نوع مقاله: مقاله پژوهشی

چکیده

Rosa hybrida درختچه چند ساله‌ای است که بعد از قطع رأس ساقه، یک دوره رشدی جدید را شروع و طی آن جوانه های جانبی از تسلط انتهایی خارج شده وشروع به رشد می­کنند. در هر دوره جدید از رشد ، برگهای جدید و جوان تشکیل می­شوند. در این مطالعه 4 نمونه برگی از رأس به سمت پایه، که نشانگر مرحله جوانی تا بلوغ می باشد، انتخاب و تعدادی نشانگر بیوشیمیایی و فیزیولوژیکی رنگدانه ای مورد مطالعه قرار گرفت. نتایج نشان دادند که به هنگام بلوغ علاوه بر تفاوتهای ظاهری در شکل و اندازه برگ ها، برخی نشانگرهای فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی نیز تغییر می­یابند. داده ها حاکی از افزایش میزان رنگدانه های فتوسنتزی کلروفیلی و کاروتنوئیدی، با افزایش سن برگ  تا رسیدن به مرحله بلوغ به منظور بهبود کارایی دستگاه فتوسنتزی برگ انجام می­ باشد. کاهش تدریجی محتوای ترکیبات فنولی، آنتوسیانین ها و فلاونوئیدها با افزایش سن برگ مشاهده گردید. این نتایج بیانگر کاهش آسیبهای اکسیداتیو طی بلوغ برگی است.

کلیدواژه‌ها

عنوان مقاله [English]

Age dependent changes of pigments in Rosa hybrida

چکیده [English]

Rosa hybrida is a perennial plant that after cut off head of the stem, lateral buds become free from apical dominance and begin to growth. In each new period of growth, new and young leaves can be formed. The four leaf samples were numbered from apex to base, showing young to mature leaf stages and some biochemical pigment markers changes were studied. The results suggest that during maturation, in addition to morphological differences, some physiological and biochemical markers are change. Data showed age dependent increase in the amount of pigments such as chlorophylls and carotenoids to reach the stage of leaf maturity to improve the leaf photosynthetic system efficiency. Gradually reducing in content of phenolic compounds, anthocyanins and flavonoids suggest reduction on oxidative damage.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Rosa hybridus
  • leaf age
  • pigments

تغییرات رنگدانه­ای وابسته به سن در برگهای Rosa hybrida 

نادر چاپارزاده 1و2،*، لادن رحیم پور شفایی1، میثم دولتی1 و ابوالفضل برزگر3

1 تبریز، دانشگاه شهید مدنی آذربایجان، گروه زیستشناسی

2 تبریز، دانشگاه شهید مدنی آذربایجان، گروه پژوهشی بیوتکنولوژی گیاهان شورپسند

3  - تبریز، دانشگاه تبریز، مرکز تحقیقات علوم پایه

تاریخ دریافت: 7/2/90                 تاریخ پذیرش: 15/8/90 

چکیده 

Rosa hybrida درختچه چند ساله‌ای است که بعد از قطع رأس ساقه، یک دوره رشدی جدید را شروع و طی آن جوانه های جانبی از تسلط انتهایی خارج شده وشروع به رشد می­کنند. در هر دوره جدید از رشد ، برگهای جدید و جوان تشکیل می­شوند. در این مطالعه 4 نمونه برگی از رأس به سمت پایه، که نشانگر مرحله جوانی تا بلوغ می باشد، انتخاب و تعدادی نشانگر بیوشیمیایی و فیزیولوژیکی رنگدانه ای مورد مطالعه قرار گرفت. نتایج نشان دادند که به هنگام بلوغ علاوه بر تفاوتهای ظاهری در شکل و اندازه برگ ها، برخی نشانگرهای فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی نیز تغییر می­یابند. داده ها حاکی از افزایش میزان رنگدانه های فتوسنتزی کلروفیلی و کاروتنوئیدی، با افزایش سن برگ  تا رسیدن به مرحله بلوغ به منظور بهبود کارایی دستگاه فتوسنتزی برگ انجام می­ باشد. کاهش تدریجی محتوای ترکیبات فنولی، آنتوسیانین ها و فلاونوئیدها با افزایش سن برگ مشاهده گردید. این نتایج بیانگر کاهش آسیبهای اکسیداتیو طی بلوغ برگی است.

واژه های کلیدی: رز چند رنگ، سن برگ، رنگدانه­ها

* نویسنده مسئول، تلفن: 4327541-0412، پست الکترونیکی:  nchapar@azaruniv.edu

مقدمه 

 

ویژگیهای فیزیولوژیکی برگها به سن و موقعیت آنها روی ساقه بستگی دارد. به دلیل اهمیت رنگدانه‏ها در فعالیت برگ، مطالعه محتوای رنگدانه‏ای می‏تواند اطلاعات خوبی در خصوص وضعیت فیزیولوژیکی برگها در اختیار ما قرار دهد. رنگدانه­های گیاهی مانند کلروفیل­ها و کاروتنوئیدها از نشانگرهای فیزیولوژیکی افزایش سن برگها بوده و همراه با نمو برگ و کلروپلاست­ها، تولید آنها نیز به‌منظور تأمین انرژی مورد نیاز افزایش می­یابد (7). میزان کاروتنوئید برگها نشانه مستقیم حفاظت فتوسیستم­ها از تابشهای با شدت بالا می­باشد (1).

غلظت ترکیبات فنولی که از مواد حفاظتی مهم سلول­های گیاهی هستند به مراحل نموی برگ بستگی داشته و میزان زیادی از این ترکیبات در برگهای جوان یافت می­شود (27). فلاونوئیدها از ترکیبات مؤثر در پاسخ گیاهان به گستره وسیعی از عوامل محیطی بوده و به­عنوان تنظیم کننده­های نموی نیز شناخته شده­اند (30). به­دلیل تولید  H2O2در شرایط تنشی و نیز طی متابولیسم عمومی گیاه و قابلیت انتشار آن، تجمع فلاونوئیدها یک نوع مکانیسم حفاظتی گیاه در مواجهه با H2O2 می­باشد (32).

همچنین گیاهان آنتوسیانین­ها را به طور طبیعی طی دوره نموی خود یا به‌منظور مقاومت در برابر شرایط تنشی مانند شدت نور بالا و دمای کم انباشته می­کنند (8). از تغییرات قابل مشاهده در برگهای جوان تغییر رنگی است که تا رسیدن به مرحله بلوغ نشان می­دهند، به طوری که برگهای جوان در رئوس رویشی جدید بیشتر گونه­ها، ابتدا به رنگ قرمز آشکار و بتدریج با افزایش سن برگ سبز می­شوند (13). آنتوسیانینه بودن برگهای جوان و رنگی دیده شدن آنها تقریبا در تمام گونه­های درختی مناطق استوایی قابل مشاهده است (10). این رنگی بودن در گونه­هایی که تأخیر سبز شدن را نشان می‌دهند، همراه با تولید کلروفیل و یا حتی مقدم بر آن می­باشد (8). آنتوسیانین­ها در بافتهای در حال نمو به­عنوان رقیق کننده­های نوری عمل کرده و با جذب طول موج­های پر انرژی آبی- سبز، لایه­های سلولی زیرین را از تابش­های شدید محافظت می­کنند. این ویژگی برای برگهای رأس شاخه‌ها که در دوره بلوغ شدتهای نور بالاست، امتیاز بسیار سودمندی است (11). به طور کلی، بررسی چگونگی تغییر ترکیباتی با توان آنتی‌اکسیدانی، مانند فلاونوئیدها و آنتوسیانین­ها، می­تواند اطلاعات مفیدی راجع به وضعیت سیستم آنتی اکسیدانی برگها طی بلوغ در اختیار ما قرار دهد. این مطالعه به‌منظور بررسی تغییراتی که به موازات افزایش سن برگ و تغییر رنگ آن، در گیاهRosa hybrida  رخ می­دهد، انجام شد. 

مواد و روشها

نمونه­برداری: در این مطالعه برگهای گیاهRosa hybrida  از خانواده Rosaceae به‌عنوان نمونه­های مورد ­نظر انتخاب شدند. برای بررسی رفتارهای گیاهان در محیط رشد طبیعی آنها، از گیاهان رزی که در محوطه دانشگاه تربیت معلم آذربایجان (آذرشهر – آذربایجان‌شرقی) کشت شده بودند، استفاده گردید. در این گیاهان شاخه­های فرعی که در فاز رویشی قرار داشته و هنوز وارد مرحله گل­دهی نشده بودند انتخاب و برگهای رأسی این شاخه­ها که در هر دو سطح به رنگ قرمز تند دیده می شدند، به‌عنوان جوانترین برگ (برگ شماره 1) انتخاب گردید. با رفتن به سمت پایه و گذشت زمان، سن برگ افزایش می­یابد، سطح رویی برگ (adaxial ) به رنگ سبز در آمده و سطح زیرین برگ (abaxial) به رنگ قرمز باقی می­ماند. این برگ شماره 2 نامیده شد. برگ شماره 3 برگی است که سطح رویی کاملا سبز داشته و سطح زیری آن نیز به رنگ سبز روشن درآمده است. برگ شماره 4 که برگ بالغ می­باشد، نسبت به سه نمونه اول مسن­تر بوده و در پایین­ترین قسمت قرار دارد و در هر دو سطح کاملا سبز می­باشد. 

طی یک دوره رشد درRosa hybrida ، برگهای جدید برای اولین بار در فصل بهار ظاهر می­شوند و در اوایل اردیبهشت می توان روی یک شاخه، همه برگها را در سنین مختلف، از تازه جوانه زده تا برگ بالغ مشاهده کرد. برای اطمینان از صحت نمونه­برداری با استفاده از دستگاه SPAD که برای اندازه‌گیری میزان کلروفیل کل برگ به کار می­رود، میزان کلروفیل نمونه­های مورد­نظر قبل از برداشت اندازه‌گیری شد. استفاده از این وسیله برای چنین بررسی هایی تأیید شده است (20). از نمونه­هایی که در معرض تابش نورخورشید بودند استفاده و تلاش شد از این نظر اختلافی بین نمونه­ها وجود نداشته باشد. جمع­آوری نمونه ها ساعت 9 قبل از ظهر انجام می‌شد. این 4 نمونه برگی از نظر تفاوت­های کمی بیوشیمیایی رنگدانه‌ای با انجام آنالیزهای زیر بررسی و مقایسه گردیدند.

سنجش کلروفیل­ها و کاروتنوئیدها: 2/0 گرم وزن تر هر نمونه برگی با 10 میلی لیتر استن خالص در هاون سرد همگن گردید. عصاره حاصل بعد از 15 دقیقه سانتریفیوژ در 3500 دور صاف شد. رسوب با 5 میلی لیتر استن خالص شستشو و کار تکرار گردید. در طول موج­های 646، 663 و 470 نانومتر میزان جذب مایع رویی در دستگاه اسپکتروفتومتر اندازه‌گیری شد. جذب­ها در روابط زیر جاگذاری و مقادیر Chla ،Chlb ، کلروفیل کل و کاروتنوئیدها محاسبه شد (20). گزارش نهایی مقادیر بر حسب میلی‌گرم بر گرم وزن تر بیان شده است.

Chlorophyll a (µg/ml) = 12.21 (A663) - 2.81 (A646 )

Chlorophyll b (µg/ml) = 20.13 (A646) - 5.03 (A663)

Total chlorophyll (µg/ml) = 20.2 (A646) + 8.02 (A663)

Carotenoids (µg/ml) = (1000A470 - 3.27(chl a) - 104(chl b))/227

سنجش فلاونوئیدها و آنتوسیانین­ها: 2/0 گرم وزن تر هر نمونه برگی با 10 میلی لیتر حلال (متانول: 79، آب مقطر: 20،  HCl:1) سابیده شد. محلول به مدت 72 ساعت در دمای صفر درجه در یخچال قرار داده شده و بعد در 4000 دور به مدت 25 دقیقه سانتریفیوژ گردید. پس از صاف کردن، جذب عصاره در طول موج­های 530 و 657 نانومتر اندازه‌گیری و از رابطه A530 - 0.24 A657 برای به­دست آوردن مقادیر جذب ویژه آنتوسیانین­ها استفاده شد. از ضریب تصحیح mM-1 cm-1 30 برای محاسبه مقدار آنتوسیانین­ها براساس مول بر گرم وزن تر برگ استفاده بعمل آمد (23). میزان فلاونوئیدها براساس جذب در 315 نانومتر گزارش شد.

سنجش ترکیبات فنولی: 2/0 گرم از نمونه‏های برگی تر با 3 میلی لیتر متانول در هاون همگن و 15 دقیقه در دمای اتاق نگه داشته شد. محلول به مدت 10 دقیقه در 5000 دور سانتریفیوژ و دوباره رسوب با 3 میلی لیتر متانول شستشو شد. بعد از سانتریفیوژ مجدد و صاف کردن، مایع رویی آن با قبلی مخلوط و برای سنجش ترکیبات فنولی استفاده شد. 1/0 میلی لیتر مایع رویی با 9/0 میلی لیتر آب مقطر و 2  میلی لیتر کربنات سدیم 15% مخلوط شد. مخلوط حاصل را هم زده و 3 دقیقه بعد 100 میلی لیتر معرف فولین اضافه و دوباره هم زده شد. مدت 15 دقیقه لوله‏ها در 45 درجه سانتی گراد قرار گرفته و بعد مدت 1 ساعت در 25 درجه سانتی گراد و در تاریکی نگه داشته شدند. جذب محلول در طول موج  nm750 اندازه­گیری شد (29). برای رسم منحنی استاندارد، محلول­هایی از اسید­گالیک با غلظت­های 5/0-0 میلی­گرم بر میلی­لیتر تهیه و جذب آنها در 750 نانومتر اندازه­گیری شد. مقدار نهایی فنول­ها براساس میلی­گرم بر گرم وزن تر برگ گزارش شد.

 

 

جدول 1- تاثیر سن برگ بر محتوای رنگدانه های کلروفیلی و کاروتنوئیدی (میانگین ± SE) و نسبتهای آنها

 

شماره برگ

Chla

 mg/g F.W.

Chlb

mg/g F.W.

Chl tot

 mg/g F.W.

Chl tot

(SPAD)

Chla/Chlb

Car

mg/g F.W.

Car/Chl

1

390/0 a

±026/0

410/0

±037/0

841/0  a

±061/0

a275/11

±726/0

970/0 a

±097/0

a075/0

±.004/0

094/0 a ±009/0

2

647/0 b

±041/0

357/0 ab

±059/0

ab030/1

±049/0

b30/18

±686/0

922/1 ac

±264/0

a088/0

±005/0

088/0 a ±003/0

3

c926/0

±116/0

ab287/0

±038/0

b   233/1

±089/0

c90/26

±756/0

410/3bc

±624/0

b119/0

±005/0

091/0 a ±007/0

4

c959/0

±095/0

b239/0

±028/0

b205/1

±065/0

d40/29

±992/0

175/4 b

 ±702/0

a078/0

±010/0

064/0 b ±005/0

LSD5%

24/0

128/0

206/0

463/2

512/1

021/0

021/0

              حروف متفاوت در هر ستون نشانگر اختلاف معنی دار در سطح احتمال 5% می باشد.


بررسی آماری: هر کدام از سنجشها برای هر نمونه 4 بار تکرار و داده­های حاصل از طریق نرمافزار SPSS 13 و به روش One-Way ANOVA تحلیل و معنی­داری آنها در سطح احتمال 5 درصد مشخص شد. نمودارها با نرم‌افزار Excel 2003 رسم شدند.

نتایج 

محتوای کلروفیل­ها و کاروتنوئیدها: براساس جدول 1 مقادیر کلروفیل a و کلروفیل کل افزایش معنی­دار وابسته به سن از برگ 1 تا 3 برگ داشته ولی بین برگهای 3 و 4 تفاوت معنی­داری مشاهده نشد. اما مقدار کلروفیلb  کاهش معنی‌داری را نشان نداد. نسبت کلروفیل a/b از برگ 1 تا 4 افزایش معنی­داری نشان داد.

مقدار کاروتنوئیدها در برگ 1 کم بود، ولی بتدریج با افزایش سن تا برگ 3 به طور معنی‌داری افزایش یافت. در برگ 4 کاهش مقدار کاروتنوئید نسبت به برگ 3 مشاهده شد. نسبت کاروتنوئید به کلروفیل کل از برگ 1 تا برگ 3 معنی‌دار نبود، ولی بین برگ 3 و برگ 4 کاهش معنی­داری دیده شد.

محتوای آنتوسیانین­ها: طبق شکل شماره 1، برگ شماره 1 دارای بیشترین مقدار آنتوسیانین بود. میزان این رنگدانه تا برگ ‌شماره 4 به طور معنی‌داری روند کاهشی داشت.

محتوای ترکیبات فنولی کل: براساس نمودار 2، غلظت کل ترکیبات فنولی از برگ 1 تا برگ 4 با افزایش سن کاهش معنی‌داری را نشان داد. 

محتوای فلاونوئیدها: همان طور که در نمودار 3 مشخص شده، مقدار این ترکیبات با افزایش سن برگ از برگ 1 تا 4 کاهش معنی‌داری را نشان داد.

بحث

کلروفیل­ها: متناسب با سن و موقعیت برگ روی شاخه، سطح برگ به تدریج افزایش یافته و همراه با آن تغییرات بیوشیمیایی برای تولید کلروپلاست­های کاملا نمو یافته انجام می­شود. براساس نتایج حاصل از SPAD و آنالیز شیمیایی (جدول 1) با افزایش سن برگها میزان کلروفیل بشدت افزایش می­یابد. افزایش کلروفیل کل برگ از مرحله جوانی تا بلوغ، در سیب­زمینی (25)، آفتابگردان (28) و گیاه Mentha pulegium نیز مشاهده شده است (6). درHedera helix که برگ جوان و برگ بالغ نیز از نظر مورفولوژیکی متفاوتند، تغییری در میزان کلروفیل مشاهده نشده است (3). جدول شماره 1 افزایش میزان Chla و کاهش جزئی Chlb را در  Rosa hybridaنشان می­دهد. در برگهای آفتابگردان از مرحله جوانی تا رسیدن به مرحله بلوغ نیز چنین تغییری مشاهده شده است (5). مطالعه برگهای کلم در سنین مختلف نیز افزایش میزان Chla را تا رسیدن به بلوغ نشان داده، ولی Chlbافزایش بسیار جزئی و میزان کلروفیل کل افزایش معنی­دار داشته است (17). تغییر میزان کلروفیل‌های a و b اغلب به صورت نسبتChla / Chlb  بیان می‌شود. این نسبت طبق جدول شماره 1 در  Rosa hybridaافزایش نشان می­دهد. نسبت بالایChla / Chlb  افزایش مرکز فتوسیستم­ها (Chla) را نسبت به کمپلکس جمع­آوری کننده نور (Chla  + Chlb ) بیان می کند و به تعبیری دیگر بیانگر نسبت بالاتر PS I به PS II می­باشد (9). مطالعات نشان داده­اند که نسبت پائینی از Chla / Chlb در کلروپلاست­های در حال نمو با میزان پائین PSI / PSII هماهنگی دارد. کمبود PSI در کلروپلاست­ها قبل از بلوغ با کمی میزان گرانوم­های استرومایی که به طور طبیعی محل اصلی قرارگیری PSI هستند در ارتباط است، ولی با گذشت زمان و افزایش گرانوم­های استرومایی میزان PSI و Chla هم افزایش یافته و در نتیجه افزایش نسبت Chla / Chlb اتفاق می­افتد (13). نسبت کمChla / Chlb در برگهای جوان آنتوسیانینه در مقایسه با برگهای سبز، نتیجه اثر سایه­ای آنتوسیانین­ها می باشد که آنتوسیانین­ها با جذب قوی نور آبی- سبز باعث کاهش نور ورودی به برگها می­شوند. سایه میزان رشد و نمو را به تأخیر انداخته و در نتیجه میزان  Chlaرا هم پائین نگه می­دارد. برگهای سایه‌ای نازک­تر بوده و غلظت پائینی از ترکیبات چرخه گزانتوفیل را هم نشان می دهند (21). افزایش نسبتChla / Chlb  از برگهای رأسی به سمت پایه در سه گونه آنتوسیانینی  styraciflua L.) Liquidambar) و (Cercis canadensis L.) و (Acer rubrum L.) گزارش شده است (13). 

کاروتنوئیدها: ظرفیت تثبیت کربن در برگهای جوان تا رسیدن به مرحله بلوغ پائین است، بنابراین این برگها در مواجه با پرتوهای با انرژی بالا فقط کسری از انرژی دریافت شده را می­توانند در واکنش­های فتوشیمیایی استفاده کنند (15). افزایش تدریجی مقدار کاروتنوئیدها در Rosa hybrida، مشابه با افزایش وابسته به سن میزان کاروتنوئیدها در برگهای Mentha pulegium می‌باشد (6). کاروتنوئیدها از خاموش­کننده‌های مهم حالت یکتایی کلروفیل و اکسیژن یکتایی محسوب می­شوند. حضور و افزایش تدریجی آنها با افزایش ظرفیت دفاع آنتی‌اکسیدانی برگ، باعث کاهش رادیکال­های آزاد تولید شده در برگ شده و از این طریق آسیب مراکز واکنشی و غشاها کاهش می­یابد. از طرفی کاروتنوئیدها ازجمله سیستم­های دفاعی هستند که بتدریج و با بلوغ برگ، جایگزین سیستم دفاعی آنتوسیانینی برگ جوان می­شوند. کاهش میزان کاروتنوئیدها بعد از بلوغ برگی احتمال تشکیل گونه‌های فعال اکسیژن را افزایش می­دهد (6). در آفتابگردان، افزایش میزان کاروتنوئیدها از برگ جوان تا برگ بالغ گزارش شده است (28). 

نسبت کاروتنوئید­ها به کلروفیل کل: از نسبت کاروتنوئیدها به کلروفیل کل برای بیان حفاظت نوری به وسیله کاروتنوئیدها (گزانتوفیل­ها) طی بلوغ دستگاه فتوسنتزی برگها استفاده می­شود (13). بر طبق نتایج جدول شماره1، نسبت کاروتنوئیدها به کلروفیل کل در  Rosa hybridaروند کاهشی بسیار جزئی داشته و تنها در برگ 4 کاهش معنی­داری وجود دارد که می­تواند به دلیل افزایش محتوای کلروفیل کل در این برگ باشد. این وضعیت نشان می­دهد در برگ جوان قرمز، اثرات زیان­آور فوتون­های با انرژی بالا می­تواند به وسیله تجمع رنگدانه­های غیرفتوسنتزی و غربال­کننده نور مانند آنتوسیانین­ها جبران شود. اما در مورد درختان جنگلی مناطق معتدله نسبت کاروتنوئیدها به کلروفیل در برگهای جوان سبز در مقایسه با برگهای بالغ سبز بیشتر می­باشد که فعالیت بالای چرخه گزانتوفیل‌ها در برگهای جوان بالا مانع آسیب دستگاه فتوسنتزی می­شود (19).

آنتوسیانین­ها: طبق نمودار 1 محتوای آنتوسیانین از برگ 1 تا 4 در  Rosa hybridaکاهش می­یابد. برگهای نابالغ به دلایل مختلفی همانند ساختار کلروپلاستی نابالغ و میزان کم آنزیم­های فتوسنتزی نسبت به شدت‌های بالای نور حساسند (13).

 

0

 

0.5

 

1

 

1.5

 

2

 

2.5

 

3

 

3.5

 

شماره برگ

 

1

 

2

 

3

 

4

 

a

 

b

 

c

 

d

نمودار 1- تاثیر سن برگ بر محتوای آنتوسیانین­ها ( میانگبن ± SE)

 


 

0

 

20

 

40

 

60

 

80

 

100

 

120

 

140

 

1

 

2

 

3

 

4

 

a

 

b

 

c

 

c

 

شماره برگ

نمودار 2- تاثیر سن برگ بر محتوای ترکیبات فنولی کل ( میانگبن ± SE)

 

0

 

10

 

20

 

30

 

40

 

50

 

60

 

70

 

1

 

2

 

3

 

4

 

a

 

b

 

c

 

c

 

شماره برگ

نمودار 3- تاثیر سن برگ بر محتوای فلاونوئیدها ( میانگبن ± SE)

در شدت‌های نوری بیش از ظرفیت فتوسنتزی، جذب بالای طول موجهای آبی- سبز (500-600 نانومتر) توسط آنتوسیانین­ها، برگ را از بازدارندگی نوری و آسیب به فتوسیستم­ها محافظت می­کند (14). برگهای جوان در حال رشد Hedera helix، از نظر فتوسنتزی به سرعت اشباع می­شوند و حتی در شدت­های نوری پائین، بازدارندگی نوری در آنها اتفاق می­افتد. بنابراین ویژگی رقیق­سازی نوری آنتوسیانین­ها برای این برگها از نظر تنظیم نور دریافتی بسیار مؤثر است (12). در شدت‌های نوری طبیعی توزیع عمومی آنتوسیانین­های گیاهی بیشتر در روپوست بالایی بوده (14) و وجود روپوست زیرین ارغوانی در برخی از گیاهان سازش یافته به محیط­های با نور کم، حکایت از نقش آنتوسیانین­ها به‌عنوان منعکس­کننده‌های طول موج قرمز دارد که از سطح رویی وارد برگ شده و کارایی گیرندگی نوری را در شدت­های پائین نور افزایش می­دهند. این عملکرد برای توضیح حضور آنتوسیانین­ها در سطح زیرین برگ در محیطی با شدت نور بالا کافی نیست، زیرا در این صورت آنتوسیانین­ها می­توانند با افزایش انعکاس نور، حتی باعث بازدارندگی نوری شوند (14). به نظر می­رسد آنتوسیانین­های هر دو سطح رویی و زیرین برگ  Rosa hybridaبه­عنوان کاهنده نوری عمل نموده و مانع بازدارندگی نوری می­شوند. در Mangifera indica (1) و Gazania splendens کمبود آنتوسیانین­ها در برگ بالغ نسبت به برگ جوان، به مهار بیوسنتز آنها نسبت داده شده است (7). در Cotyledon orbiculata که برگ جوان قرمز و برگ بالغ سبز رنگ دارد میزان آنتوسیانین‌ها و کاروتنوئیدهای برگ جوان بیشتر می­باشد که با بلوغ برگ مکانیسم‌های حفاظتی دیگری غیر از کاروتنوئیدها، مانند مومها جایگزین مکانیسم حفاظتی کاروتنوئیدها و آنتوسیانین­ها می­شوند (14). در Rosa hybrida  در برگهای جوان میزان آنتوسیانین­ها و در برگهای بالغ غلظت کاروتنوئیدها بیشتر است. احتمال دارد نیاز به فعالیت بالای چرخه گزانتوفیل‌ها در برگهای جوان به وسیله حضور بالای آنتوسیانین­ها جبران و برگهای جوان به­رغم ظرفیت پائین چرخه گزانتوفیل‌ها به علت داشتن آنتوسیانین­ها نسبت به برگهای بالغ بدون آنتوسیانین، در برابر بازدارندگی نوری مقاوم­تر شوند. غربال نوری توسط آنتوسیانین­ها اجازه می­دهد کلروپلاست جوان تا رسیدن به حالت بلوغ از تابش­های آسیب­رسان محافظت شود. این نتایج همان­طور که اشاره شد، با نتایج مشاهده شده در مورد برگهای جوان سبز گونه­های مناطق معتدله در تضاد است (19). در اینجا نقش آنتی‌اکسیدانی آنتوسیانین­ها نیز می‌تواند مطرح باشد. از آن­جایی که بین گونه­های فعال اکسیژن تنها H2O2 قابلیت انتشار به واکوئول­ها را که محل حضور آنتوسانین­هاست دارد، بنابراین در شرایط تولید زیاد گونه­های فعال اکسیژن، واکوئول‌های غنی از آنتوسیانین برگ جوان می­تواند محل سم‌زدایی H2O2 باشد (13).  

ترکیبات فنولی کل: نمودار 2 کاهش میزان ترکیبات فنولی کل را با افزایش سن در برگهای Rosa hybrida نشان می دهد. سنتز ترکیبات فنولی تنظیم نموی دارد و از طرفی باتوجه به القای سنتز ترکیبات فنولی توسط پرتو UV و شدت‌های نوری بالا، پیش­بینی می­شود غلظت فنول­ها طی تشکیل جوانه‌های برگی و نیز در مرحله­ای که برگها با نور فراوان مواجه می شوند زیاد باشد. (16). این تنظیم با تغییر فعالیت آنزیم فنیل آلانین آمونیالیاز (PAL ) قابل پیگیری می‌باشد (22). در مرحله جوانی به علت عدم بلوغ سیستم فتوسنتزی امکان آسیب­دیدگی در برابر تابشهای زیاد وجود داشته و برگها برای اجتناب از تنشهای زیستی و غیرزیستی، غلظت آنزیم PAL را برای سنتز بیشتر ترکیبات فنولی بالا می­برند. با افزایش سن و میزان ماده خشک برگ تا رسیدن به بلوغ، غلظت ترکیبات فنولی کاهش می­یابد. البته نقش آنتی‌اکسیدانی این ترکیبات در دفاع از گونه­های فعال اکسیژن را نباید نادیده گرفت. در  Catha edulis (31) و سیب‌زمینی (16) کاهش میزان ترکیبات فنولی از برگهای رأسی به سمت برگهای پائین مشاهده شده است. این کاهش به علت گسترش برگ و افزایش ماده خشک است که باعث رقیق­سازی و کاهش غلظت فنول­ها می­شود (16). در برگهای گلابی (2) و رقم Golden Delicious سیب (22) نیز روند کاهشی وابسته به سن برگ ترکیبات فنولی گزارش شده است.

فلاونوئیدها: کاهش تدریجی وابسته به سن در فلاونوئیدهای برگی Rosa hybrida مشاهده گردید (نمودار 3). با توجه به حساسیت بالای دستگاه فتوسنتزی در برگهای جوان نسبت به برگهای بالغ، احتمال می‌رود تجمع فلاونوئیدها در برگهای جوان نتیجه بالا بودن فعالیت آنزیم  PALو تنظیم بالادست ژنهای مسیر بیوسنتزی فلاونوئیدها باشد که این تنظیم در مراحل مختلف نمو برگ متفاوت است (26). تجمع فلاونوئیدها مکانیسمی حفاظتی برای برگها در مقابل نور شدید و گونه‌های فعال اکسیژن بیان می­شود. کاهش تدریجی فلاونوئیدها در نتیجه افزایش زی توده و یا ناشی از کاهش نیاز به سیستم آنتی‌اکسیدانی فلاونوئیدی طی نمو برگ می­باشد که با افزایش سایر ترکیبات شیمیایی دفاعی مانند کاروتنوئیدها یا آسکوربات همراه می­باشد و مشخص شده طی نمو برگ بین میزان فلاونوئیدها و محتوای آسکوربات برگ ارتباط منفی وجود دارد (32). در برگهای رأسی سیب­زمینی (24)،Nasturtium officinale  و Sinapis alba محتوای فلاونوئیدی بالا در اپیدرم برگ جوان گزارش شده که نتیجه افزایش فعالیت رونویسی ژن رمز کننده آنزیم PAL و دیگر ژنهای لازم برای بیوسنتز فلاونوئیدها بوده است (26). در دو گونه goldmanii Inga و umelifera Inga نیز برگهای جوان در مقایسه با برگهای بالغ محتوای فلاونوئیدی بیشتری داشته اند. کاهش بعدی مقادیر آن به افزایش زی‌توده و نه کاهش محتوای خود فلاونوئیدها نسبت داده شده است (4).

در کل می‌توان چنین ارزیابی نمود که طی فرایند بلوغ، برگهای رٌز همزمان با تغییر رنگ ظاهری از نظر محتوای رنگدانه‌ای هم دستخوش تغییرات می­شوند. افزایش محتوای کلروفیلی باعث افزایش کارایی فتوسنتزی برگها شده و همراه با این تغییرات، افزایش محتوای ترکیبات فنولی، فلاونوئیدها و آنتوسیانین­ها باعث افزایش توان آنتی‌اکسیدانی برگها می­گردد.

1. Ali K., Koeda K. and Nii N. 1999. Changes in anatomical features, pigment content and photosynthetic activity related to age of Irwin Mango leaves. Journal of Japanese Society of Horticultural Science, 68: 1090-1098.

2. Andreotti C., Costa G. and Treutter D. 2006. Composition of phenolic compounds in pear leaves as affected by genetics, ontogenesis and the environment. Scientia Horticulturae, 109: 130–137.

3. Bauer H. and  Bauer U. 1980. Photosynthesis in leaves of the juvenile and adult phase of ivy (Hedera helix). Physiologia Plantarum, 49: 366-372.

4. Brenes-Arguedas T.,  Horton M., Coley P., Lokvam J. and Waddell R. 2006. Contrasting  mechanisms of secondary metabolite accumulation during leaf development in two tropical tree species with different leaf expansion strategies. Oecologia, 149: 91–100.

5. Cabello P., Aguera E. and Haba P. 2006. Metabolic changes during natural ageing in sunflower (Helianthus annuus) leaves: expression and activity of glutamine synthetase isoforms are regulated differently during senescence. Physiologia Plantarum, 128: 175–185.

6. Candan N. and  Tarhan L. 2003. Changes  in chlorophyll-carotenoid contents, antioxidant enzyme activities and lipid peroxidation levels in Zn-stressed Mentha pulegium. Turk Journal of Chemistry, 27: 21-30.

7. Cevahir G., Yentur S., Yazgan M., Ünal M. and Yilmazer N. 2004. Peroxidase activity in relation to anthocyanin and chlorophyll content in juvenile and adult leaves of “MINI-STAR” Gazania splendens. Pakistan Journal of Botany, 36: 603-609.

8. Chalker-Scott L. 1999. Environmental significance of anthocyanins in plant stress responses. Photochemistry and Photobiology, 70: 1-9.

9. Cui M., Vogelmann T.C. and Smith W.K. 1991. Chlorophyll and light gradients in sun and shade leaves of Spinacia oleracea. Plant, Cell and Environment, 14: 493–500.

10. Dominy N.J., Lucas P.W., Ramsden L.W., Riba-Hernandez P., Stoner K.E. and Turner I.M. 2002. Why are young leaves red? Oikos, 98: 163–176.

11. Gould K.S. 2004. Nature’s swiss army knife: the diverse protective roles of anthocyanins in leaves. Journal of Biomedicine and Biotechnology, 5: 314–320.

12. Hoflacher H. and Bauer H. 1982. Light acclimation in leaves of the juvenile and adult life phases of ivy (Hedera helix). Physiologia Plantarum, 49: 366–372.

13. Hughes N.M., Morley C.B. and Smith W.K. 2007. Coordination of anthocyanin decline and photosynthetic maturation in juvenile leaves of three deciduous tree species. New Phytologist, 175: 675–685.

14. Hughes N.M., and Smith W.K. 2007. Attenuation of incident light in Galax urceolata (Diapensiaceae): concerted influence of adaxial and abaxial anthocyanic layers on photoprotection. American Journal of Botany, 94: 784–790. 

15. Jiang C., Li P., Gao H., Zou Q., Jiang G. and Li L. 2005. Enhanced photoprotection at the early stages of leaf expansion in field-grown soybean plants. Plant Science, 168: 911–919.

16. Laitinen M., Julkunen-Tiitto R. and Rousi M. 2002. Foliar phenolic composition of European white birch during bud unfolding and leaf development. Physiologia Plantarum, 114: 450-460.

17. Lefsrud M., Kopsell D., Wenzel A. and Sheehan J. 2007. Changes in kale (Brassica oleracea L. var. acephala) carotenoid and chlorophyll pigment concentrations during leaf ontogeny. Scientia Horticulturae, 112: 136–141.

18. Lichtenthaler H.K. 1987. Chlorophylls and carotenoids: pigments of photosynthetic biomembranes. Methods in Enzymology, 148: 350–83.

19. Manetas Y., Drinia A. and  Petropoulou Y. 2002. High contents of anthocyanins in young leaves are correlated with low pools of xanthophyll cycle components and low risk of photoinhibition. Photosynthetica, 40: 349–354.

20. Manetas Y., Grammatikopoulos G. and Kyparissis A. 1998. The use of the portable, non-destructive, SPAD-502 (Minolta) chlorophyll meter with leaves of varying trichome density and anthocyanin content. Journal of Plant Physiology, 153: 513-516.

21. Manetas Y., Petropoulou Y., Psaras G.K. and  Drinia A. 2003. Exposed red (anthocyanic) leaves of Quercus coccifera display shade characteristics. Functional Plant Biology, 30: 265–270.

22. Mayr U., Treutter D., Santos-Buelga C., Bauer H. and Feucht W. 1995. Developmental changes in the phenol concentrations of Golden Delicious apple fruits and leaves. Phytochemistry, 38: 1151–1155.

23. Murray J.R and Hackett W.P. 1991. Dihydroflavonol reductase activity in relation to differential anthocyanin accumulation in juvenile and mature phase Hedera helix L. Plant Physiology, 97: 343–351.

24. Poethig R.S. 2003. Phase change and regulation of developmental timing in plants. Science, 301: 334-336.

25. Polatti A.D., Dalmas F.R. and Astarita L.V. 2009. Defense mechanisms of Solanum tuberosum L. in response to attack by plant-pathogenic bacteria. Biological Research, 42: 205-215.

26. Reifenrath K. and  Muller C. 2007. Species-specific and leaf-age dependent effects of ultraviolet radiation on two Brassicaceae. Phytochemistry, 68: 875–885.

27. Rice-Evans C., Miller N.J and Paganga G. 1997. Antioxidant properties of phenolic compounds. Trends in Plant Science, 2: 152-159.

28. Sairam R.K., Singh D.V. and Srivastava G.C. 2003. Changes in activities of antioxidant enzymes in sunflower leaves of different ages. Biologia Plantarum, 47: 61-66.

29. Singleton V.L. and Rossi J.A. 1965. Colorimetry of total phenolics with phosphomolybdic-phosphotungstic acid reagents. American Journal of Enology and Viticulture, 16: 144-158.

30. Stafford H.A. 1991. Flavonoid evolution: an enzymic approach. Plant Physiology, 96: 680–685.

31. Vinokur Y., Levi A., Feygenberg O. and Rodov V. 2008. Hydrophilic and lipophyllic antioxidant capacity and content of phenolic compounds in fresh khat leaves (Catha edulis Forsk.).Ethnobotanical leaflets, 12: 557-564.

32. Yamasaki H., Sakihama Y. and Kehara N. 1997. Flavonoid-peroxidase reaction as a detoxification mechanism of plant cells against H2O2. Plant Physiology, 115: 1405-1412.