ساعت در دمای 100 درجه سانتیگراد قرار داده شد و بلافاصله به حمام یخ منتقل شد. در نهایت به محلول واکنش 4 میلی لیتر تولوئن اضافه شد و جذب محلول (فاز رنگی) در 520 نانومتر اندازه گیری شد. در نهایت میزان پرولین بر حسب میکروگرم پرولین به ازای گرم وزن تر محاسبه گردید.

سنجش میزان پراکسیداسیون لیپیدها: به منظور سنجش میزان پراکسیداسیون لیپیدهای غشاء بر اساس میزان مالون دی آلدهید (MDA) تولیدشده، از روش  Heath and Packer (1968) استفاده شد(13). بدین منظور مقدار 1 گرم جلبک تر ازN. ellipsospurum توسط 5/1میلی لیتر TCA (تری­کلرواستیک اسید) 01/0 درصد و همچنین 2 گرم زیتوده تر از N. piscinale توسط 2 میلی لیتر TCA، 01/ 0 درصد استخراج شد. سپس عصاره بدست آمده به مدت 10 دقیقه درrpm  13000 سانتریفوژشد. در مرحله بعدی به 5/0 میلی لیتر از محلول حاصل از سانتریفوژ مقدار 1 میلی لیتر محلول 20 درصد TCA حاوی 5/0 درصد تیو باربیتوریک اسید اضافه شد. سپس مخلوط حاصل به مدت 30 دقیقه در دمای 95 درجه سانتیگراد حمام آب گرم قرار داده شد و سپس نمونه ها به سرعت سرد گردید. بعد از این مراحل مخلوط حاصل به مدت 10 دقیقه در دمای محیط و دورrpm  13000 سانتریفوژ شد. در نهایت جذب محلول رویی حاصل از سانتریفوژ در طول موج­های 532 و600 نانومتر اندازه گیری شد و در نهایت مقدار مالون دی آلدهید (با ضریب خاموشی 155 میلی مول بر سانتی متر) که محصول پراکسیداسیون لیپیدهاست، براساس نانومول در گرم وزن تر محاسبه گردید.

کاتالاز (CAT): به منظور بررسی فعالیت کاتالاز از روش (1984) Aebi استفاده شد(5). بدین منظور 625 میکرولیتر بافر پتاسیم فسفات 50 میلی مولار را همراه با 75 میکرولیتر پراکسید هیدروژن 3 درصد و10 میکرولیتر بافر  Tris-HClرا به یک کووت کوارتز اضافه شد و به وسیله آن جهت هضم تدریجی، دستگاه اسپکتروفتومتر در مد Kinetic در طول موج 240 نانومتر صفر گردید و سپس برای اندازه گیری فعالیت کاتالاز، 10 میکرولیتر عصاره زیمایه استخراج شده برای هر گونه نوستوک را به جای 10 میکرولیتر بافر Tris-HCl به کووت اضافه شد و در مدت 180 ثانیه فعالیت کاتالاز بر حسب Abs/minΔ ترسیم شد. در نهایت فعالیت آنزیمی بر حسب واحد زیمایه­ای میلی گرم پروتئین(Unit mg-1 protein) گزارش شد.

پراکسیداز (POX): فعالیت این زیمایه به روش(1991)  Abeles و Biles اندازه گیری شد (3). ابتدا 2 میلی لیتر بافر استات سدیم 200 میلی مولار با pH=5 را همراه با 200 میکرولیتر پراکسید هیدروژن 3 درصد و 100 میکرولیتر بنزیدین 20 میلی مولار در متانول 50 درصد و 50 میکرولیتر بافر  Tris-HCl به یک کووت شیشه ای اضافه شد و به وسیله آن، دستگاه اسپکتروفتومتر در مد Kinetic در طول موج 530 نانومتر صفر شد و سپس برای اندازه گیری فعالیت پراکسیداز، 50 میکرولیتر عصاره زیمایه استخراج شده برای هر گونه نوستوک به جای 50 میکرولیتر بافر Tris-HCl به کووت اضافه شد و در مدت 60 ثانیه فعالیت پراکسیداز بر حسب Abs/minΔ ترسیم شد. در نهایت فعالیت آنزیمی بر حسب واحد زیمایه ای درمیلی گرم پروتئین  (Unit mg-1 protein) محاسبه گردید.

پلی فنل اکسیداز (PPO): فعالیت این زیمایه به روش  Raymond et al. (1993)اندازه گیری شد(26). ابتدا 5/2 میلی لیتر بافر فسفات پتاسیم با pH=6.8 که دمای آن 40 درجه سانتی گراد می­باشد به همراه با 200 میکرولیتر پیروگالول و20 میکرولیتر بافر  Tris-HCl به یک کووت شیشه ای اضافه شد و به وسیله آن، دستگاه اسپکتروفتومتر در مد Kinitic در طول موج 430 نانومتر صفر شد و سپس برای اندازه گیری فعالیت پلی فنل اکسیداز، 20 میکرولیتر عصاره زیمایه استخراج شده برای هرگونه نوستوک  به جای 20 میکرولیتر بافر Tris-HCl به کووت اضافه شد و در مدت 60 ثانیه فعالیت پلی فنل اکسیداز بر حسب Abs/min ترسیم شد. در نهایت فعالیت آنزیمی بر حسب واحد زیمایه ای در میلی گرم پروتئین(Unit mg-1 protein) گزارش شد.

سوپر اکسید دیسموتاز (SOD): فعالیت این زیمایه با قابلیت آن در بازدارندگی واکنش احیایی فتوشیمیایی نیتروبلو تترازولیوم NBT)) تعیین گردید. محلول واکنش بر اساس سنجش فعالیت زیمایه در محیط محتوی بافر فسفات mM 50 با 5/7pH= ،متیونین mM 13، mM Na-EDTA 1/0، نیتروبلو تترازولیوم(NBT)  μM 75، ریبوفلاوین μM 75 و مقدار 100 میکرولیتر از عصاره می باشد . این روش بر اساس تبدیل NBT به فورمازان در حضور نور و تشکیل رنگ می باشد. در صورتی که زیمایه سوپراکسید دیسموتاز در محیط وجود داشته باشد، از انجام واکنش مذکور ممانعت کرده و تشکیل و ظهور رنگ را کاهش می دهد. پس از 12 دقیقه جذب آنها توسط دستگاه اسپکتروفتومتر و طول موج 560 نانومتر خوانده شد(11).

سنجش فیکوبیلی پروتئین ها: برای سنجش فیکوبیلی­پروتئین­ها از روش Wyman و Fay (1986) استفاده شد (32). یک میلی لیتر از سوسپانسیون نوستوک کاملا همگن شده، به مدت 5 تا 10 دقیقه سانتریفوژ شد و بخش رویی خارج شد. روی ته نشست باقیمانده 60 تا 150 میکرولیتر گلیسرول خالص اضافه شد و مخلوط به مدت 24 ساعت در تاریکی و در دمای 4 درجه سانتیگراد قرار گرفت. سپس به مخلوط مقداری آب مقطر اضافه شد تا غلظت گلیسرول 10 درصد گردد. این عمل باعث شوک اسمزی شده، سلول­ها ترکیده و فیکوبیلی­پروتئین­ها آزاد می­شوند. به محلول حاصل استات سدیم به مقداری افزوده تا غلظت آن در محلول 200 میلی مولار شود. مخلوط حاصل به مدت 10 دقیقه سانتریفوژ شد و جذب بخش رویی را در طول موج های 562، 615، 652 و 750 نانومتر اندازه گیری شد. غلظت فیکوبیلی­پروتئین­ها با استفاده از فرمول­های زیر بر حسب میکروگرم بر میلی لیتر محاسبه شد.

AP = [1000× (A652-A750)-208×(A615-A750)]/5.09

PC = [1000× (A615-A750)-474×(A652-A750)]/5.34

PE = [1000× (A562-A750)-2.41×(PC)-0.949×(AP)]/9.62

آنالیزهای آماری: تمام آزمایش های این پژوهش در قالب طرح کاملا تصادفی با 4 تکرار انجام شد. داده­های حاصل از بررسی­ها بوسیله نرم افزار آماری SPSS (نسخه 21) مورد تجزیه وتحلیل قرار گرفت. مقایسه میانگین داده­ها در سطح خطای 5 % ( 5%> P)  با آزمون دانکن (DMRT)  انجام شد.

 

شکل 1- اثر تنش NaCl بر وزن خشک دو گونه نوستوک در انتهای مرحله لگاریتمی رشد (مقادیر میانگین سه تکرار ± انحراف معیار است. مقایسه میانگین ها با استفاده از آزمون دانکن انجام شد و حروف مشترک بیانگر عدم اختلاف معتی دار (P≤0.05) می باشد).  

نتایج

در N. ellipsosporum  با افزایش تنش شوری، وزن خشک که معیار اصلی رشد است افزایش می­یابد و تفاوت معنی­داری را در مقایسه با شاهد نشان می­دهد. روند این تغییرات تا غلظت 200 میلی مولار صعودی است و بعد از آن روند نزولی می­باشد. رشد در N. piscinale  نیز با افزایش غلظت نمک افزایش معنی دار می­یابد و این روند تغییرات تا غلظت 200 میلی­مولار افزایشی است و بعد از آن روند تغییر رشد نزولی است و در واقع می توان بیان کرد که بیشترین میزان رشد در هر دو گونه در غلظت 200 میلی­مولار حاصل می­شود. روند تغییرات رشدی در دو گونه سیانوباکتری مورد مطالعه مشابه می­باشد و هر دو گونه در غلظت 200 میلی مولار نمک بیشترین میزان رشد را نشان می­دهند. با اینحال میزان افزایش رشد در
N. ellipsosporum نسبت به گونه دیگر بیشتر است (شکل1 ،a  وb ).

مطالعه تغییرات پرولین در دو گونه نوستوک حاکی از کاهش محتوای پرولین در N. ellipsosporum تا 150 میلی مولار نمک و سپس افزایش معنی دار به سطحی بالاتر از شاهد در شوری 200 و 250 میلی مولار نمک است. افزایش پرولین در گونه N. piscinale در مقایسه با گونه اول کمتر است و تنها افزایش معنی دار در محتوای پرولین در غلظت 250 میلی مولار نمک مشاهده می شود (شکل2 ،a  وb ). بررسی روند تغییرات مالون دی آلدئید(MDA) در دو گونه نوستوک نشان می دهد که با افزایش تنش شوری محتوای  مالون دی آلدئید در هر دو گونه روند کاهشی دارد ولی این کاهش در N. ellipsosporum نسبت به گونه دوم بیشتر و چشمگیر تر است که می تواند نشان از موثر بودن سیستم پاداکسایندگی در گونه اول باشد (شکل 2، c  وd).

بررسی اثر تنش شوری بر فعالیت زیمایه کاتالاز در
N. ellipsosporum نشان می­دهد، که فعالیت این زیمایه در تمام تیمارهای مورد مطالعه نسبت به شاهد افزایش معنی­داری را نشان می­دهد و بیشترین فعالیت این زیمایه در غلظت 50 میلی مولار وجود دارد. بر اساس نتایج حاصل از بررسی اثر تنش شوری بر فعالیت زیمایه کاتالاز در
N. piscinale ، در تمام تیمارهای مورد مطالعه فعالیت این زیمایه نسبت به شاهد افزایش می­یابد و تفاوت معنی­داری را با شاهد نشان می­دهد و همچنین بیشترین فعالیت این زیمایه در غلظت های 150 و 200 میلی مولار می­باشد (شکل 3، a و b). لازم به ذکر است که میزان افزایش فعالیت CAT در در N. ellipsosporum نسبت به گونه دیگر بیشتر و چشمگیر تر است.

نتایج حاصل از بررسی اثر تنش شوری بر فعالیت زیمایه پراکسیداز در N. ellipsosporum کاهش معنی­داری را نسبت به شاهد نشان می­دهد. اما فعالیت زیمایه پراکسیداز در N. piscinale نسبت به شاهد  بصورت معنی داری افزایش می یابد و همچنین بیشترین فعالیت این زیمایه در غلظت 50 میلی مولار قابل اندازه گیری است ( شکل 3، c وd).

 

 

شکل 2-اثر تنش NaCl بر محتوای پرولین و مالون دی آلدئید در  دو گونه نوستوک در انتهای مرحله لگاریتمی رشد (مقادیر میانگین سه تکرار ± انحراف معیار است. مقایسه میانگین ها با استفاده از آزمون دانکن انجام شد و حروف مشترک بیانگر عدم اختلاف معتی دار (P≤0.05) می باشد).

 

شکل3-اثر تنش NaCl بر فعالیت زیمایه های کاتالاز(CAT) و پراکسیداز(POX) در  دو گونه نوستوک در انتهای مرحله لگاریتمی رشد (مقادیر میانگین سه تکرار ± انحراف معیار است. مقایسه میانگین ها با استفاده از آزمون دانکن انجام شد و حروف مشترک بیانگر عدم اختلاف معتی دار (P≤0.05) می باشد).

 

در تمام تیمارها فعالیت زیمایه سوپراکسیددیسموتاز در
N. ellipsosporum افزایش معنی داری را نسبت به شاهد نشان می­دهد و این روند تغییرات تا غلظت 150 میلی مولار کاملا افزایشی است و همچنین بیشترین میزان فعالیت این زیمایه در این غلظت وجود دارد. فعالیت این زیمایه در N. piscinale نیز تقریباً در تمام تیمارهای مورد مطالعه نسبت به شاهد افزایش معنی داری را نشان می­دهد و همچنین بیشترین فعالیت این زیمایه در تیمار 100 میلی مولار قابل تشخیص است( شکل 4، a و b).

 

 

شکل4-اثر تنش NaCl بر فعالیت زیمایه های سوپراکسید دیسموتاز(SOD) و پلی فنل اکسیداز(PPO) در  دو گونه نوستوک در انتهای مرحله لگاریتمی رشد (مقادیر میانگین سه تکرار ± انحراف معیار است. مقایسه میانگین ها با استفاده از آزمون دانکن انجام شد و حروف مشترک بیانگر عدم اختلاف معتی دار (P≤0.05) می باشد).

 

 

شکل5-اثر تنش NaCl بر محتوای آلوفیکوسیانین(AP) و فیکوسیانین(PC) در  دو گونه نوستوک در انتهای مرحله لگاریتمی رشد (مقادیر میانگین سه تکرار ± انحراف معیار است. مقایسه میانگین ها با استفاده از آزمون دانکن انجام شد و حروف مشترک بیانگر عدم اختلاف معتی دار (P≤0.05) می باشد).

 

فعالیت زیمایه پلی­فنل­اکسیداز در   N. ellipsosporum تحت تاثیر تنش شوری نسبت به شاهد افزایش معنی­داری را نشان می­دهد و این روند تغییرات تا غلظت 200 میلی مولار کاملا صعودی است و بیشترین میزان فعالیت این زیمایه غلظت 200 میلی مولار نشان می­دهد. و همچنین در N. piscinale با افزایش تنش شوری فعالیت زیمایه پلی­فنل­اکسیداز افزایش معنی­داری را نسبت به شاهد نشان می­دهد و بیشترین فعالیت این زیمایه در غلظت 250 میلی مولار وجود دارد( شکل 4، c و d). بااینحال لازم به ذکر است که افزایش فعالیت این آنزیم در N. ellipsosporum کاملاً وابسته به غلظت است.

 

 

شکل6-اثر تنش NaCl بر محتوای فیکواریترین(PE) و فیکوبیلی پروتئین(PBP) در  دو گونه نوستوک در انتهای مرحله لگاریتمی رشد (مقادیر میانگین سه تکرار ± انحراف معیار است. مقایسه میانگین ها با استفاده از آزمون دانکن انجام شد و حروف مشترک بیانگر عدم اختلاف معتی دار (P≤0.05) می باشد).

 

نتایج حاصل از بررسی اثر تنش شوری بر محتوای آلوفیکوسیانین در گونه N. ellipsosporum نشان می­دهد، که محتوای آلوفیکوسیانین در تمام تیمارها نسبت به شاهد افزایش معنی­داری را نشان می­دهد و بیشترین میزان آن در غلظت 100 میلی مولار می­باشد. همچنین محتوای آلوفیکوسیانین نیز در N. piscinale نسبت به شاهد افزایش معنی­داری را نشان می­دهد و بیشترین میزان آن در تیمار 50 میلی مولار وجود دارد( شکل 5، a و b). محتوای فیکوسیانین تحت تاثیر تنش شوری در N. ellipsosporum نیزافزایش معنی­داری را نشان می­دهد و بیشترین میزان آن در غلظت 100 میلی مولار وجود دارد. و همچنین مشابه با گونه قبلی محتوای فیکوسیانین در N. piscinale نسبت به شاهد بصورت معنی دار افزایش می یابد و همچنین بیشترین میزان آن در غلظت 150 میلی مولار وجود دارد (شکل 5، c و d). توجه به نتایج نشان می دهد که تاثیر تنش شوری بر این دو رنگیزه زیستی در N. piscinale بسیار کمتر از گونه دیگر است.

محتوای فیکواریترین در تیمارهای 100 ،150 و250 میلی مولار در N. ellipsosporum نسبت به شاهد افزایش معنی­داری را نشان می­دهد اما در تیمارهای 50 و200 میلی مولار نسبت به شاهد کاهش معنی­داری را نشان می­دهد. اما در حالی که محتوای فیکواریترین در N. piscinale تحت تاثیر تنش شوری افزایش می یابد. محتوای فیکوبیلی پروتئین در هر دو گونه سیانوباکتری نسبت به شاهد افزایش معنی داری را نشان می دهد( شکل 6، a و b). مشابه نتایج حاصل از دو رنگیزه قبلی توجه به نتایج نشان می دهد که تاثیر تنش شوری بر این دو رنگیزه زیستی در N. piscinale بسیار کمتر از گونه دیگر است.

نتایج حاصل از بررسی اثر تنش شوری بر محتوای فیکوبیلی پروتئین در دو گونه سیانوباکتری مورد مطالعه در شکل (6c  وd) نشان داده شده است. بر اساس نتایج حاصل از این مطالعه محتوای فیکوبیلی پروتئین درتمام سطوح شوری و حتی در غیاب نمک در
 N. ellipsosporumنسبت به N. piscinale بالاتر است. در ضمن محتوای این رنگیزه ها در هر دو گونه تحت تنش شوری بصورت معنی دار افزایش می یابد ولی این افزایش در N. ellipsosporumنسبت به گونه دیگر بیشتر و چشمگیر تر است. در مجموع محتوای هر 4 ترکیب اخیر مورد مطالعه در شرایط شاهد و تحت تنش شوری در
N. ellipsosporum نسبت به N. piscinale بیشتر است (شکل 5 و 6).

 

شکل7-اثر تنش NaCl بر نسبت مجموع محتوای فیکواریترین و فیکوسیانین(PE+PC) به آلوفیکوسیانین(AP) در  دو گونه نوستوک در انتهای مرحله لگاریتمی رشد (مقادیر میانگین سه تکرار ± انحراف معیار است. مقایسه میانگین ها با استفاده از آزمون دانکن انجام شد و حروف مشترک بیانگر عدم اختلاف معتی دار (P≤0.05) می باشد).

در پایان بررسی نسبت  PE+PC به APC  در دو گونه به عنوان معیاری از اندازه فیکوبیلی زوم مورد بررسی و نیز مورد محاسبه قرار گرفت. نتایج این محاسبات در شکل 7 (a وb )ارائه شده است.  این نسبت یا اندازه فیکوبیلی زوم در شرایط شاهد و در غیاب تنش شوری در N. piscinale نسبت به   N. ellipsosporum بالاتر است. بااینحال تنش شوری باعث تغییر این نسبت می شود و این نسبت در شرایط تنش در  N. ellipsosporum نسبت به
N. piscinale بیشتر افزایش می یابد. در ضمن نسبت  PE+PC به APC در  N. ellipsosporum با افزایش شوری به بیشتر از 50 میلی مولار به صورت معنی داری نسبت به شاهد افزایش می یابد.

بحث و نتیجه گیری 

تنش شوری یکی از تنش­های غیرزیستی مهم است و اثرات جدی بر بقای موجود زنده و نیز  تولید محصول و تولید ترکیبات زیستی دارد. جلبک ها از نظر تحمل شوری به دو گروه کلی قابل تقسیم می­باشند، هالوفیل (= نمک دوست؛ برای بیشترین میزان رشد به نمک نیاز دارند) و هالوتولرنت (= جلبک های متحمل به شوری که غلظت های بالای نمک را تحمل می کنند) که دارای سازوکار­هایی جهت حفظ بقا در شرایط شور می­باشند. جلبک ها در هر دو حالت، انواعی از متابولیت­های ثانویه برای مقابله با تغییرات القا شده توسط شوری، برای رشد و همچنین تعادل اسمزی تولید می­کنند (15). در مطالعه حاضر اثر تنش شوری بر رشد دو گونه سیانوباکتری مورد مطالعه قرار گرفت، در هر دو گونه با افزایش غلظت نمک رشد افزایش یافت. نتایج نشان می دهد که این دو گونه سیانوباکتری توانایی تحمل نمک را دارند و برای این سازش از راهبرد های مختلف مانند سنتز اسمولیت های سازگار اسمزی مانند پرولین و سیستم های دفاعی پاداکساینده، شامل پاداکسایندهای زیمایه ای و غیر زیمایه ای استفاده می کنند.  مطالعات بسیاری اثر تنش شوری بر رشد ریزجلبک­ها و سیانوباکتری های مختلف را مورد بررسی قرار داده است. در سال 2005، Abdal-Rahman نشان داد (4) که تنش شوری باعث افزایش رشد در Chorella vulgaris و Chlorococcum hummicola می شود. در سال 2007، Rao و همکاران نشان دادند که افزایش غلظت نمک سبب افزایش رشد در جلبک سبز Botryococcus braunii می­شود(25).

سنجش محتوای پرولین نشان می دهد که بالاتر بودن محتوای ذاتی پرولین در N. ellipsosporum نسبت به
N. piscinale می تواند یکی از عوامل تحمل بالاتر گونه اول نسبت به شوری باشد. سنجش مالون دی آلدئید (MDA) در گونه های مورد مطالعه نیز حاکی از پائین بودن محتوای MDA در N. ellipsosporum نسبت به
N. piscinale در شرایط شاهد و در تمام سطوح شوری است (شکل 2). در سیانوباکتری ها تحت تاثیر تنش­های مختلف، پرولین و ترکیبات دیگری با وزن مولکولی کم مثل آسکوربات، گلوتاتیون که جزو پاداکساینده های غیرزیمایه ای هستند وارد عمل شده و در کنترل رادیکال­های آزاد اکسیژن و وضعیت اکسایش و احیای سلول ها نقش مهمی را ایفا می کنند. زیمایه های پاداکساینده مثل SOD، CAT و  APX نیز در این رابطه نقش مشابه و موثری را بازی می کنند (30).

انواع فعال اکسیژن(ROS) در طی متابولیسم­ اکسیژن در اندامک هائی مانند کلروپلاست، میتوکندری و پراکسیزوم تولید می­شوند. در شرایط طبیعی تولید ROS به کمک زیمایه های پاداکساینده و سایر پاداکساینده ها در اندامک­های مختلف کنترل می­شود. در شرایط تنش تولید ROS افزایش می­یابد و باعث تغییر ساختار در اسیدهای نوکلئیک، اکسیدشدن پروتئین­ها و پراکسیداسیون لیپیدها می­شود. ROS بر بیان ژن زیمایه­های جاروب کننده مانند SOD وCAT نیز اثر می­گذارد. تعدادی از مطالعات نشان می­دهد که توانایی گیاهان برای تحمل شوری به توانایی آن ها در جاروب کردن ROS تحت تاثیر شرایط تنش بستگی دارد. افزایش سیستم پاداکساینده، کلید جلوگیری از آسیب تنش شوری می­باشد (14). کاتالاز یکی از پاداکساینده های مهم است و در جاروب کردن H2O2 نقش اساسی را دارد. در مطالعه حاضر، فعالیت این زیمایه در
N. ellipsosporum و N. piscinale افزایش می یابد. لاکن در مجموع میزان افزایش فعالیت CAT در
N. ellipsosporum نسبت به گونه دیگر بیشتر و چشمگیر تر بوده است. لذا می توان نتیجه گیری کرد که این آنزیم می تواند یکی از دلایل مقاومت بهتر این گونه در برابر تنش شوری و در نتیجه پائین تر بودن محتوای مالون دی آلدئید باشد (شکل 2، c و d). در سال 2006،Lu  و همکاران نشان دادند که زیمایه کاتالاز به منظور سم زدایی H2O2 در Ulva fasciata افزایش می­یابد (19). بر عکسLuo وLiu  در سال 2011 نشان دادند که تنش شوری باعث کاهش فعالیت زیمایه کاتالاز در Ulva prolifera می­شود (20).

زیمایه پراکسیداز مشابه با کاتالاز در جاروب کردن H2O2 نقش دارد. سوپراکسیددیسموتاز اولین خط دفاعی در مقابل ROS یا انواع فعال اکسیژن است. آنیون سوپراکسید به وسیله احیا اکسیژن در فتوسیستم I توسط واکنش مهلر تولید می­شود و بعداً در استروما به اکسیژن و H2O2 تبدیل می­شود. واکنش H2O2 با یون­های فلزی احیا شده، باعث تولید رادیکال هیدروکسیل می­شود، که یک اکسیدکننده قوی است و می­تواند با مولکول­های زیستی واکنش دهد و به آنها آسیب رساند (23). زیمایه سوپراکسیددیسموتاز در مطالعه حاضر در دو گونه مورد مطالعه افزایش معنی دار و قابل ملاحظه ای نشان داد. مطالعات زیادی میزان فعالیت سوپراکسیددیسموتاز را در گیاهان و ریز جلبک­ها مورد بررسی قرار داده است. از جمله در سال 2006، Lu و همکاران نشان دادند که فعالیت SOD تا 5 درصد نمک در Ulva fasciata افزایش می یابد(19). با توجه به نتایج حاصل نقش آنزیم SOD در کنترل انواع فعال اکسیژن و تحمل بهتر تنش در N. ellipsosporum به ویژه در شدت های بالای تنش مشخص است (شکل4 ، a وb ).

فیکوبیلی­پروتئین­ها در سیانوباکتری ها در سطح استرومائی غشاهای تیلاکوئیدی قرار دارند و به عنوان آنتنهای اولیه برای جذب نور برای PSII عمل می­کنند. موقعیت و عملکرد PBPs در سیانوباکتری ها در پاسخ به شرایط تنشی تغییر می­کند (31). در مطالعه حاضر محتوای انواع مختلف فیکوبیلی­پروتئین و فیکوبیلی­پروتئین کل در دو گونه مورد مطالعه افزایش یافته است. بر عکس نتایج ما ، Lu وZhang(2000) نشان دادند که تنش شوری باعث کاهش محتوای فیکوسیانین در Spirulina platensis می­شود(18). Rafiqul و همکاران نیز در سال 2003، اثر کاهشی تنش شوری بر محتوای فیکوسیانین در Spirulina fusiformis  را نشان دادند(24).

همانوریکه قبلاٌ نیز ذکر شد نسبت  PE+PC به AP  در دو گونه به عنوان معیاری از اندازه فیکوبیلی زوم مورد محاسبه قرار گرفت. اندازه فیکوبیلی زوم را می توان به عنوان شاخصی از پایداری فیکوبیلی زوم در نظر گرفت (6). اندازه فیکوبیلی زوم یا نسبت  PE+PC به AP در
N. ellipsosporum با افزایش شوری به بیشتر از 50 میلی مولار به صورت معنی داری نسبت به شاهد افزایش می یابد. این تغییر می تواند به عنوان سازوکاری در گیاه جهت افزایش کارائی انتقال انرژی نورانی از رنگیزه های آنتنی حاشیه ای به  فتوسیستم 2 در نظر گرفته شود.
N. ellipsosporum جهت مقابله به اثرات منفی تنش شوری  می تواند از طریق افزایش اندازه فیکوبیلی زوم با تنش شوری مقابله کند.  این نتایج با یافته های Asadi و همکاران (6) در سیانوباکتری تحت تنش امواج ماکروویو مطابقت دارد. در پژوهش های دیگر انجام شده در ریز جلبک ها به نقش سایر رنگیزه ها مانند بتاکاروتن در این اندامگان ها به عنوان آنتی اکسیدان های غیر آنزیمی جهت مقابله با تنش سرما (1) و نیز تنش شوری (2) اشاره و پرداخته شده است.

در مجموع می توان گفت که N. ellipsosporum از طریق افزایش محتوای پرولین و فعالیت آنزیم های آنتی اکسیدان مانند کاتالاز و سوپراکسید دیسموتاز و نیز افزایش محتوای فیکوبیلی زوم ها به عنوان آنتی اکسیدان های غیر آنزیمی با اثرات مخرب تنش شوری و تنش اکسایشی حاصل به نحو بهتری به مقابله بر می خیزد. به علاوه با توجه به نقش فیکوبیلی زوم ها به عنوان رنگیزه های آنتنی و دخالت در ترابری انرژی نورانی به سمت فتوسیستم 2 ،افزایش محتوای این رنگیزه ها و افزایش اندازه فیکوبیلی زوم می تواند سازوکار دیگری برای رشد بهتر سیانوباکتری تحت تنش شوری باشد. با توجه به کاربرد فیکوبیلی پروتئین ها در صنایع مختلف به ویژه صنایع داروئی بر اساس نتایج این تحقیق می توان  از سیانوباکتری ها جهت تولید زیستی این زیست رنگیزه ها و از تنش شوری جهت افزایش تولید این ترکیبات ارزشمند بهره گرفت.

1-     پائیزی م، عینعلی، ع شریعتی، م. 1393. بررسی رابطه بین تجمع بتاکاروتن و مقاومت به تنش سرما با استفاده از کینتیک فلوئورسانس کلروفیل a در جلبک سبز تک سلولی Dunaliella. مجله پژوهشهای گیاهی.  27(3): 363-375.
2-     معین م، شریعتی م. 1389. اثر همزمان سالیسیلیک اسید و تنش شوری بر رشد (تقسیم سلولی)، رنگیزه های فتوسنتزی و مقدار بتاکاروتن در جلبک تک سلولی . مجله زیست شناسی ایران. 23(5): 638-647.
 
3- Abeles FB, Biles CL (1991) Characterization of peroxidases in lignifying peach fruit endocarp. J Plant Physiol 95: 269–273.
4- Abdel-Rahman MHM, Ali RM, Said HA (2005) Alleviation of NaCl-induced effects on Chlorella vulgaris and Chlorococcum hunmicola by riboflavin application. International Journal of Agriculture and Biology 7:58–62.
5- Aebi H (1984) Catalase in vitro. J Methods Enzymol 105: 121–126.
6- Asadi A, Soltani, N, Asadi AA (2013) Effect of various microwave frequencies on the physiologyof a cyanobacterium, Schizothrix Mexicana. Acta Physiol Plant 35:1367–1372
7- Bates LS, Waldren RP, Teare ID (1973) Rapid determination of free proline for water-stress studies. Plant Soil 39:205–207.
8- Cardozo KHM, Guaratini T, Barros MP, Falcao VR, Tonon AP, Lopes NP, Campos S, Torres MA, Souza AO, Colepicolo P, Pinto E (2007) Metabolites from algae with economical impact. J Comp Biochem Physiol 146: 60–78.
9- Chaneva G, Furnadzhieva S, Minkova K, Lukavsky J (2007) Effect of light and temperature on the cyanobacterium Arthronema africanum- a prospective phycobiliprotein producing strain. J Appl Phycol 19: 537–544.
10- Elbaz A, Wei YY, Meng Q, Zheng Q, Yang ZM (2010) Mercury-induced oxidative stress and impact on antioxidant enzymes in Chlamydomonas reinhardtii. Ecotoxicology 19:1285–1293.
11- Giannopolitis CN, Ries SK (1977) Superoxide dismutases II. Purification and quantitative relationship with water-soluble protein in seedlings. Plant Physiology 59:315–318.
12- Hader DP, Kumar HD, Smith RC, Worrest RC (2007) Effects of solar UV radiation on aquatic ecosystems and interactions with climate change. J Photochem photobiol Sci 6: 267–285.
13- Heath RL, Packer L (1968) Photoperoxidatin in isolated chloroplasts. I. Kinetics and stochiometry of fatty acid peroxidation. Arch Biochem Biophys 125:189–198.
14- Jahnke LS, White AL (2003) Long-term hyposaline and hypersaline stresses produce distinct antioxidant responses in the marine alga Dunaliella tertiolecta. Plant Physiology 160: 1193–1202.
15- Jayanta T, Chandra KM, Chandra GB (2012) Growth, total lipid content and fatty acid profile of a native strain of the freshwater oleaginous microalgae Ankistrodesmus falcatus (Ralf) grown under salt stress condition. International Research Journal of Biological Sciences 1:27–35.
16- Kalbasi A, Faramarzi MA, Hejazi MS, Jahandar H, Amini M, Jalali SM (2009) 14α-Hydroxylation of androst-4-en-3, 17-dione by the whole cells of cyanobacterium Nostoc piscinale. J Biotech 8: 370–374.
17- Leganes F, Sanchez E, Fernandaz-Vaiente E (1987) Effect of indoleacetic acid on growth and dinitrogen fixation in cyanobacteria. J Plant Cell Physiol 28:529–533.
18- Lu C, Zhang J (2000) Role of light in the response of PSII photochemistry to salt stress in the cyanobacterium Spirulina platensis. Experimental Botany 51:911–917.
19- Lu IF, Sung MS, Lee TM (2006) Salinity stress and hydrogen peroxide regulation of antioxidant defense system in Ulva fasciata. Marine Biology 150:1–15.
20- Luo MB, Liu F (2011) Salinity-induced oxidative stress and regulation of antioxidant defense system in the marine macroalga Ulva prolifera. Experimental Marine Biology and Ecology 409:223–228.
21- Moisander PH, McClinton III E, Paerl HW (2002) Salinity Effects on Growth, Photosynthetic Parameters, and Nitrogenase Activity in Estuarine Planktonic Cyanobacteria. Microbiol Ecol 43: 432–442.
22- Moradpour Z, Torshabi M, Faramarzi MA, TabatabaeiYazdi M, Ghasemi Y, Jahandar H, Zolfaghary N, Zarrini G (2010) Microalgal transformation of androst-4-en-3,17-dione by Nostoc ellipsosporum. Res J Microbiol 5: 576–580.
23- Okamoto OK,Pinto E, Latorre LR, Bechara EJH, Colepicolo P (2001) Antioxidant Modulation in Response to Metal-Induced Oxidative Stress in Algal Chloroplasts. Environmental Contamination and Toxicology 40:18–24.
24-  Rafiqul IM, Hassan A, Sulebele G, Orosco CA, Roustaian P, Jalal KCA (2003) Salt stress culture of blue-green algae Spirulina fusiformis. Biological Science 6: 648-650
25- Rao AR, Dayananda C, Sarada R, Shamala TR, Ravishankar GA (2007) Evect of salinity on growth of green alga Botryococcus braunii and its constituents. Bioresource Technology 98: 560–564.
26. Raymond J, Rakariyatham N, Azanza JL (1993) Purification and some properties of polyphenoloxidase from sunflower seeds. J Phytochem 34: 927–931.
27- Sharma G, Kumar M, Ali MI, Jasuja ND (2014) Effect of Carbon Content, Salinity and pH on Spirulina platensis for Phycocyanin, Allophycocyanin and Phycoerythrin Accumulation. J Microb Biochem Technol 6:202-206.
28- Singh SP, Hader D-P, Sinha RP (2009) Cyanobacteria and ultraviolet radiation (UVR) stress: Mitigation strategies. Ageing Research Reviews 9:79–90.
29- Singh SP, Montgomery BL (2011) Determining cell shape: adaptive regulation of cyanobacterial cellular differentiation and morphology. J Trends in Microbiology 19:278-285.
30- Singh Gill S, Tuteja N (2010) Reactive oxygen species and antioxidant machinery in abiotic stress tolerance in crop plants. Plant Physiology and Biochemistry 48:909–930.
31- Sundaram S, Soumya KK (2011) Study of physiological and biochemical alterations in cyanobacteria under organic stress. J Plant physiol 6:1–16.
32- Wyman M, Fay P (1986) Underwater light climate the growth and pigmentation of planktonic blue-green (cyanobacteria). I. The influence of light quantity. J Proc R Soc Lond 227:367–380.
33- Zhu JK (2001) Plant salt tolerance. Trends in Plant Science 6:66-71.
  • تاریخ دریافت: 26 آبان 1393
  • تاریخ بازنگری: 30 آذر 1393
  • تاریخ پذیرش: 27 دی 1393