نوع مقاله: مقاله پژوهشی

چکیده

به منظور بررسی اثر غلظتهای مختلف کیتوزان 0 ، 05/0، 1/0، 2/0، 4/0، 5/0، 1، 2، 3 درصد  همراه با تیمار اضافی آب مقطر بر جوانه زنی و رشد گیاهچه گلرنگ (Carthamus tinctorius L.) تحت تنش کم آبی (0، 4-، 8- و 12- بار) آزمایشی در شرایط محیطی کنترل شده انجام شد. نتایج نشان داد با افزایش تنش، درصد جوانه­زنی، شاخص جوانه­زنی، طول ساقه­چه و ریشه­چه، وزن خشک ساقه­چه و ریشه­چه و محتوی پروتئین کاهش یافت. با تشدید تنش به سطح 8- بار، میزان پرولین، محتوی مالون دی آلدئید، فعالیت آنزیم کاتالاز و پراکسیداز گیاهچه­ها افزایش یافت. بیشترین طول و وزن خشک ساقه­چه در غلظت 4/0 درصد کیتوزان مشاهده شد که نسبت به تیمار آب به ترتیب 3/19 و 36 درصد افزایش نشان دادند. در غلظت­های 05/0 تا 4/0 درصد کیتوزان میزان پرولین، پروتئین و فعالیت آنزیم کاتالاز گیاهچه­ها افزایش یافتند در حالی که محتوی  مالون دی آلدئید کاهش نشان داد. در پتانسیل اسمزی 8 - بار، بیشترین درصد جوانه زنی، طول ساقه چه و ریشه چه در غلظت 4/0 درصد کیتوزان به دست آمد. در این پتانسیل اسمزی کاهش میزان پرولین، مالون دی آلدئید، فعالیت آنزیم کاتالاز و پراکسیداز و افزایش پروتئین گیاهچه­ها در غلظتهای 05/0 تا 4/0 درصد کیتوزان  نسبت به تیمار آب مشاهده شد. با افزایش پتانسیل اسمزی در محیط جوانه­زنی به 12- بار، درصد جوانه زنی، طول ساقه چه و ریشه چه در غلظتهای 05/0 تا 4/0 درصد کیتوزان در مقایسه با تیمار آب افزایش یافتند. همچنین در این سطح تنش کم آبی کمترین مقدار این صفات از غلظتهای 1تا 3 درصد کیتوزان به دست آمد. به این ترتیب می­توان اظهار داشت که پیش تیمار بذر گلرنگ با کیتوزان در غلظتهای 4/0 و پایین تر از آن درصد جوانه­زنی را بهبود بخشیده و اثر تنش کم آبی بر پارامترهای جوانه­زنی را تعدیل می­کند. 

کلیدواژه‌ها

عنوان مقاله [English]

Effect of chitosan on safflower (Carthamus tinctorius L.) Seed Germination and antioxidant enzymes activity under water stress

چکیده [English]

In order to study the effects of different chitosan concentrations (0, 0.05, 0.1, 0.2, 0.4, 0.5, 1, 2, 3%,) along with a additional treatment of distilled water on seed germination of safflower (Carthamus tinctorius L.) seedling, under water stress conditions(0, -4, -8 and -12 bar) an experiment was conducted in a controlled-environment condition. Results showed that germination percentage, germination index, shoot and root height, shoot and root dry weight and protein content decreased with increasing water stress. Proline and malondialdehyde (MDA) content, Catalase (CAT) and peroxidase (POX) activities increased by increasing osmotic potential to -8 bar. The greatest shoot height and dry weight (19.3 and 36% more than distilled water treatment, respectively) were observed at 0.4% chitosan concentration. At low concentrations of chitosan (0.05 - 0.4%) protein and proline contents and CAT activity increased and MDA content decreased. In osmotic potential -8 bar, the highest germination percentage, shoot and root height obtained by 0.4% chitosan concentration. Also at this osmotic potential a decline in and MDA proline contents, CAT and POX activity and an increase in the concentrations of protein (in comparison with distilled water treatment) were detected in low concentrations of chitosan. In the highest level of osmotic potential (-12 bar), germination percentage, shoot and root height increased by low concentrations of chitosan in comparison with distilled water treatment. Also at this osmotic potential the least rate of former parameters obtained by 1-3% chitosan. Thus, it suggests that chitosan concentration at 0.4% or lower levels may improve germination percentage of safflower seeds and benefit for seedlings growth under water deficit stress.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Chitosan
  • Germination
  • Safflower
  • Water stress

اثر غلظتهای مختلف کیتوزان بر جوانه­زنی بذر و آنزیمهای آنتی اکسیدانت گلرنگ (Carthamus tinctorius L.) در شرایط تنش کم آبی 

بتول مهدوی1، سید علی محمد مدرس ‌ثانوی1،*، مجید آقا علیخانی1 و مظفر شریفی2

1 تهران، دانشگاه تربیت مدرس، دانشکدة کشاورزی، گروه زراعت

2 تهران، دانشگاه تربیت مدرس، دانشکدة علوم زیستی، گروه علوم گیاهی

تاریخ دریافت: 16/4/89               تاریخ پذیرش: 1/9/90 

چکیده

به منظور بررسی اثر غلظتهای مختلف کیتوزان 0 ، 05/0، 1/0، 2/0، 4/0، 5/0، 1، 2، 3 درصد  همراه با تیمار اضافی آب مقطر بر جوانه زنی و رشد گیاهچه گلرنگ (Carthamus tinctorius L.) تحت تنش کم آبی (0، 4-، 8- و 12- بار) آزمایشی در شرایط محیطی کنترل شده انجام شد. نتایج نشان داد با افزایش تنش، درصد جوانه­زنی، شاخص جوانه­زنی، طول ساقه­چه و ریشه­چه، وزن خشک ساقه­چه و ریشه­چه و محتوی پروتئین کاهش یافت. با تشدید تنش به سطح 8- بار، میزان پرولین، محتوی مالون دی آلدئید، فعالیت آنزیم کاتالاز و پراکسیداز گیاهچه­ها افزایش یافت. بیشترین طول و وزن خشک ساقه­چه در غلظت 4/0 درصد کیتوزان مشاهده شد که نسبت به تیمار آب به ترتیب 3/19 و 36 درصد افزایش نشان دادند. در غلظت­های 05/0 تا 4/0 درصد کیتوزان میزان پرولین، پروتئین و فعالیت آنزیم کاتالاز گیاهچه­ها افزایش یافتند در حالی که محتوی  مالون دی آلدئید کاهش نشان داد. در پتانسیل اسمزی 8 - بار، بیشترین درصد جوانه زنی، طول ساقه چه و ریشه چه در غلظت 4/0 درصد کیتوزان به دست آمد. در این پتانسیل اسمزی کاهش میزان پرولین، مالون دی آلدئید، فعالیت آنزیم کاتالاز و پراکسیداز و افزایش پروتئین گیاهچه­ها در غلظتهای 05/0 تا 4/0 درصد کیتوزان  نسبت به تیمار آب مشاهده شد. با افزایش پتانسیل اسمزی در محیط جوانه­زنی به 12- بار، درصد جوانه زنی، طول ساقه چه و ریشه چه در غلظتهای 05/0 تا 4/0 درصد کیتوزان در مقایسه با تیمار آب افزایش یافتند. همچنین در این سطح تنش کم آبی کمترین مقدار این صفات از غلظتهای 1تا 3 درصد کیتوزان به دست آمد. به این ترتیب می­توان اظهار داشت که پیش تیمار بذر گلرنگ با کیتوزان در غلظتهای 4/0 و پایین تر از آن درصد جوانه­زنی را بهبود بخشیده و اثر تنش کم آبی بر پارامترهای جوانه­زنی را تعدیل می­کند.

واژه های کلیدی: پتانسیل اسمزی، پرولین، فعالیت آنزیمی، کیتوزان، گلرنگ

* نویسنده مسئول، تلفن: 4-44580481-021 ، پست الکترونیکی: modaresa@yahoo.com

مقدمه

 

خشکی، مهم­ترین عامل محدود کننده تولید موفقیت­آمیز محصولات زراعی در سراسر جهان به حساب می­آید، به طوری که تأثیرات زیان باری بر رشد رویشی و زایشی گیاهان دارد (43). به علاوه انتظار می­رود تغییرات اقلیمی، اثرات شدیدی روی شدت و فراوانی خشکیها در آینده داشته باشند (17 و 29). کیتین که یکی از فراوان ترین پلی‌ساکاریدهای موجود در طبیعت می­باشد، زنجیره پلیمری از N- استیل گلوکوزامین است و با پروتئینها و ترکیبات آلی دیگر همراه می­باشد. این ماده، ترکیب اصلی دیواره­های سلولی برخی جانوران از جمله خانواده خرچنگ مانند میگو، خرچنگ و خرچنگ خاردار، حشرات، پاتوژنهای گیاهی و میکروارگانیسم­ها را تشکیل می‌دهد. بعد از سلولز، کیتین دومین پلیمر زیستی فراوان موجود در طبیعت است، که کاربردهای متعدد صنعتی، دارویی و کشاورزی برای آن گزارش شده است (3، 32، 33، 48 و54). کیتوزان یک پلی‌ساکارید گلوکوزامین مشتق شده از کیتین است. معمولاً کیتوزان به کیتینی که بیش از 50 درصد گروههای استیل آن حذف شده باشد اطلاق می‌گردد (31). در کشاورزی از کیتوزان برای پوشش دادن بذر، برگ و میوه (12) استفاده می­شود. همچنین به­عنوان کود و در کنترل آزادسازی ترکیبات شیمیایی سموم (41)، برای افزایش تولید گیاه، تحریک ایمنی گیاه (15)، محافظت گیاهان در مقابل میکروارگانیسم‌ها (36) و تحریک جوانه­زنی و رشد گیاه به کار می­رود.

اثر تحریک کنندگی کیتوزان بر جوانه­زنی و رشد گیاهچه های گندم (51)، ذرت (52) و بادام زمینی (53) مشخص شده است. در مطالعات اخیر، اثر مثبت کیتوزان روی رشد ریشه­ها، ساقه­ها و برگهای گیاهان مختلف از جمله ژربرا (Gerbera jamesonii) (49) و چند گیاه دیگر مشاهده شده است (9). اثر کیتوزان روی رشد گیاه Eustoma grandiflorum (Raf.) Shinn نیز نشان داده شده است (33). کیتوزان همچنین رشد گیاهان مختلف از قبیل کلم (18)، جوانه­های سویا (26) و ریحان (23) را تحریک می­کند. لی  و همکاران (25) اظهار داشتند که تیمار کیتوزان عملکرد و به طور قابل توجهی رشد جوانه­های سویا را افزایش داد. به هرحال مکانیزم عمل کیتوزان روی رشد ناشناخته باقی مانده است. احتمالاً کیتوزان ممکن است سیگنالی را برای سنتز هورمونهای گیاهی مانند جیبرلین القاء کند و رشد و نمو گیاه را توسط بعضی مسیرهای سیگنالینگ مربوط به بیوسنتز اکسین، از طریق مسیر وابسته به تریپتوفان، افزایش دهد (46). تیمار گیاهان برنج با کیتوزان قبل از تنش کم آبی خسارت تنش خشکی در این گیاه را کاهش داده است. این تأثیر به تولید متابولیت­های ثانویه توسط برنج که سبب بسته شدن روزنه­ها­ی گیاه و کاهش تعرق می­شوند نسبت داده­ شده است (6). گلرنگ به علت توانایی رشد در شرایط تنش آب و ارزش اقتصادی روغن و بذر آن می­تواند یک گیاه مناسب در اکوسیسم های زراعی مناطق خشک باشد (21). اگر چه گلرنگ به خشکی مقاوم است، جوانه­زنی آن به طور قابل توجهی تحت تأثیر تنش خشکی قرار می­گیرد. برای مثال گزارش شده که در گیاهان گلرنگ درصد جوانه­زنی، طول ساقه­چه و ریشه­چه  تحت تأثیر تنش آب، کاهش یافت (19). یکی از مهم ترین عوامل مؤثر در حصول عملکرد مطلوب، استقرار مناسب گیاه در مزرعه است که خود وابسته به مرحله جوانه­زنی می­باشد. این مرحله به شدت از تنشهای محیطی به ویژه تنش کم آبی، تأثیر می­پذیرد. با توجه به  این موارد و همچنین اهمیت گیاه  گلرنگ به عنوان یک دانه روغنی و دارویی، انجام این تحقیق جهت بهبود جوانه­زنی آن، ضروری به نظر می­رسد.

مواد و روشها

این تحقیق با استفاده از امکانات محیط کنترل شده در آزمایشگاه فیزیولوژی دانشگاه تربیت مدرس به­صورت فاکتوریل در قالب طرح  کاملاً تصادفی با 3 تکرار انجام شد. عامل اول مقدار کیتوزان در 9 سطح شامل 0، 05/0، 1/0، 2/0، 4/0، 5/0، 1، 2 و 3 درصد کیتوزان (محلول در استیک اسید 1 درصد) همراه با تیمار اضافی آب مقطر (به عنوان شاهد) و عامل دوم تنش کم آبی در 4 سطح (0، 4-، 8- و 12- بار) بود. بدین منظور بذرهای گلرنگ (Carthamus tinctorius L.) (رقم گلدشت) در غلظتهای مختلف محلولهای کیتوزان و آب مقطر برای 3 ساعت در دمای 25 درجه سانتی گراد غوطه­ور شد. سطوح مختلف پتانسیل آب مورد نظر برای اعمال تنش کم آبی با استفاده از نمک پلی اتیلن گلایکول 6000 (PEG6000) طبق دستورالعمل میچل و کافمن (30) تهیه گردید. برای تمام تیمارها در هر 3 تکرار 25 عدد از  بذرهای تیمار شده با کیتوزان و آب، به پتری دیشهای استریل حاوی کاغذ صافی واتمن شماره 1 انتقال یافت. به هر یک از پتری دیشها 10 میلی لیتر از محلولهای پلی اتیلن گلایکول با سطح مورد نظر اضافه شد و در ژرمیناتور با دمای 20 درجه سانتی گراد گذاشته شد. هشت روز بعد، تعداد بذرهای جوانه­زده شمارش، و طول ریشه­چه، ساقه­چه، وزن خشک ساقه­چه و ریشه­چه اندازه­گیری شد. برای خشک کردن نمونه­ها، به مدت 48 ساعت در آون با دمای 70 درجه سانتی­گراد قرار داده شدند. برای سنجش فعالیت آنزیمها، پرولین و تعیین میزان پراکسیداسیون لیپیدی، گیاهچه­ها در نیتروژن مایع فریز و تا زمان انجام آنالیزهای بیوشیمیایی در فریزر 80- درجه سانتی­گراد نگهداری شدند.

برای اندازه­گیری پرولین از روش بیتس (5) استفاده شد. غلظت پرولین نمونه­ها با استفاده از غلظتهای مشخص پرولین خالص در منحنی استاندارد به عنوان شاهد در طول موج 520 نانومتر بر حسب میلی گرم بر گرم بافت تازه برگ محاسبه گردید. مالون دی آلدئید (MDA) به عنوان فرآورده نهایی پراکسیداسیون لیپیدهای غشاء با روش دوس (11) اندازه­گیری شد. میزان MDA نمونه­ها با اندازه­گیری جذب در طول موجهای 532 و 600 نانومتر و با استفاده از ضریب خاموشی (ε=155 μM-1cm) محاسبه گردید.

عصاره­گیری برای سنجش فعالیت آنزیمی و پروتئین: 2/0 گرم از بافت گیاهی تازه منجمد شده در نیتروژن مایع در بافر پتاسیم فسفات 05/0 مولار، 8/6 pH= در دمای 4-0 درجه سانتی­گراد ساییده و عصاره­گیری شد و سپس همگنای حاصل در 12000 دور در دقیقه در دمای 4-2 درجه سانتی گراد به مدت 15 دقیقه سانتریفیوژ شد و محلول رویی برای سنجش فعالیت آنزیمها و پروتئینها مورد استفاده قرار گرفت.

سنجش فعالیت آنزیم پراکسیداز: سنجش فعالیت آنزیم پراکسیداز بر طبق روش پاندولفینی و همکاران (34) انجام شد. در این روش از بافر پتاسیم فسفات 05/0 مولار در حضور گایاکول با غلظت نهایی 28 میلی مولار و پراکسید هیدروژن با غلظت نهایی 5 میلی مولار استفاده شد. فعالیت آنزیمی به ازای تغییرات جذب در طول موج 470 نانومتر به میلی­گرم پروتئین در دقیقه بیان شد.

سنجش فعالیت آنزیم کاتالاز : سنجش فعالیت آنزیم کاتالاز به روش ککمک و هورست (8) انجام شد. مخلوط واکنش شامل عصارة آنزیمی، بافر و پراکسید هیدروژن با غلظت نهایی 10 میلی مولار بود. تجزیه آب اکسیژنه با کاهش جذب در طول موج 240 نانومتر پیگیری و به ازای هر میلی­گرم پروتئین در عصارة آنزیمی بیان شد.

پروتئین: میزان پروتئین گیاهچه­ها نیز طبق روش برادفورد (7) تعیین شد. بدین منظور 1 میلی لیتر از محلول برادفورد به همراه 100 میکرولیتر عصارة آنزیمی پس از گذشت 10 تا 15 دقیقه، در دستگاه اسپکتروفتومتر قرار گرفت و جذب محلول در طول موج 595 نانومتر ثبت شد. غلظت پروتئین بر حسب میلی­گرم بر گرم بافت تازه با استفاده از منحنی استاندارد محاسبه شد.

از نرم افزار SAS برای تجزیه آماری داده­ها استفاده و با مشاهده تفاوت معنی­دار در آنالیز واریانس (ANOVA) مقایسه میانگینها با آزمون چند دامنه­ای دانکن در سطح احتمال (05/0P<)  صورت گرفت.

نتایج 

تجزیة واریانس داده­ها (جدول 1) نشان داد که تنش کم آبی بر کلیه صفات مورد ارزیابی تأثیر گذاشته است (01/0P<) همچنین پرایمینگ بذر گلرنگ با کیتوزان سبب ایجاد تفاوت معنی­دار در پارامترهای جوانه­زنی شد. به طوری که با افزایش سطح تنش کم آبی، درصد جوانه­زنی به طور معنی­داری کاهش یافت یعنی از 1/83 درصد در تیمار بدون تنش به 1/41 درصد در تنش کم آبی با پتانسیل آب 12- بار رسید. آغشتن بذرها با کیتوزان 4/0 درصد کیتوزان در مقایسه با دو تیمار آب و استیک اسید تفاوت معنی­داری ایجاد نکرد،  اما از سطح 5/0 به بعد کاهش معنی­داری مشاهده گردید (جدول 2). در شرایط بدون تنش هر دو تیمار از نظر درصد جوانه­زنی با سطوح مختلف کیتوزان تفاوت معنی­داری نداشتند. در تنش 4- بار بیشترین درصد جوانه­زنی در تیمار آب مشاهده شد که تفاوت معنی­داری با تیمار استیک اسید و غلظتهای مختلف کیتوزان، غیر از 2/0 و 3 درصد نداشت. بیشترین درصد جوانه­زنی در تنش 8- بار در غلظت کیتوزان 4/0 درصد و کمترین آن در غلظت 2 درصد کیتوزان مشاهده شد. در تنش 12- بار درصد جوانه­زنی در غلظت­های 4/0 و 05/0 درصد کیتوزان بیشترین و در غلظت 1 درصد کمترین بود. در این سطح تنش، تیمار بذرها با غلظتهای 05/0 تا 5/0درصد کیتوزان درصد جوانه­زنی را بیشتر از تیمار آب افزایش دادند در حالی که تفاوت معنی­داری با تیمار استیک اسید نداشتند. همچنین درصد جوانه­زنی در غلظتهای 1تا 3 درصد کیتوزان نسبت به تیمار آب و استیک اسید کاهش یافت (جدول 3). مقایسه میانگین صفات نشان داد که شاخص جوانه­زنی در پتانسیل اسمزی 12- بار کمترین مقدار بود که از نظر آماری با بقیه سطوح اختلاف معنی­داری داشت. در غلظت کیتوزان 05/0 بیشترین شاخص جوانه­زنی مشاهده شد. سطوح کیتوزان 05/0 تا 4/0درصد اختلاف معنی­داری با تیمار آب مقطر نداشتند اما از سطح 5/0 درصد به بعد کاهش معنی­داری مشاهده شد. شاخص جوانه­زنی در سطح کیتوزان 05/0 درصد نسبت به تیمار استیک اسید بیشتر و از سطح 1/0 تا 5/0 اختلاف معنی داری با تیمار استیک اسید نداشت. در سطوح کیتوزان 1 و 3 شاخص جوانه­زنی نسبت به تیمار استیک اسید کاهش یافت (جدول 2).

در شرایط بدون تنش، تیمار آب مقطر بیشترین و تیمار استیک اسید، غلظت 1/0، 4/0 و 1 کیتوزان کمترین شاخص جوانه­زنی را داشتند. در تنش 4- بار بیشترین شاخص جوانه­زنی در تیمار آب مقطر و غلظت 1/0 کیتوزان و کمترین آن در غلظت 3 بار کیتوزان مشاهده شد. شاخص جوانه­زنی در تنش 8- بار در غلظتهای 05/0 تا 4/0 درصد اختلاف معنی­داری با تیمار آب مقطر و استیک اسید نداشت اما از غلظت 5/0 درصد به بعد کاهش معنی داری در این صفت مشاهده شد. شاخص جوانه­زنی در تنش 12- بار در غلظت 05/0 تا 4/0 درصد بیشتر از تیمار آب مقطر و استیک اسید بود بنابراین با افزایش تنش به 12- بار این صفت در غلظتهای پایین کیتوزان نسبت به  تیمار آب مقطر و استیک اسید افزایش یافت (جدول 3).

طول ساقه­چه با افزایش سطوح تنش به طور معنی­داری کاهش یافت. تنش کم آبی 12- بار نسبت به تیمار آب طول ساقه­چه را 6/95 درصد کاهش داد. طول ساقه­چه در سطح کیتوزان 4/0 درصد حداکثر بود که نسبت به تیمار آب افزایش نشان داد. حداقل طول ساقه­چه در سطح کیتوزان 3 درصد به دست آمد (جدول 2). در شرایط بدون تنش، این صفت در سطوح مختلف کیتوزان با تیمار آب و اسید استیک اختلاف معنی­داری نداشت. تحت تنش 4- بار، طول ساقه­چه در سطح کیتوزان 3 درصد نسبت به تیمار آب و اسید استیک کاهش یافت در حالی­که این صفت در سطوح دیگر کیتوزان اختلاف معنی­داری با این دو تیمار نداشت. طول ساقه­چه در شرایط تنش 8- بار، در سطح کیتوزان 2 و 3 درصد نسبت به تیمار آب و اسید استیک کاهش یافت و در سطوح دیگر کیتوزان اختلاف معنی­داری با این دو تیمار نداشت. در شرایط تنش 12- بار، بیشترین طول ساقه­چه در سطوح کیتوزان 05/0 و 4/0 درصد مشاهده شد در حالی­که تیمارهای آب و استیک اسید  و بقیه سطوح کیتوزان غیر از 1/0 و 2/0 ساقه­چه­ای تولید نکردند (جدول 3).

مقایسه میانگین طول ریشه­چه در سطوح پتانسیل اسمزی حاکی از آن بود که بیشترین طول ریشه­چه در تیمار شاهد (صفر بار) به دست آمد و با افزایش پتانسیل اسمزی طول ریشه­چه کاهش یافت. طول ریشه­چه در سطوح کیتوزان 05/0 تا 4/0 درصد نسبت به تیمار آب و استیک اسید  افزایش یافت درحالی که از سطح 5/0 درصد به بعد کاهش یافت (جدول 2). در شرایط بدون تنش، طول ریشه­چه در غلظتهای مختلف کیتوزان اختلاف معنی­داری با تیمار آب و استیک اسید نداشتند. وقتی گیاهچه­ها در معرض تنش 4- بار قرار گرفتند، طول ریشه­چه در سطح کیتوزان 2/0 درصد بیشترین مقدار داشت و کمترین مقدار آن مربوط به تیمار استیک اسید بود که با سطوح 5/0 تا 3 درصد کیتوزان اختلاف معنی­داری نداشت. طول ریشه­چه در شرایط تنش 8- بار در سطح کیتوزان 4/0 درصد بیشترین و 2 و3  درصد کمترین بود. در سطح تنش 12- بار، بیشترین طول ریشه­چه در سطح کیتوزان 05/0 درصد مشاهده شد که با سطوح 1/0 تا 5/0 اختلاف معنی­داری نداشت. در این سطح تنش، در سطوح 1 و 2 درصد کیتوزان، هیچ ریشه چه­ای تولید نشد (جدول 3).

مقایسه میانگین صفات بررسی شده نشان داد که وزن خشک ساقه­چه در پتانسیل اسمزی صفر و 4- بار بیشترین بود و با افزایش پتانسیل اسمزی از 4- بار مقدار آن کاهش می­یابد به طوری که در 12- بار حداقل وزن خشک ساقه چه مشاهده شد. بیشترین وزن خشک ساقه­چه در سطح کیتوزان 4/0 درصد مشاهده شد که با تیمار آب و اسید استیک اختلاف معنی­داری داشت (جدول 2). در شرایط بدون تنش، وزن خشک ساقه­چه در مقادیر مختلف کیتوزان اختلاف معنی­داری با تیمار آب نداشت. در این شرایط حداقل وزن خشک ساقه­چه در تیمار اسید استیک مشاهده شد. در پتانسیل اسمزی 4- و 8- بار، وزن خشک ساقه­چه در مقادیر مختلف کیتوزان اختلاف معنی­داری با تیمار آب و اسید استیک نداشت. بیشترین وزن خشک ساقه­چه در شرایط تنش 12- بار، در سطوح کیتوزان 4/0 درصد مشاهده شد که اختلاف معنی­داری با سطوح کیتوزان 05/0 و 1/0 درصد نداشت. در حالی­که در تیمارهای آب و استیک اسید و سطوح کیتوزان 5/0 به بالا ساقه­چه­ای تولید نشد (جدول 3).

وزن خشک ریشه­چه در پتانسیل اسمزی صفر اختلاف معنی­داری با 4- بار نداد و با افزایش پتانسیل اسمزی از 4- بار وزن خشک ریشه­چه کاهش یافت. وزن خشک ریشه­چه در مقادیر مختلف کیتوزان اختلاف معنی­داری با تیمار آب و اسید استیک نداشت (جدول 2). وزن خشک ریشه چه در پتانسیل اسمزی صفر، در مقادیر مختلف کیتوزان اختلاف معنی­داری با تیمار آب نداشت. در این شرایط حداقل وزن خشک ریشه­چه در تیمار اسید استیک مشاهده شد. در پتانسیل اسمزی 4- و 8- بار، وزن خشک ریشه­چه در مقادیر مختلف کیتوزان اختلاف معنی­داری با تیمار آب و اسید استیک نداشت. در شرایط تنش 12- بار، بیشترین وزن خشک ریشه چه، در سطوح کیتوزان 05/0 درصد مشاهده شد که اختلاف معنی­داری با سطوح کیتوزان 4/0، 1/0 درصد و تیمار استیک اسید نداشت (جدول 3).

با افزایش تنش کم آبی به 8- بار، میزان پرولین افزایش یافت. بیشترین میزان پرولین در غلظت کیتوزان 2/0 درصد مشاهده شد که نسبت به تیمار آب و استیک اسید افزایش یافت. میزان این صفت در غلظتهای 4/0 تا 3 درصد کیتوزان با تیمار آب اختلاف معنی­داری نداشت (جدول 2). در شرایط بدون تنش بیشترین میزان پرولین در غلظت کیتوزان 2/0 درصد مشاهده گردید. در این شرایط میزان پرولین در غلظت­های 1 تا 3 درصد کیتوزان یکسان و با تیمار آب و استیک اسید اختلاف معنی­داری نداشت. در پتانسیل اسمزی 4- بار، میزان پرولین در غلظتهای 1/0 تا 4/0 درصد کیتوزان نسبت به تیمار آب اختلاف معنی داری نداشت در حالی که در غلظتهای 5/0 تا 3 درصد کیتوزان افزایش یافت.  کمترین میزان این صفت در غلظت کیتوزان 05/0 درصد مشاهده گردید که نسبت به تیمار آب 31/42 درصد کاهش نشان داد. میزان پرولین در گیاهچه­های تحت پتانسیل اسمزی 8- بار در غلظتهای 1 تا 2 درصد کیتوزان افزایش یافت که نسبت به تیمار آب اختلاف معنی­داری نداشت. اما در غلظتهای 05/0 تا 5/0 درصد کیتوزان این صفت کاهش یافت. پیش تیمار بذر با  کیتوزان 1/0 درصد در پتانسیل اسمزی 12- بار سبب کاهش اثر مضر تنش شده و پرولین گیاهچه­ها را کاهش داد (جدول 3). 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

محتوی مالون دی آلدئید (MDA) گیاهچه­ها با افزایش تنش کم آبی به 8- بار، افزایش یافت. بیشترین محتوی MDA در غلظت کیتوزان 3 درصد به دست آمد و کمترین مقدار آن مربوط به کیتوزان 2/0 درصد بود (جدول 2). در شرایط بدون تنش، تیمار آب بیشترین محتوی MDA را به خود اختصاص داد. در این شرایط کمترین محتوی MDA مربوط به غلظت کیتوزان 1/0 درصد بود که با کیتوزان 05/0  و 4/0 درصد اختلاف معنی داری نداشت. خیساندن بذر در محلول 5/0 تا 3 درصد کیتوزان، سبب افزایش معنی­داری در پراکسیداسیون لیپیدی غشاء (نسبت به تیمار آب) در پتانسیلهای اسمزی 4- بار می­شود. در پتانسیلهای اسمزی 4- و 8- بار کاهش محتوی MDA گیاهچه ها در غلظتهای 05/0 تا 2/0 درصد کیتوزان مشاهده شد. در پتانسیل اسمزی 12- بار،  غلظت کیتوزان 1/0 درصد سبب کاهش پراکسیداسیون لیپیدی شد که اختلاف معنی­داری با غلظت کیتوزان 05/0 درصد نداشت (جدول 3).

با افزایش تنش کم آبی غلظت پروتئین گیاهچه­های گلرنگ کاهش یافت. افزایش غلظت کیتوزان از 05/0 تا 5/0 درصد سبب افزایش غلظت پروتئین در مقایسه با تیمار آب و استیک اسید (0 درصد) گردید (جدول 2). در گیاهچه­های تنش ندیده تغییری در مقدار پروتئین در غلظتهای 05/0 تا 1 درصد کیتوزان در مقایسه با تیمار آب مشاهده نشد در حالی که این صفت در  غلظتهای 2 و 3 درصد کیتوزان کاهش یافت. پیش تیمار بذر با محلول 05/0 تا 3 درصد کیتوزان در پتانسیل اسمزی 4- بار سبب افزایش غلظت پروتئین نسبت به تیمار آب شد. در پتانسیل اسمزی 8- بار، مقدار این صفت در غلظتهای 05/0 تا 5/0 درصد کیتوزان نسبت به تیمار آب افزایش یافت و همچنین در غلظتهای 1 و 3 درصد کیتوزان اختلاف معنی­داری با تیمار آب نداشت. مقدار پروتئین در پتانسیل اسمزی 12- بار، در غلظت­ 1/0 درصد کیتوزان بیشترین مقدار بود (جدول 3).

با افزایش تنش کم آبی به 8- بار، میزان فعالیت آنزیم کاتالاز افزایش یافت. کیتوزان در غلظتهای 05/0 تا 4/0 درصد در مقایسه با تیمار آب و استیک اسید سبب افزایش فعالیت آنزیم کاتالاز شد (جدول 2). در شرایط بدون تنش، فعالیت این آنزیم در غلظتهای 05/0 تا 4/0 درصد کیتوزان نسبت به تیمار آب افزایش و در غلظتهای 1 تا 3 درصد کاهش یافت. در پتانسیل اسمزی 4- بار، فعالیت آنزیم کاتالاز گیاهچه­های تیمار شده با غلظتهای مختلف کیتوزان اختلاف معنی­داری با تیمار آب و استیک اسید نداشت. بذرهای تیمار شده با غلظتهای 05/0 تا 4/0 درصد کیتوزان زمانی که در پتانسیل اسمزی 8- بار قرار گرفتند میزان فعالیت آنزیم کاتالاز در آنها نسبت به تیمار آب کاهش یافت. در پتانسیل اسمزی 12- بار، غلظت 4/0 درصد کیتوزان فعالیت این آنزیم را تحریک نمود (جدول 3).

میزان فعالیت آنزیم پراکسیداز با افزایش تنش کم آبی به 8- بار افزایش یافت. پیش تیمار بذرها با غلظتهای مختلف کیتوزان تأثیری بر فعالیت آنزیم پراکسیداز نداشت (جدول 2). در شرایط بدون تنش، فعالیت این آنزیم در غلظتهای 05/0 تا 4/0 درصد کیتوزان نسبت به تیمار آب افزایش و در غلظتهای 5/0 تا 3 درصد کاهش یافت. در پتانسیل اسمزی 4- بار، فعالیت آنزیم پراکسیداز در غلظتهای مختلف کیتوزان و تیمار آب یکسان بود. بذرهای تیمار شده با غلظتهای 05/0 تا 4/0 درصد کیتوزان زمانی که در پتانسیل اسمزی 8- بار قرار گرفتند میزان فعالیت آنزیم پراکسیداز در آنها نسبت به تیمار آب کاهش یافت. در پتانسیل اسمزی 12- بار، غلظت 05/0 درصد کیتوزان فعالیت این آنزیم را تحریک نمود (جدول 3).

بحث

با توجه به نتایج به دست آمده مشخص شد که درصد و شاخص جوانه­زنی، طول ساقه­چه و ریشه­چه، وزن خشک ساقه­چه و ریشه­چه بذرها به طور معنی­داری در اثر تنش کم آبی کاهش می­یابند. نتایج مشابهی نیز توسط سید شریفی و سید شریفی (1387) گزارش شده است (2). درصد و شاخص جوانه­زنی بذرهای گلرنگ در غلظتهای پایین کیتوزان (05/0 تا 4/0 درصد) نسبت به تیمار آب تغییری نشان ندادند در حالی که در این شرایط افزایش طول ساقه­چه، طول ریشه­چه و وزن خشک ساقه­چه مشاهده شد. در غلظتهای بالای کیتوزان (1 تا 3 درصد)، این صفات نسبت به تیمار آب افزایش یافتند. گان و همکاران (14) نشان دادند که کیتوزان اثر معنی­داری بر جوانه­زنی بذرهای ذرت در دمای پایین نداشت، در حالی که شاخص جوانه­زنی، طول ساقه­چه، طول ریشه­چه و وزن خشک ساقه­چه و ریشه­چه  را در دو دودمان ذرت آزمایش شده، افزایش داد. به طور مشابه در بذرهای بادام زمینی خیسانده شده در کیتوزان، افزایش سرعت و انرژی جوانه زنی مشاهده شده است (58). کیتوزان در غلظتهای پایین می­تواند جوانه­زنی بذرهای سویا را افزایش دهد در حالی که غلظت­های بالای آن ممکن است برای بذر سمی باشند (22).

به نظر می­رسد با افزایش پتانسیل اسمزی (12- بار) درصد و شاخص جوانه­زنی گیاهچه­ها، طول ریشه­چه و وزن خشک ریشه­چه در غلظتهای 05/0 تا 5/0درصد کیتوزان نسبت به تیمار آب بیشتر و در غلظتهای 1تا 3 درصد کمتر بودند. در این شرایط، گیاهچه­ها در غلظتهای 5/0 تا 3 درصد هیچ ساقه­چه­ای تولید نکردند. بنابراین می­توان نتیجه گرفت کیتوزان در غلظتهای پایین تر از 5/0 می­تواند کاهش درصد و شاخص جوانه­زنی ناشی از افزایش تنش کم آبی را جبران کند. بنا به اظهار نظر محققین، پوشش بذر با کیتوزان ممکن است جوانه­زنی بذر را افزایش داده و تحمل به شرایط تنش را در گیاهچه­های برنج افزایش دهد (37). مشخص شده است که غلظتهای بالای کیتوزان به علت پوشش چسبنده­ای  که روی قسمت بیرونی بذر گیاهان ایجاد می­کند، ممکن است سبب جلوگیری از جذب آب توسط بذر شود (4).

تحت تیمار خشکی میزان پرولین گیاهچه­ها افزایش می یابد. تجمع ترکیبات آلی مانند پرولین در سیتوپلاسم نقش مهمی را در کاهش تنش اسمزی ایفاء می­کنند (50). افزایش تجمع پرولین در حین تنش می تواند به دلیل تحریک سنتز آن از اسید گلوتامیک، کاهش صادرات آن از طریق آوند آبکشی، جلوگیری از اکسیداسیون آن در طول تنش و تخریب و اختلال در گیاهان در طول تنشهای رطوبتی، برای انجام فرآیند سنتز پروتئینها باشد (28). میزان پرولین در غلظتهای 05/0 تا 2/0 درصد کیتوزان نسبت به تیمار آب افزایش یافت. در این بررسی مشاهده شد که کیتوزان در غلظتهای پایین (05/0 تا 4/0 درصد) باعث کاهش میزان پرولین با افزایش پتانسیل اسمزی می­شود در حالی که با افزایش غلظت کیتوزان، میزان پرولین افزایش می­یابد. تجمع MDA اغلب به عنوان شاخص پراکسیداسیون لیپیدی استفاده شده است (39). در این مطالعه محتوی MDA با افزایش تنش کم آبی به 8- بار، افزایش یافت. تنش کم آبی باعث افزایش تولید گونه­های فعال اکسیژن (ROS) می­شود که مسئول اکسیداسیون لیپیدهای غشاء می­باشد (45). در تحقیق حاضر محتوی MDA در غلظتهای پایین کیتوزان کاهش یافت. پرایمینگ بذر­های ذرت با کیتوزان نیز منجر به کاهش محتوی MDA شده است (14). همچنین در گیاه آبزی Hydrilla verticillat مشخص شده که محتوی MDA در گیاهان تیمار شده با کیتوزان نسبت به شاهد  کاهش می­یابد (56). به نظر می­رسد کیتوزان می­تواند با کلاته کردن یونهای فلزی یا ترکیب شدن با لیپیدها، اکسیداسیون لیپیدها را کاهش دهد (57). در این آزمایش با افزایش پتانسیل اسمزی محتوی MDA گیاهچه­ها در غلظتهای 05/0 تا 4/0 درصد کیتوزان نسبت به تیمار آب کاهش یافت. به نظر می­رسد کیتوزان در غلظت­های پایین، با از بین بردن رادیکالهای آزاد بطور مستقیم و یا توسط آنزیمهای آنتی اکسیدان، از اکسیداسیون چربیها جلوگیری نموده و مانع افزایش مالون دی آلدهید شود.  

طبق نتایج به دست آمده تنش کم آبی غلظت پروتئین را کاهش می­دهد درحالی که پیش تیمار بذرها با غلظتهای پایین کیتوزان (05/0 تا 5/0 درصد) سبب افزایش آن گردید. تحت شرایط تنش شدید کاهش معنى دار پروتئین در گیاهچه­ها را مى­توان هم به تخریب پروتئین و هم کاهش سنتز آن (20) نسبت داد. وقتی گیاهچه­ها در معرض تنش بالا (8-) و غلظتهای پایین کیتوزان قرار می­گیرند غلظت پروتئین در آنها افزایش می­یابد. در شرایط تنش آب، اکسیژن فعال در گیاهان تجمع می­یابد. در این شرایط در گیاهان یک سیستم دفاعی ایجاد می­شود  که توسط آنزیمهای محافظت کننده درونی تسریع می­شود  که به خوبی از صدمات اکسیژن فعال جلوگیری می­کند و بنابراین به فعالیت عادی گیاه  کمک می­کنند (47). زمانی که گیاهان در معرض تنش کم آبی قرار می­گیرند، لازم است که تمام سیستمهای دفاعی برای مقابله با صدمات اکسیژن فعال، فعالیت خود را شروع کنند. در بسیاری از گیاهان مشخص شده که تنش خشکی فعالیت آنزیمهای کاتالاز، پراکسیداز و سوپر اکسیداز را تحت تأثیر قرار می­دهد (20). مطالعات زیادی نشان داده است که درجه خسارت  ایجاد شده توسط  تنش خشکی همبستگی منفی با افزایش فعالیت آنزیمهای کاتالاز، پراکسیداز و سوپر اکسیداز دارد (10، 13). در این تحقیق نیز با کاهش پتانسیل آب به 8- بار میزان فعالیت آنزیم کاتالاز و پراکسیداز افزایش یافت. افزایش فعالیت آنزیمهای کاتالاز، پراکسیداز و سوپر اکسیداز در واکنش به تنش کم آبی توسط سایر محققین نیز گزارش شده است (1، 24، 40). به نظر می رسد در گیاهچه­های گلرنگ آنزیمهای کاتالاز و پراکسیداز نقش کلیدی در محافظت گیاهچه­ها در برابر تنش کم آبی دارند. پیش تیمار بذرها با غلظتهای 05/0 تا 4/0 درصد کیتوزان سبب افزایش فعالیت آنزیم کاتالاز گردید. پیش تیمار بذرها با غلظتهای مختلف کیتوزان تأثیری بر فعالیت آنزیم پراکسیداز نداشت. در دو لاین ذرت آزمایش شده، کیتوزان منجر به افزایش فعالیت آنزیم کاتالاز و پراکسیداز شد (14). در شرایط تنش خشکی، بافتهای گیاه از طریق افزایش فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدانت اثرات زیان بار رادیکالهای آزاد (ROS) را کاهش می­دهد (38). بنابراین این واکنشها موجب سازگاری کوتاه مدت به کم آبی می شوند، اما فعالیتهای آنزیمی و آنتی­اکسیدانتها نمی­توانند روی خشکی شدید و دراز مدت مؤثر باشد (44).

 اخیراً فعالیت آنتی­اکسیدانت کیتوزان مورد توجه زیادی قرار گرفته است (35). کیتوزان می­تواند رادیکالهای آزاد OH و O2 را خنثی کند و مشخص شده که خاصیت حفاظت کننده از DNA را دارد (16). مکانیسم خنثی کنندگی رادیکالهای آزاد کیتوزان ممکن است به ساختار خاص آن مربوط باشد که از تعداد زیادی گروه آمین و هیدروکسیل قابل دسترس تشکیل شده که با رادیکالهای آزاد (ROS) واکنش نشان می­دهد (27، 42، 55). در این آزمایش، اعمال سطح تنش 8- بار همراه با خیساندن بذر در غلظتهای پایین کیتوزان منجر به کاهش فعالیت آنزیم کاتالاز و پراکسیداز شد. این کاهش فعالیت این آنزیمها در گیاهچه­های تنش دیده را می­توان به اثر آنتی اکسیدانی کیتوزان در خنثی سازی مستقیم یون سوپر اکسید نسبت داد .همچنین نتایج نشان داد که فعالیت این آنزیمها در غلظتهای 5/0 تا 3 درصد کیتوزان اختلاف معنی­داری با تیمار آب نداشت.  

نتیجه­ گیری

با توجه به نتایج به دست آمده می­توان نتیجه گرفت که پیش تیمار بذر­های گلرنگ با غلظتهای پایین کیتوزان (05/0 تا 4/0 درصد) اثر مثبتی بر جوانه­زنی داشته و با تأثیر بر سیستم دفاع آنتی اکسیدانی گیاه سبب افزایش مقاومت گیاهچه­های گلرنگ تحت تنش کم آبی می­گردد.

1- دولت آبادیان، آ.، مدرس ثانوی س. ع. م و شریفی م. 1388. اثر تنش کم آبی و محلول پاشی اسید اسکوربیک بر میزان فعالیت آنزیمهای آنتی اکسیدان و برخی تغییرات بیوشیمیایی در برگ ذرت دانه­ای (Zea maize L.). مجله زیست شناسی ایران، جلد 22، شماره  2 : 422-407.

2- سید شریفی، ر و ر. سید شریفی. 1387. بررسی اثراتPEG  بر جوانه زنی و رشد گیاهچه ارقام گلرنگ. مجله زیست شناسی ایران، جلد 21، شماره  3 : 410-400.

 

  1. Babel, S., Kurniawan, T.A. 2003. Low-cost adsorbents for heavy metals uptake from contaminated water: a review. Journal of Hazardous Materials. 97: 219-243.
  2. Barka, E.A., Eullaffroy, P., Cle´ment, C., Vernet, G. 2004. Chitosan improves development, and protects Vitis Vinifera L. against Botrytis cinerea. Plant Cell Reports. 22: 608-614.
  3. Bates, L.S., Waldern, R.P., Teave, I.D. 1973. Rapid determination of free proline for water stress studies. Plant Soil. 39: 205-207.
  4. Boonlertnirun, S., Sarobol, E.D., Meechoui, S., Sooksathan I., 2007. Drought recovery and grain yield potential of rice after chitosan application. Kasetsart Journal. (Nature Science.) 41: 1-6
  5. Bradford, M. 1976. A rapid and sensitive method for the quantitation of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Annual Review of Biochemistry. 72: 248-254.  
  6. Cakmak, I. and Horst, W. 1991. Effect of aluminium on lipid peroxidation, superoxide dismutase, catalase and peroxidase activities in root tip of soybean (Glysin max). Plant Physiology. 83: 463-468.
  7. Chibu, H., Shibayama, H. 2001. Effects of chitosan applications on the growth of several crops, in: Uragami, T., Kurita, K., Fukamizo T. (Eds.), Chitin and Chitosan in Life Science, Yamaguchi, pp. 235-239.
  8. Chowdhury, R.S., Choudhuri M.A. 1985. Hydrogen peroxide metabolism as index of water stress tolerance in jute. Physiologia Plantarum. 65: 503-507.
  9. De Vos, C., Schat, H., De Waal, M., Vooijs, R., Ernst, W. 1991. Increased to copper-induced damage of the root plasma membrane in copper tolerant silene cucubalus, Plant Physiology. 82: 523-528.
  10. Devlieghere, F., Vermeulen, A., Debevere, J. 2004. Chitosan: antimicrobial activity, interactions with food components and applicability as a coating on fruit and vegetables, Food Microbiol. 703-714.
  11. Dhindsa, R.S., Matow E.W. 1981. Drought tolerance in two mosses: correlated with enzyme defense against lipid peroxidation. Journal of Experimental Botany. 32: 79-91.
  12. Guan, Y.J.; Hu, J.; Wang, X.J.; Shao, C.X. 2009. Seed priming with chitosan improves maize germination and seedling growth in relation to physiological changes under low temperature stress. Journal of Zhejiang University-Science B. 10: 427-433.
  13. Hadwiger, L.A., Klosterman, S.J., Choi, J.J. 2002. The mode of action of chitosan and its oligomers in inducing plant promoters and developing disease resistance in plants, in: K. Suchiva, S. Chandrkrachang, P. Methacanon, M.G. Peter (Eds.), Advances in Chitin Science, vol. 5, Bangkok, pp. 452-457
  14. Harish Prashanth, K.V., Dharmesh, S.M., Jagannatha Rao, K.S., Tharanathan, R.N. 2007. Free radical-induced chitosan depolymerized products protect calf thymus DNA from oxidative damage. Carbohydrate Research. 342:190-195.
  15. Harte, J., Saleska, S., Shih, T. 2006. Shifts in plant dominance control carbon-cycle responses to experimental warming and widespread drought. Environmental Research Letter. 1: 1–4.
  16. Hirano, S. 1988. The activation of plant cells and their self-defence function against pathogens in connection with chitosan. Nippon Nogeikagaku Kaishi, 62: 293-295 (in Japanese with English summary)
  17. Jajarmi V. 2008. Effect of water stress on germination indices in seven safflower cultivars (Carthamus tinctorius L.). Proceedings of the Seventh International Safflower Conference, Wagga Wagga, New South Wales, Australia.
  18. Jiang, H.F., Ren X.P. 2004. The effect on SOD activity and protein content in groundnut leaves by drought stress. Acra Agromomica Sinra, 30: 169-174. (in Chinese)
  19. Kar, G., Kumar, A., Martha, M. 2007. Water use efficiency and crop coefficients of dry season oilseed crops. Agriculture Water Manage. 87: 73–82.
  20. Katchadat, k. 2005. Effects of chitosan on fusarium solani causative a soybean related. Sudden death syndrome pathogen (M. S. Thesis). Technology and Environmental Management, Faculty of Graduate Studies, Mahidol University.
  21. Kim, H.J. 2005. Characterization of bioactive compounds in essential oils, fermented anchovy sauce, and edible plants, and, induction of phytochemicals from edible plants using methyl jasmonate (MeJA) and chitosan. PhD Thesis, Clemson University, USA, 178 pp
  22. Kukreja, S., Nandval, A.S., Kumar, N., Sharma, S.K., Sharma, S.K., Unvi, V., Sharma, P.K. 2005. Plant water status, H2O2 scavenging enzymes, ethylene evolution and membrane integrity of Cicer arietinum roots as affected by salinity. Journal of Plant Biology. 49: 305-308.
  23. Lee, Y.S., Kang, C.S., Lee, Y.S. 1999. Effects of chitosan on production and rot control of soybean sprouts. Korean Journal of Crop Science. 44: 368-372
  24. Lee, Y.S., Kim, Y.H., Kim, S.B. 2005. Changes in the respiration, growth and vitamin C content of soybean sprouts in response to chitosan of different molecular weights. HortScience. 40: 1333-1335
  25. Li, W.J., Jiang, X., Xue, P.H., Chen, S.M. 2002. Inhibitory effects of chitosan on superoxide anion radicals and lipid free radicals. China Science Bull. 47:887-889.
  26. Lutts, S.J., M. Kint, and Bouharmont, J. 1996. Effect of various salts and mannitol on ion and proline accumulation in relation to osmotic adjustment in rice callus cultures. Journal of Plant Physiology. 149: 186-195
  27. Manabe, S, Wetherald, R.T., Milly, P.C.D., Delworth, T.L., Stouffer R.J. 2004. Century-scale change in water availability: CO2-quadrupling experiment. Climate Change. 64:59-76.
  28. Michel, B.E. and Kaufman, M.R. 1973. The osmotic potential of polyethylene glycol 6000. Plant Physiology. 51: 914-916.
  29. No, H.K., Meyers, S.P., Lee, K.S. 1989. Isolation and characterization of chitin from crawfish shell waste. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 37(3): 575-579.
  30. Obara, K., Ishihara, M., Ishizuka, T., Fujita, M., Ozeki, Y., Maehara, T., Saito, Y., Yura, H., Matsui, T., Hattori, H. 2003. Photocrosslinkable chitosan hydrogel containing fibroblast growth factor-2 stimulates wound healing in healing-impaired db/db mice. Biomaterial. 24: 3437–3444.
  31. Ohta, K., Tanguchi, A., Konishi, N., Hosoki, T. 1999. Chitosan treatment affects plant growth and flower quality in Eustoma grandiflorum. Hortscience, 34: 233-234.
  32. Pandolfini, T., Gabbrielli, R., Comparini, C. 1992. Nickel toxicity and peroxidase activity in seedlings of Triticum aestivum L. Plant Cell and Environment. 15: 719-725.
  33. Park, P.J., Je, J.Y., Kim, S.K. 2004. Free radical scavenging activities of differently deacetylated chitosans using an ESR spectrometer. Carbohydrate Polymers. 55: 17-22.
  34. Pospieszny, H., Chirkov S., Atabekov, J. 1991. Induction of antiviral resistance in plants by chitosan, Plant Science. 79: 63–68.
  35. Ruan, S.L., Xue Q.Z. 2002. Effects of chitosan coating on seed germination and salt-tolerance of seedlings in hybrid rice (Oryza sativa L.). Acta Agronomica Sinica. 28(6): 803-808. (in Chinese).
  36. Sharma, P., Dubey, R.S. 2005. Drought induces oxidative stress and enhances the activities of antioxidant enzymes in growing rice seedlings. Plant Growth Regulation. 46: 209-221.
  37. Smirnoff, N. 1995. Antioxidant systems and plant response to the environment. In: Smirnoff N, ed. Environment and plant metabolism. Flexibility and acclimation. Oxford: Bios Scientic Publishers. 217243.
  38. Srivalli, B., Sharma, G., Khanna-Chopra, R. 2003. Antioxidative defence system in an upland rice cultivar subjected to increasing intensity of water stress followed by recovery. Plant Physiology. 119: 503-512
  39. Sukwattanasinitt, M., Klaikherd, A., Skulnee, K., Aiba, S. 2001. Chitosan as a releasing device for 2,4-D herbicide, in: Uragami, T., Kurita, K., Fukamizo T. (Eds.), Chitin and Chitosan, Chitin and Chitosan in Life Science, Yamaguchi, pp. 142–143
  40. Sun, T., Xie, W.M., Xu, P.X. 2004. Superoxide anion scavenging activity of graft chitosan derivatives. Carbohydrate Polymers. 58:379–382.
  41. Talwar, H.S., Chandra Sekhar, A., Nageswara Rao, R.C. 2002. Genotypic variability in membrane thermostability in groundnut. Indian Journal Plant Physiology. 7:97-102.
  42. Tan, Y., Liang, Z.S., Shao, H.B., Du, F. 2006. Effect of water deficits on the activity of anti-oxidative enzymes and osmoregulation among three different genotypes of Radix Astragali at seeding stage. Colloids and Surface Science B. 49: 60-65.
  43. Upadhyaya, H. and Panda, S. K. 2004. Responses of Camellia sinensis to drought and rehydration. Journal of Plant Biology. 48: 597-600.
  44. Uthairatanakij, A, Teixeira da Silva J. A., Obsuwan K. 2007. Chitosan for Improving Orchid Production and Quality. Orchid Science and Biotechnology 1(1): 1-5
  45. Wang, J., Li D.Q., Gu L.S. 2002. The response to water stress of the antioxidant system in maize seedling roots with different drought resistance. Acta Botanica Boreali-Occidentalia Sinica. 22: 285-290.
  46. Wang, X.H., Li, D.P., Wang, W.J., Feng, Q.L., Cui, F.Z., Xu, Y.X., Song, X.H., vander Werf, M. 2003. Crosslinked collagen/chitosan matrix for artificial livers. Biomaterials. 24: 3213-3220.
  47. Wanichpongpan, P., Suriyachan K., Chandrkrachang S. 2001. Effect of chitosan on the growth of Gerbera flower plant (Gerbera jamesonii). Chitin and chitosan: Chitin and Chitosan in Life Science, Yamaguchi, Japan, pp 198-201.
  48. Watanabe, S., Kojima, K., Ide, Y., Satohiko Sasaki, S., 2000. Effects of saline and osmotic stress on proline and sugar accumulation in Populus euphratica in vitro. Plant Cell Tissue and Organ Culture. 63(3): 199-206.
  49. Wei, S, Zang, X.M., Xue, J.P., Xiang G. 2007. Effect of chitosan on seeds germination and seedling physiological property of wheat. Periodicals. Core Journals Biology Journal. 24 (2)
  50. Winter, Y., House, Q.P., Xiu-juan, W., Zhi-Meng, Z., You-rong, S. 2001. Effect of chitosan on physiological activities in germinating seed and seedling leaves of maize. Periodicals Hebei Vocational and Technical Teachers College Journal. 15(4)
  51. Winter, Y., House, Q.P., Zhi-Meng, Z, Xiujuan, W, Xiao-jun, H. 2002. Germinating seed of peanut effects of chitosan on some physiological activity in germinating seed of peanut. Core Journals Journal of peanut science. 31(1)
  52. Worrell, D.B., Sean Carrington, C.M., Huber, D.J. 2002. The use of low temperature and coatings to maintain storage quality of breadfruit, Artocarpus altilis (Parks.). Postharvest Biology and Technology. 25: 33-40.
  53. Xie, W.M., Xu, P.X., Liu, Q. 2001. Antioxidant activity of water-soluble chitosan derivatives. Bioorganic and Medicinal Chemistry Letters. 11: 1699-1701.
  54. Xu, Q.J., Nian, Y.G., JINXC, Yan, C.Z., Liu, J., Jiang, G.M. 2007. Effects of chitosan on growth of an aquatic plant (Hydrilla verticillata) in polluted waters with different chemical oxygen demands. Chinese Journal of Environmental Science. 19: 217–221
  55. Xue, C., Yu, G., Hirata, T. 1998. Antioxidative activities of several marine polysaccharides evaluated in a phosphatidylcholine/liposomal suspension and organic solvents [J]. Bioscience, Biotechnology and Biochemistry. 62: 206-209.
  56. Zhou, Y.G., Yang, Y.D., Qi, Y.G., Zhang, Z.M.; Wang, X.J.; Hu, X.J. 2002. Effects of chitosan on some physiological activity in germinating seed of peanut. Core Journals Journal Peanut Science. 31: 22-25.