مقایسه اسیدهای چرب و هیدروکربن‌های گیاه دارویی خارمریم در سطوح مختلف تنش آبی

نوع مقاله : مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 دانشجوی دکترا دانشگاه محقق اردبیلی

2 هیئت علمی دانشگاه محقق اردبیلی

3 استادیار، دانشگاه شهید بهشتی، دانشکده علوم و فناوری زیستی، گروه بیوتکنولوژی.

4 استادیار پژوهشگاه ملی مهندسی ژنتیک و بیوتکنولوژی، تهران، ایران

5 استادیار گروه زراعت و اصلاح نباتات، دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی، دانشگاه محقق اردبیلی

چکیده

تنش‌ آبی یکی از مهم‌ترین عواملی است که مسیرهای متابولیکی را در گیاهان تحت تاثیر قرار می‌دهد و بنابراین، سنتز و تجمع ترکیبات طبیعی از جمله اسیدهای چرب و هیدروکربن‌ها را در گیاهان دارویی تغییر می‌دهد. در این پژوهش، اثر سطوح مختلف تنش آبی (آبیاری کامل در حد ظرفیت زراعی، آبیاری در حد 70 درصد ظرفیت زراعی و آبیاری در حد 40 درصد ظرفیت زراعی) در مرحله گلدهی بر مقادیر اسیدهای چرب و هیدروکربن‌های گیاه دارویی خارمریم مورد ارزیابی قرار گرفت. به منظور شناسایی ترکیبات، عصاره روغنی از بذور گیاهان به روش سوکسله استخراج و با استفاده از دستگاه GC-MS تجزیه و تحلیل شد. اطلاعات مربوط به مسیر واکنش‌های ترکیبات شناسایی‌شده از پایگاه‌های داده بیوانفورماتیک استخراج گردید. نتایج این آزمایش نشان داد که با افزایش شدت تنش، درصد اسیدهای چرب کاهش و درصد هیدروکربن-ها افزایش داشتند. اسید چرب غالب شناسایی‌شده در عصاره روغنی خارمریم لینولئیک اسید (4/27-27/15 درصد) و هیدروکربن‌های غالب اکتان، دکان، دودکان، تترادکان و هگزادکان بودند. کاهش درصد اسیدهای چرب شناسایی‌شده تحت تاثیر تنش و افزایش درصد هیدروکربن‌ها احتمالا به دلیل تجزیه آن‌ها به هیدروکربن‌ها به منظور حفظ فشار اسمزی در شرایط تنش آبی است.

کلیدواژه‌ها

موضوعات

عنوان مقاله [English]

Comparison of fatty acids and hydrocarbons of Milk thistle in different levels of water stress

نویسندگان [English]

  • rahele ghanbari moheb seraj 1
  • Asadollah ahmadikhah 3
  • Vahid Shariati 4
  • Sara Dezhsetan 5

1 PhD student of Mohaghegh Ardabili University

3 Assistant Professor, Shahid Beheshti University, Faculty of Life Sciences and Biotechnology, Department of biotechnology

4 4- Assistant Professor, National Institute of Genetic Engineering and Biotechnology, Tehran, Iran

5 Assistant Professor, Department of Agronomy & Plant Breeding, Faculty of agriculture and natural resources, University of Mohaghegh Ardabili, Ardabil, Iran

چکیده [English]

Water stress is one of the most important factors affecting the metabolic pathways in the plant and thus alters the synthesis and accumulation of natural compounds such as fatty acids and hydrocarbons in medicinal plants. This study aimed to investigate the effect of different levels of water stress (Full irrigation at field capacity, irrigation at 70% of field capacity and irrigation at 40% of field capacity) on fatty acid and hydrocarbon quantities of Milk thistle. Drought stress was applied at flowering stage. Then the oil extract was extracted from the seeds using Soxhlet method and analyzed by GC-MS. Information about the pathway of the reactions of the identified compounds was extracted from bioinformatics databases. The results showed that the yield of fatty acids and hydrocarbons increased with increasing drought stress intensity. The predominant fatty acids identified in Milk thistle oil extract was linoleic acid (15.2-27.4%) and its dominant hydrocarbon was dodecane (12.3-14.1%). The percentage of fatty acids detected under stress was reduced, probably due to their degradation into hydrocarbons to maintain osmotic pressure under dehydration.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Fatty acids
  • Gas chromatography-mass spectrometry
  • Hydrocarbones. Oil extract
  • water stress

مقایسه اسیدهای چرب و هیدروکربن‌های گیاه دارویی خارمریم در سطوح

 مختلف تنش آبی

راحله قنبری محب سراج1، مهدی بهنامیان1*، اسدالله احمدی خواه2، وحید شریعتی3 و سارا دژستان1

1 ایران، اردبیل، دانشگاه محقق اردبیلی، دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی، گروه علوم باغبانی

2 ایران، تهران، دانشگاه شهید بهشتی، دانشکده علوم و فناوری زیستی، گروه بیوتکنولوژی

3 ایران، تهران، پژوهشگاه ملی مهندسی ژنتیک، گروه بیوتکنولوژی مولکولی گیاهی

تاریخ دریافت: 20/11/1398          تاریخ پذیرش: 07/07/1399

چکیده

تنش‌ آبی یکی از مهم‌‌ترین عواملی است که مسیرهای متابولیکی را در گیاه تحت تاثیر قرار می‌دهد و بنابراین، سنتز و تجمع ترکیبات طبیعی از جمله اسیدهای چرب و هیدروکربن‌‌ها را در گیاهان دارویی تغییر می‌دهد. در این پژوهش، اثر سطوح مختلف تنش آبی (آبیاری کامل در حد ظرفیت زراعی، آبیاری در حد 70 درصد ظرفیت زراعی و آبیاری در حد 40 درصد ظرفیت زراعی) بر میزان اسیدهای چرب و هیدروکربن‌های گیاه دارویی خارمریم مورد ارزیابی قرار گرفت. اعمال تنش خشکی در مرحله گلدهی انجام شد. سپس عصاره روغنی از بذور گیاهان به روش سوکسله استخراج و با استفاده از دستگاه GC-MS تجزیه و تحلیل شد. در نهایت ترکیبات شناسایی شده مورد آنالیز بیوانفورماتیکی قرار گرفت و مسیر واکنش‌‌ها و آنزیم‌‌های دخیل در این واکنش‌‌ها شناسایی شد. نتایج بدست آمده در این آزمایش بیانگر افزایش عملکرد اسیدهای چرب و هیدروکربن‌‌ها با افزایش شدت تنش بود. اسید چرب غالب شناسایی شده در عصاره روغنی خارمریم شامل لینولئیک اسید (4/27-2/15 درصد) و هیدروکربن غالب آن نیز شامل دودکان (1/14-3/12 درصد) بود. درصد اسیدهای چرب شناسایی شده تحت تاثیر تنش کاهش یافت که احتمالا به دلیل تجزیه آن‌‌ها به هیدروکربن‌‌ها به منظور حفظ فشار اسمزی در شرایط کم آبی بود.

واژه های کلیدی: آنالیز بیوانفورماتیکی دودکان، عصاره روغنی، لینولئیک اسید، Silybum marianum

* نویسنده مسئول، تلفن: مهدی بهنامیان، 09144145072 ، پست الکترونیکی:  mbehnamian@uma.ac.ir

مقدمه

 

گیاهان دارویی مخازن اساسی بسیاری از ترکیبات و مواد دارویی می‌باشند که این ترکیبات علاوه بر عوامل ژنتیکی تحت تأثیر عوامل محیطی نیز قرار می‌گیرند (3 و 49). خارمریم (Silybum marianum L.) متعلق به خانواده Asteraceae که با نامهای خارشیری و ماریتیغال شناخته می‌‌شود، گیاهی یکساله و در بعضی رقم ها دوساله بوده و بومی نواحی مدیترانه است و در سرتاسر جهان گسترش یافته است (19 و 40). میوه این گیاه، فندقه به رنگ قهوه‌ای براق یا خاکستری است و معمولاً بهعنوان داروی گیاهی استفاده می‌شود (25). فندقه‌های طبیعی این گیاه حاوی حدود 2/0 تا 6/0 درصد ترکیب سیلیمارین است (30). ماریتیغال و روغن حاصل از آن در درمان بیماری های کبدی (22) و کاهش میزان کلسترول بد خون (41) کاربرد داشته و دارای خواص آنتی اکسیدانی و ضدسرطانی (20) می‌‌باشد. بیوسنتز و تجمع ترکیبات فعال در بافت‌های گیاهی به میزان زیادی به شرایط محیطی همبستگی دارد (16 و 55). تنش‌های محیطی، مسیرهای متابولیکی مربوط به متابولیت‌های ثانویه را تحت تاثیر قرار داده و بنابراین، سنتز و تجمع ترکیبات طبیعی در گیاهان را تغییر می‌دهد (9).

تنش آبی یکی از جدی‌ترین تنش‌های غیرزیستی است که رشد گیاهان را محدود کرده و کمیت و کیفیت محصول را کاهش ‌می‌دهد (53 و 37). تنش‌‌های محیطی با تغییر ساختمان غشا از لحاظ کمیت و کیفیت اسیدهای چرب و پروتئین‌‌ها، بر رشد گیاه تاثیر دارند (42)، به طوری که Rezaeizad (52) و Sibi (57) نشان دادند که درصد روغن دانه در گل آفتابگردان و گلرنگ در اثر تنش خشکی دچار کاهش شد. کاهش عملکرد دانه و درصد روغن در شرایط تنش خشکی در فاز زایشی از گلدهی به بعد در کاهش عملکرد روغن سهیم می باشد (6). دانشیان و جباری (12) و عباسی سیه جانی و همکاران (7) نیز گزارش کردند که حداکثر عملکرد روغن در گل آفتابگردان از گیاهان شاهد آبیاری شده حاصل شد و اعمال تنش شدید کم آبیاری به ترتیب باعث کاهش 77 و 65 درصدی عملکرد روغن شد. با توجه به ارزش اسیدهای چرب در صنایع داروسازی، غذایی و بهداشتی، روش‌‌های تهیه و تامین آن از منابع طبیعی و سنتزی دارای اهمیت است. از جمله این روش‌‌ها دستیابی به منابع گیاهی است که به علت فقدان اطلاعات لازم و کافی در مورد ساختار شیمیایی و ترکیبات آن ها کمتر مورد توجه قرار گرفته‌‌اند (15). اسیدهای چرب به طور گسترده‌‌ای در طبیعت و مواد محتوی چربی پراکنده‌‌اند. مهم‌‌ترین شاخص یک روغن خوراکی محتوی اسید چرب و تنوع این اسیدها در روغن است (24).

در پژوهشی که توسط گلی و همکاران (5) روی گیاه ماریتیغال انجام شد مشخص شد که میزان اسید لینولئیک (2/51 درصد) و اولئیک (8/28 درصد) بیش از اسیدهای چرب دیگر است. در پژوهشی دیگر علیرضالو و همکاران (4) میزان اسیدهای چرب روغن دانه ماریتیغال را اندازه‌‌گیری کرده و مشاهده کردند که در بین اسیدهای چرب اندازه‌‌گیری شده، بیشترین آن‌‌ها مربوط به لینولئیک اسید (39 درصد) و اولئیک اسید (7/36 درصد) بود. سایر اسیدهای چرب شامل پالمتیک اسید (1/10 درصد)، استئاریک اسید (8/6 درصد)، لینولنیک اسید (6/3 درصد)، آراشیدیک اسید (9/2 درصد) و بهنیک اسید (57/0 درصد) بودند. گزارش‌‌ها نشان می‌‌دهد که روغن گیاه خارمریم شامل اسیدهای چرب ضروری و غیرضروری مانند لینولئیک اسید، اولئیک اسید، لینولنیک اسید، استئاریک اسید، پالمتیک اسید و ترکیباتی مثل توکوفرول‌‌ها و فیتواسترول ها است که می‌‌تواند بعنوان روغن خوراکی مورد مصرف قرار بگیرد (17).

یکی دیگر از سازوکارهای گیاه برای مقابله با تنش خشکی، تنظیم اسمزی می باشد. با تنظیم اسمزی تا حدی شرایط لازم برای ادامه جذب آب از محیط ریشه و حفظ و ادامه آماس سلول فراهم می شود (23). برای این منظور، گیاهان از ترکیبات آلی و معدنی استفاده می‌‌کنند. برخی انواع کربوهیدرات‌‌ها در بین ترکیبات از اهمیت زیادتری برخوردار هستند زیرا با فتوسنتز مرتبط می‌باشند (51). توزیع مواد هیدروکربنی بطور مستقیم تحت تاثیر کمبود آب و بطور غیرمستقیم تحت تاثیر هورمون گیاهی قرار می‌‌گیرند. تجمع ترکیبات آلی مانند کربوهیدرات‌‌ها و آمینو اسیدها در سیتوپلاسم نقش مهمی در تنظیم فشار اسمزی گیاهان دارند (18) سازوکارهای فوق منجر به رشد و نمو گیاه خارمریم با کمترین میزان دریافت آب و بدون کاهش عملکرد می شود (8 و 29). بنابراین، هدف از این تحقیق، بررسی میزان روغن و آنالیز محتوای اسیدهای چرب و هیدروکربن‌های موجود در بذر گیاه دارویی خارمریم تحت سطوح مختلف تنش آبی بود.

مواد و روشها

تهیه و کشت بذر: بذور گیاه دارویی خارمریم از شرکت پاکان بذر اصفهان تهیه شد و در مزرعه ای با مساحت 150 متر مربع، با فاصله 25 سانتیمتر از یکدیگر در قسمت داغاب پشته­هایی به عرض یک متر در عمق 3 سانتیمتری خاک کشت شده و  هر 3 روز یکبار به طور کامل آبیاری گردید. ترکیبات تشکیل دهنده خاک شامل 3/1 رس، 3/1 شن و 3/1 کمپوست برگی بود. میانگین دمای هوا، بارندگی، رطوبت نسبی و سرعت باد برای هر ماه از سایت هواشناسی ثبت شد (جدول1). پس از رشد گیاهان و رسیدن به مرحله گلدهی، تنش آبی روی آن­ها اعمال شد.

جدول1- اطلاعات اتمسفری مزرعه دانشگاه شهید بهشتی، منطقه شمیرانات در سال های 97-96

اطلاعات اتمسفری

اسفند

فروردین

اردیبهشت

خرداد

میزان بارندگی (mm)

5/60

7/76

0

3/26

میانگین دمایی (°C)

7/12

6/19

8/25

1/28

رطوبت (%)

53

41

19

28

سرعت باد (mps)

10

17

12

10

 

تعیین میزان آب خاک: در این آزمایش، میزان آب خاک به روش وزنی تعیین گردید (1 و 2). برای این منظور، ابتدا کل زمین بطور کامل و اشباع آبیاری گردید و پس از رسیدن خاک به حد ظرفیت زراعی، هر روز به میزان یک کیلو خاک  از عمق صفر تا 30 سانتی متری در سه تکرار از نقاط مختلف زمین برداشته و وزن شد. سپس نمونه­های خاک در آون با دمای 90 درجه سانتیگراد به مدت 24 ساعت نگهداری شده و در نهایت، وزن خشک آن­ها اندازه­گیری گردید. زمانی که خاک در سطح ظرفیت زراعی بود میزان آب آن در سطح 100 درصد در نظر گرفته شد و سپس نمونه برداری از خاک تا زمانی که میزان آب آن به 40 درصد ظرفیت زراعی رسید، انجام گرفت. برای محاسبه میزان آب موجود در خاک ابتدا وزن تر خاک اندازه گیری شد سپس وزن خشک خاک نیز اندازه گیری و از وزن تر خاک کسر گردید. این عمل به مدت 10 روز انجام شد. در روز دوم خاک به 100 درصد ظرفیت زراعی رسید و در روزهای ششم و هشتم به ترتیب به 70  و 40 درصد ظرفیت زراعی رسید.

نحوه اعمال تنش آبی و نمونه­برداری: به منظور اعمال تنش آبی، نمونه­های گیاهی مربوط به تیمار 100 درصد ظرفیت زراعی به صورت یک روز در میان با 250 لیتر آب (میزان آب تا پر شدن کامل جوی) آبیاری شدند و گیاهان مربوط به تیمار 70 درصد ظرفیت زراعی به فاصله هر چهار روز با 175 لیتر آب و نمونه­های مربوط به تیمار  40 درصد ظرفیت زراعی به فاصله هر شش روز با 100 لیتر آب آبیاری شدند. پس از گذشت 8 روز، نمونه­برداری جهت استخراج عصاره انجام گرفت. مراحل انجام این آزمایش، از کشت بذر تا برداشت نمونه سه ماه به طول انجامید. به منظور نمونه برداری، 4 بوته گیاه به طور تصادفی روی هر پشته انتخاب شده و بذرهای آن­ها پس از برداشت با هم ترکیب شده و به مدت یک ماه در دمای اتاق خشک گردید (1 و 2).

استخراج عصاره روغنی از بذور خارمریم: نمونه­های بذر خشک شده با استفاده از دستگاه آسیاب به طور کامل پودر گردید و استخراج عصاره روغنی گیاه با استفاده از دستگاه سوکسله انجام شد. برای این منظور 2 گرم بذر از هر نمونه در کاغذ صافی پیچیده شد و در محفظه دستگاه قرار گرفت. سپس 80 میلی لیتر حلال هگزان به آن اضافه شده و عمل عصاره­گیری در دمای 70 درجه سانتیگراد به مدت 6 ساعت انجام گردید. پس از این مدت، شیر سوکسله بسته شد تا هگزان موجود در عصاره بخار شود و عصاره بدست آمده تا زمان تجزیه در شیشه­های تیره رنگ در یخچال نگهداری شد.

آماده­سازی عصاره­های روغنی و تجزیه توسط دستگاه GC-MS : تجزیه عصاره­های روغنی با دستگاه GC-MS (TRACE/DSQ, Thermo Finnigan, USA) مجهز به ستون DB1 (Agilent company, United States) به طول 60 متر، قطر داخلی 25/0 میلیمتر و ضخامت 25/0 میکرومتر انجام شد. برای این منظور، ابتدا 5/1 میلی لیتر هگزان به هر نمونه اضافه و کمی تکان داده شد. سپس به منظور آب­گیری نمونه­ها، یک میلی لیتر از فاز رویی برداشته شده و به همراه نیم گرم سدیم سولفات به مدت پنج دقیقه با سرعت 3000 دور در دقیقه سانتریفیوژ گردید و در نهایت یک میکرولیتر از فاز رویی به دستگاه تزریق شد. سپس نتایج GC-MS در پژوهشکده گیاهان دارویی شهید بهشتی تجزیه و تحلیل شد و ترکیبات با بیشترین مقدار شناسایی و مورد بررسی قرار گرفت.

آنالیز بیوانفورماتیکی ترکیبات شناسایی شده: ترکیبات شناسایی شده حاصل از GC-MS با استفاده از پایگاه داده KEGG و METACYC آنالیز شد و واکنش­های تولید کننده این ترکیبات، مسیر این واکنش­ها و آنزیم­های دخیل شناسایی گردید.

آنالیز آماری داده­ها: آنالیز آماری داده­ها با استفاده از نرم افزار R 3.6.1 و RStudio 1.1.463 انجام شد. آزمایش در قالب طرح پایه بلوک‌های کامل تصادفی در سه تکرار اجرا گردید. مقایسه میانگین داده­ها با استفاده از آزمون چند دامنه­ای دانکن با پکیج agricolae در سطح معنی­داری 05/0 انجام شد و شکل­ها و جداول با استفاده از برنامه­های Word و Excel  رسم گردید.

نتایج

ترکیب شیمیایی بذور خارمریم تحت شرایط متغیر آبیاری: نتایج تجزیه واریانس نشان داد بین تیمارهای سطوح مختلف آبیاری (ظرفیت زراعی، 70% ظرفیت زراعی و 40% ظرفیت زراعی) از لحاظ مقادیر اسیدهای چرب لینولئیک اسید، سیس-13-اکتادکانوئیک اسید، پالمیتیک اسید، استئاریک اسید (جدول 2) و هیدروکربن­های دودکان، دکان، اکتان، تترادکان، هگزادکان، اکتادکان و 3-متیل هپتان (جدو ل 3) تفاوت معنی­داری وجود داشت ولی بین بلوک­ها در هیچ یک از ترکیبات اندازه­گیری شده تفاوت معنی­دار مشاهده نشد.

نتایج تجزیه GC-MS نشان داد که محتوای کل روغن استخراج شده در شرایط ظرفیت زراعی 41/365، در شرایط 70% ظرفیت زراعی به میزان 07/530 و در نهایت در شرایط 40% ظرفیت زراعی به میزان 58/616 سطح پیک بود.

 

 

جدول2- جدول تجزیه واریانس برخی از اسیدهای چرب اندازه گیری شده در گیاه دارویی خارمریم

منابع تغییرات

درجه آزادی

Linoleic acid

cis-13-Octadecenoic acid

Palmitic acid

Stearic acid

بلوک

2

ns16/5

ns82/4

ns01/5

ns61/4

تیمار تنش

2

**77/42

**46/273

**003/2

**682/8

خطا

4

02/0

001/0

012/0

07/0

ضریب تغییرات

 

16/1

25/7

30/1

03/2

** معنی دار در سطح 001/0                 * معنی دار در سطح 005/0                    ns: عدم معنی داری

 

جدول3- جدول تجزیه واریانس برخی از هیدروکربن های اندازه گیری شده در گیاه دارویی خارمریم

منابع تغییرات

درجه آزادی

Dodecane

Decane

Octane

Tetradecane

Hexadecane

Octadecane

3-methyl-Heptane

بلوک

2

ns2/5

ns36/4

ns06/6

ns36/5

ns16/5

ns01/5

ns71/4

تیمار تنش

2

**3/135

**9/216

**3/278

**2/487

**34/89

**093/3

**90/17

خطا

4

03/0

009/0

023/0

019/0

037/0

012/0

057/0

ضریب تغییرات

 

47/9

60/1

45/1

42/9

12/1

54/4

80/1

** معنی دار در سطح 001/0                            * معنی دار در سطح 005/0                             ns: عدم معنی داری

 

اسیدهای چرب غالب شناسایی شده در عصاره روغنی خارمریم شامل لینولئیک اسید (4/27-2/15 درصد)، سیس-13-اکتادکانوئیک اسید (2/9-5/8 درصد)، پالمیتیک اسید (2/5-3/3 درصد) و استئاریک اسید (7/2-2 درصد) بوده و هیدروکربنهای غالب آن نیز شامل دودکان (1/14-3/12 درصد)، دکان (2/15-2/11 درصد)، اکتان (2/16-7/10 درصد)، تترادکان (5/9-2/9 درصد)، هگزادکان (4-8/3 درصد)، اکتادکان (7/1-3/1 درصد) و 3-متیل هپتان (2/1-7/0 درصد) بود که در سه سطح مختلف تنش شامل آبیاری در حد 40 درصد ظرفیت زراعی، آبیاری در حد 70 درصد ظرفیت زراعی و آبیاری در حد ظرفیت زراعی متغیر بود.

اثر سطوح مختلف آبیاری بر محتوای اسیدهای چرب بذور گیاه دارویی خارمریم: نتایج حاصل از GC-MS نشان داد که عصاره روغنی خارمریم حاوی تعداد زیادی اسیدهای چرب می باشد که غالب­ترین آن­ها لینولئیک اسید، اکتادکانوئیک اسید، پالمتیک اسید و استئاریک اسید بود (جدول4). در مطالعه حاضر، بیشترین درصد اسیدهای چرب در هر سه سطح آبیاری مربوط به لینولئیک اسید و کمترین درصد آن مربوط به استئاریک اسید بود. با مقایسه درصد اسیدهای چرب در هر سه سطح آبیاری مشخص شد که با افزایش شدت تنش درصد اسیدهای چرب در عصاره روغنی کاهش یافت (جدول4).

جدول 4- درصد اسیدهای چرب گیاه دارویی خارمریم در سطوح مختلف آبیاری

اسید چرب

درصد اسیدهای چرب

ظرفیت زراعی

70 درصد ظرفیت زراعی

40 درصد ظرفیت زراعی

Linoleic acid

4/27

9/18

2/15

cis-13-Octadecenoic acid

2/9

7/7

5/8

Palmitic acid

2/5

9/3

3/3

Stearic acid

7/2

4/2

2

 

مقدار کل سطح پیک در اسیدهای چرب اندازه­گیری شده در عصاره روغنی در تیمار ظرفیت زراعی، 49/162، در تیمار 70% ظرفیت زراعی، 91/173 و در تیمار 40% ظرفیت زراعی، 11/179 بود. مقدار بالای مجموع اسیدهای چرب در تیمارهای تنش به دلیل وجود مقادیر بالای اکتادکانوئیک اسید در روغن استخراج شده بود (شکل 1).

 

شکل 1- میزان اسیدهای چرب گیاه دارویی خارمریم در سطوح مختلف آبیاری

 

اثر سطوح مختلف آبیاری بر محتوای هیدروکربنی بذور گیاه دارویی خارمریم: تجزیه عصاره روغنی گیاه دارویی خارمریم نشان داد که نمونه­ها حاوی مقادیر متفاوتی هیدروکربن (آلکان) بودند (جدول 5).

جدول 5- درصد هیدروکربن­های گیاه دارویی خارمریم در سطوح مختلف آبیاری

هیدروکربن

درصد هیدروکربن­ها

ظرفیت زراعی

70 درصد ظرفیت زراعی

40 درصد ظرفیت زراعی

Dodecane

3/12

3/13

1/14

Decane

2/11

2/14

2/15

Octane

7/10

14

2/16

Tetradecane

2/9

3/9

5/9

Hexadecane

8/3

4

4

Octadecane

7/1

4/1

3/1

3-methyl-Heptane

7/0

9/0

2/1

 

در این میان، دودکان، دکان، اکتان، تترادکان، هگزادکان، اکتادکان و 3-متیل هپتان بیشترین سهم را به خود اختصاص دادند. بیشترین درصد ترکیبات هیدروکربنی در عصاره روغنی این گیاه در شرایط ظرفیت زراعی مربوط به دودکان مشاهده شد ولی در شرایط 70 درصد و 40 درصد ظرفیت زراعی، بیشترین مقدار هیدروکربن به ترتیب متعلق به دکان و اکتان بود، در حالیکه کمترین درصد ترکیبات هیدروکربنی در همه تیمارها به 3-متیل هپتان تعلق داشت. در مجموع، نتایج نشان داد که درصد هیدروکربن­ها در عصاره روغنی گیاه با افزایش شدت تنش آبی، افزایش یافت.

در این مطالعه، بیشترین سطح پیک در مجموع هیدروکربن ها (27/379) در تیمار 40 درصد ظرفیت زراعی و کمترین آن (90/180) در تیمار ظرفیت زراعی مشاهده شد (شکل 2).

 

 

 

 

شکل 2- میزان هیدروکربن­های گیاه دارویی خارمریم در سطوح مختلف آبیاری

 

آنالیز بیوانفورماتیکی اسیدهای چرب و هیدروکربن­های شناسایی شده: در زیست­فناوری همواره به بررسی مسیرهای تولید ترکیبات طبیعی توجه می‎شود. یکی از روش­هایی که امروزه بیش از هر موضوع دیگری در زمینه بررسی ترکیبات فیتوشیمیایی گیاهی مورد توجه قرار دارد، آنالیز بیوانفورماتیکی ترکیبات می‌باشد. لذا در این مطالعه با توجه به اهمیت ترکیبات شناسایی شده در این گیاه، به شناسایی واکنش­های تولید کننده این ترکیبات، مسیرهای واکنش و همچنین آنزیم­های دخیل در این واکنش­ها پرداخته شد. بررسی نتایج نشان داد که لینولئیک اسید غالبا در مسیر متابولیسم لینولئیک اسید و مسیرهای متابولیک فعال است، ولی سیس 13-اکتادکنوئیک اسید در مسیر بیوسنتز اسیدهای چرب و بیوسنتز کوتین، سوبرین و واکس نقش دارد. پالمیتیک اسید نیز در مسیر متابولیسم اسیدهای چرب، مسیرهای متابولیک و متابولیسم رتینول فعالیت دارد، در حالی که استئاریک اسید فقط در مسیر بیوسنتز اسیدهای چرب نقش دارد. مهم‌ترین آنزیم­های فعال در مسیر تولید اسیدهای چرب شامل لینولئات لیپوکسیژناز، میکروزومال مونواکسیژناز، پالمیتویل کوآ- هیدرولاز، آسیل ACP هیدرولاز، امگا-مونوکسیژناز اسیدهای چرب با زنجیره طولانی، پالمیتویل پروتئین هیدرولاز، آدنیلاز/ ترانسفراز اسیدهای چرب با زنجیره طولانی می­باشند. بعلاوه، تمامی هیدروکربن­های شناسایی شده در این آزمایش در مسیر بیوسنتز آلکان فعالیت دارند و مهم­ترین آنزیم فعال در این مسیر آلدهید دکربونیلاز می­باشد (جدول 6). لذا با توجه به اطلاعات بدست آمده در این آزمایش و همچنین اهمیت اسیدهای چرب در صنایع غذایی و دارویی، می‌توان با استفاده از تکنیک مهندسی ژنتیک و افزایش بیان آنزیم‌های دخیل در این واکنش‌ها، بیان ژن‌های سنتز کننده این ترکیبات را افزایش داد. همچنین می‌توان این واکنش­ها را در آزمایشگاه بازسازی کرد و ترکیبات را به صورت گسترده تولید نمود.

 

 

جدول 6- واکنش­ها، مسیر واکنش و آنزیم­های درگیر در تولید اسیدهای چرب و هیدروکربن­ها

ترکیبات

واکنش

مسیر واکنش

آنزیم های دخیل

لینولئیک اسید

Linoleate + Oxygen <=> (9Z,11E)-(13S)-13-Hydroperoxyoctadeca-9,11-dienoic acid

متابولیسم لینولئیک اسید

مسیرهای متابولیک

لینولئات S13 لیپوکسیژناز

آراشیدونات 15 لیپوکسیژناز

Linoleate <=> Rumenic acid

متابولیسم لینولئیک اسید

لینولئات ایزومراز

Linoleate + Oxygen <=> (9Z,12Z)-(11S)-11-Hydroperoxyoctadeca-9,12-dienoic acid

متابولیسم لینولئیک اسید

لینولئات 11 لیپوکسیژناز

Linoleate + 2 Ferrocytochrome b5 + Oxygen + 2 H+ <=> Crepenynate + 2 Ferricytochrome b5 + 2 H2O

متابولیسم لینولئیک اسید

آسیل-لیپید دلتا12-اسستیلناز

Linoleate + Oxygen + NADPH + H+ <=> 9(10)-EpOME + NADP+ + H2O

متابولیسم لینولئیک اسید

مسیرهای متابولیک

میکروزومال مونواکسیژناز

Linoleate + Oxygen + NADPH + H+ <=> 12(13)-EpOME + NADP+ + H2O

متابولیسم لینولئیک اسید

مسیرهای متابولیک

میکروزومال مونواکسیژناز

Linoleate + Oxygen <=> 9(S)-HPODE

متابولیسم لینولئیک اسید

لینولئات S9 لیپوکسیژناز

Linoleate + Oxygen <=> 8(R)-HPODE

متابولیسم لینولئیک اسید

لینولئات R8 لیپوکسیژناز

Linoleate + Reduced acceptor + Oxygen <=> (6Z,9Z,12Z)-Octadecatrienoic acid + Acceptor + 2 H2O

متابولیسم لینولئیک اسید

مسیرهای متابولیک

آسیل کوآ 6- دستوراز

Phosphatidylcholine + H2O <=> 1-Acyl-sn-glycero-3-phosphocholine + Linoleate

متابولیسم لینولئیک اسید

مسیرهای متابولیک

فسفولیپاز A2

Linoleoyl-CoA + H2O <=> CoA + Linoleate

بیوسنتز اسیدهای چرب غیراشباع

پالمیتویل کوآ- هیدرولاز

Linoleate + Oxygen <=> (8E,10R,12Z)-10-Hydroperoxy-8,12-octadecadienoate

متابولیسم لینولئیک اسید

لینولئات R10 لیپوکسیژناز

Linoleate + Oxygen <=> (8E,10S,12Z)-10-Hydroperoxyoctadeca-8,12-dienoate

-

اولئات S10 لیپوکسیژناز

سیس 13-اکتادکنوئیک اسید

(R)-10-Hydroxystearate <=> (9Z)-Octadecenoic acid + H2O

-

اولئات هیدراتاز

Oleoyl-[acyl-carrier protein] + H2O <=> Acyl-carrier protein + (9Z)-Octadecenoic acid

بیوسنتز اسیدهای چرب

آسیل ACP هیدرولاز

Oleoyl-CoA + H2O <=> CoA + (9Z)-Octadecenoic acid

بیوسنتز اسیدهای چرب غیراشباع

پالمیتویل کوآ هیدرولاز

(9Z)-Octadecenoic acid + [Reduced NADPH---hemoprotein reductase] + Oxygen <=> 18-Hydroxyoleate + [Oxidized NADPH---hemoprotein reductase] + H2O

بیوسنتز کوتین، سوبرین و واکس

امگا-مونوکسیژناز اسیدهای چرب با زنجیره طولانی

(9Z)-Octadecenoic acid + Lipid hydroperoxide <=> cis-9,10-Epoxystearic acid + Alcohol

بیوسنتز کوتین، سوبرین و واکس

پروکسیژناز بذر گیاه

Oleamide + H2O <=> (9Z)-Octadecenoic acid + Ammonia

-

آمیدهیدرولاز اسیدچرب

(9Z)-Octadecenoic acid + Oxygen <=> (8E,10S)-10-Hydroperoxyoctadeca-8-enoate

-

اولئات S10 لیپوکسیژناز

پالمیتیک اسید

Palmitoyl-CoA + H2O <=> CoA + Hexadecanoic acid

طویل شدن اسیدهای چرب

بیوسنتز اسیدهای چرب غیراشباع

مسیرهای متابولیک

متابولیسم اسیدچرب

پالمیتویل کوآ هیدرولاز

پالمیتویل پروتئین هیدرولاز

 

ATP + Hexadecanoic acid + CoA <=> AMP + Palmitoyl-CoA + Diphosphate

بیوسنتز اسیدهای چرب

تخریب اسیدهای چرب

مسیرهای متابولیک

متابولیسم اسیدهای چرب

آسیل کوآ سینتتاز

Hexadecanoic acid + 2 Hydrogen peroxide <=> Pentadecanal + CO2 + 3 H2O

-

پروکسیداز اسیدچرب

Hexadecanal + NAD+ + H2O <=> Hexadecanoic acid + NADH + H+

تخریب اسیدچرب

آلدهید دهیدروژناز زنجیره های طولانی

Hexadecanoic acid + Protein <=> Palmitoyl-protein + H2O

-

پالمیتویل پروتئین هیدرولاز

Hexadecanoyl-[acp] + H2O <=> Acyl-carrier protein + Hexadecanoic acid

بیوسنتز اسیدچرب

مسیرهای متابولیک

متابولیسم اسیدچرب

سیستم سینتاز اسیدچرب

آسیل ACP هیدرولاز

Retinyl palmitate + H2O <=> Retinol + Hexadecanoic acid

متابولیسم رتینول

-

11-cis-Retinyl palmitate + H2O <=> 11-cis-Retinol + Hexadecanoic acid

متابولیسم رتینول

11- سیس رتینیل پالمیتات هیدرولاز

S-Palmitoylprotein + H2O <=> Hexadecanoic acid + [Protein]-L-cysteine

-

پالمیتویل پروتئین هیدرولاز

Hexadecanoic acid + [Reduced NADPH---hemoprotein reductase] + Oxygen <=> 16-Hydroxypalmitate + [Oxidized NADPH---hemoprotein reductase] + H2O

بیوسنتز کوتین، سوبرین و واکس

مسیرهای متابولیک

امگا-مونوکسیژناز اسیدهای چرب با زنجیره طولانی

ATP + Hexadecanoic acid <=> Diphosphate + (Palmitoyl)adenylate

-

آدنیلاز/ ترانسفراز اسیدهای چرب با زنجیره طولانی

ATP + Hexadecanoic acid + Holo-[(hydroxy)phthioceranic acid synthase] <=> AMP + Diphosphate + Palmitoyl-[(hydroxy)phthioceranic acid synthase]

-

آدنیلاز/ ترانسفراز اسیدهای چرب با زنجیره طولانی

استئاریک اسید

Octadecanoyl-[acyl-carrier protein] + H2O <=> Acyl-carrier protein + Octadecanoic acid

بیوسنتز اسید چرب

آسیل ACP هیدرولاز

Stearoyl-CoA + H2O <=> CoA + Octadecanoic acid

بیوسنتز اسیدهای چرب غیراشباع

پالمیتویل کوآ هیدرولاز

 

ATP + Octadecanoic acid <=> Diphosphate + (Stearoyl)adenylate

-

آدنیلاز/ ترانسفراز اسیدهای چرب با زنجیره طولانی

ATP + Octadecanoic acid + Holo-[(hydroxy)phthioceranic acid synthase] <=> AMP + Diphosphate + Stearoyl-[(hydroxy)phthioceranic acid synthase]

-

آدنیلاز/ ترانسفراز اسیدهای چرب با زنجیره طولانی

دودکان، دکان

اکتان، تترادکان

3- متیل هپتان

 

a long-chain fatty aldehyde + 2 NADPH + oxygen + H+ → an alkane + formate + 2 NADP+ + H2O

بیوسنتز آلکان

آلدهید دکربونیلاز

a long-chain fatty aldehyde → an alkane + carbon monoxide

بیوسنتز آلکان

آلدهید دکربونیلاز

هگزادکان

اکتادکان

 

a long-chain fatty acid + hν + H+ → a long-chain alkane + CO2

-

فتودکربوکسیلاز اسید چرب

a long-chain fatty aldehyde + 2 NADPH + oxygen + H+ → an alkane + formate + 2 NADP+ + H2O

بیوسنتز آلکان

آلدهید دکربونیلاز

a long-chain fatty aldehyde → an alkane + carbon monoxide

بیوسنتز آلکان

آلدهید دکربونیلاز

 

 

بحث و نتیجه گیری

گیاهان به طور مداوم در معرض تنش‌‌های محیطی نامطلوب از جمله زخمی شدن، حمله عوامل بیماری‌‌زا، خشکی، سرما، شوری، نور بیش از حد و محدودیت غذایی قرار دارند. برای زنده ماندن در این شرایط، گیاهان باید تنش‌‌های محیطی را بشناسند و به سرعت واکنش‌‌های دفاعی متعددی را انجام دهند. همچنین، آنها مجبورند آسیب سلولی ناشی از تنش را کاهش دهند. چربی‌‌ها ترکیبات اصلی و حیاتی سلولی هستند، زیرا پایه ساختار غشای سلولی و انرژی ذخیره‌‌ای برای متابولیسم را فراهم می‌‌سازند. آن‌‌ها همچنین می‌‌توانند شرایط خارج سلولی را حس کنند. پیام‌‌رسانی بواسطه چربی‌‌ها در پاسخ به تنش‌‌های محیطی رخ می‌‌دهد. پیشنهاد شده است که لیزوفسفولیپید، اسید چرب، اسید فسفاتیدیک، دی اسیل گلیسرول، اینوزیتول فسفات، اکسی لیپین ها، اسفینگولیپید و N اسیلتانولامین به عنوان چربی‌‌های پیام‌‌رسان عمل می‌‌کنند (33، 35، 45، 47، 59 و 60).

مطالعات روی این گونه‌‌های چربی ناشی از تنش نشان داده است که هر دسته از چربی‌‌ها دارای ارتباط بیولوژیکی خاص، مکانیسم‌‌های بیوسنتزی و آبشارهای پیام‌‌رسان هستند که واکنش دفاعی را در سطح رونویسی فعال می‌‌کنند (47، 59 و 60). علاوه بر نقش آن‌‌ها در پیام‌‌رسانی، چربی‌‌ها همچنین به عنوان کاهش‌‌دهنده شدت تنش  عمل می‌‌کنند (20، 21، 46، 48 و 50). برای کاهش تنش‌‌های خاص، چربی‌‌های منحصربفرد که در مقادیر کم تحت شرایط رشد طبیعی تجمع می‌‌یابند اغلب سنتز آن‌‌ها تحت شرایط تنش افزایش می‌‌یابد.

همچنین نشان داده شده است که اسیدهای چرب در پاسخ به تنش نقش دارند (31). اسیدهای چرب آزاد بطور معمول در دوران پیری در سلول‌‌های حساس به خشکی تجمع یافته و علت کاهش یکنواختی غشا هستند (58).

با توجه به نتایج ارائه شده در شکل 1، مجموع اسیدهای چرب موجود در عصاره روغنی با افزایش شدت تنش آبی در گیاه دارویی خارمریم افزایش ولی درصد این اسیدهای چرب کاهش پیدا کرد (جدول2) که احتمالا به دلیل نقش آنها در تخفیف تنش می‌‌باشد. ماهیت اسیدهای چرب که غشاهای لیپیدی گیاهان را تشکیل می‌‌دهند بستگی به دما و در دسترس بودن آب دارد (36). از طرف دیگر، این عوامل نقش بسیار مهمی در حفظ پیکربندی عملکردی اسید چرب دارند (27). کمبود آب می تواند لیپید های غشای پلاسمایی را تغییر دهد (34 و 13). به همان اندازه اندامک‌‌های مختلف سیتوپلاسمی بر عملکرد آنها و همچنین متابولیسم مناسب سلولی تأثیر می‌‌گذارد. افزایش درجه اسیدهای چرب اشباع شده و کاهش اسیدهای چرب اشباع نشده باعث ایجاد تغییرات در ساختار غشایی می‌‌شود، به طوری که غشاهای سلولی که دارای سطح اشباع نشده هستند در اثر تنش‌‌های محیطی مانند تنش آبی تغییر می‌‌کنند (14). اسید چرب‌‌های استئاریک و پالمیتیک جزو اسیدهای چرب اشباع شده می‌‌باشند اما لینولئیک اسید و سیس-13-اکتادکانوئیک اسید جزو اسیدهای چرب اشباع نشده می باشند. اسیدهای چرب اشباع شده در شرایط تنش پایداری بیشتری نسبت به اسیدهای چرب اشباع نشده دارند، لذا در شرایط تنش از اهمیت بالاتری برخوردار هستند. در این مطالعه لینولئیک اسید در شرایط تنش کاهش پیدا کرده است اما سه اسید چرب دیگر افزایش پیدا کرده اند (شکل1). نتایج حاصل از این تحقیق با نتایج ملک زاده و همکاران (43) مطابقت دارد.

 هیدروکربن های حاصل از اسیدهای چرب (مانند آلکان‌‌ها و آلکن‌‌ها) در بافت‌‌های بیرونی گیاهان و حشرات فراوان بوده و اغلب نشان‌‌دهنده بخش عمده موم‌‌های کوتیکولی هستند (26 و 39). تقریبا تمام قسمت‌‌های هوایی گیاهان با یک لایه هیدروکربنی که به طور عمده از موم و کوتین تشکیل شده است، پوشیده شده و به کاهش تنش ناشی از کمبود آب از طریق محدود کردن تعرق کمک می‌‌کند. موم و کوتین نقش مهمی در تحمل به خشکی گیاهان دارند (54)، و تنش خشکی، شوری و تیمار ABA اغلب منجر به افزایش این لایه‌‌های هیدروکربنی در گیاهان متحمل می‌‌شود (11، 38، 56 و 61). همانطور که در شکل 2 نشان داده شده است مجموع هیدروکربن های موجود در عصاره روغنی در شرایط تنش آبی در گیاه دارویی خارمریم افزایش پیدا کرده است. بنابراین با توجه به نتایج بدست آمده در این آزمایش، تنش آبی منجر به افزایش عملکرد اسیدهای چرب و هیدروکربن ها در گیاه  دارویی خارمریم می شود که به دلیل پاسخ و مقابله با تنش می باشد.

امروزه هیدروکربن‌‌های گیاهی بویژه هیدروکربن‌‌های دارای تعداد کربن زوج به عنوان جایگزین برای تولید انرژی توسط محققین مورد توجه قرار گرفته‌‌اند (32). هیدروکربن ها همچنین به عنوان پوشش محافظ برای حفظ رطوبت گیاه، عوامل کاهش دهنده نفوذپذیری آب، مولکول پیام رسان در حشرات (28) و بازدارنده اتلاف آب در گرده و تضمین زنده مانی آن، در نهایت بر فعل و انفعالات پاتوژن در گیاه تاثیر می گذارد (38 و 10). با توجه به نتایج بدست آمده در این تحقیق، می توان از اسیدهای چرب این گیاه در اهداف تغذیه ای و دارویی و از هیدروکربن ها نیز جهت تولید انرژی و پوشش محافظ به منظور اهداف مختلف استفاده کرد.

1- احمدپور، ر.، آرمند، ن.، حسین زاده، س. و ریگی، گ. 1397. تأثیر کود کمپوست بر برخی پارامترهای فتوسنتزی در سه مرحله رشد گیاه عدس (Lens culinaris Medik.) تحت تنش خشکی. مجله پژوهش های گیاهی، 31 (4): 916-926.
2-  رفیعی پور، م.، غلامی، م. و ساریخانی، ح. 1397. اثرکم‌آبیاری بر برخی ویژگی‌های مرفولوژیکی و فیزیولوژیکی سه رقم توت‌فرنگی. مجله پژوهش های گیاهی، 31(4): 806-817.
3-  عبادی، ع.، پرمون، ق. و جهانبخش، س. 1395. تاثیر پیش‌تیمار بذر بر شاخص‌های قدرت گیاهچه در بذور فرسوده ماریتیغال (Silybum marianum). مجله پژوهش های گیاهی، 29(3): 553-566.
4-  علیرضالو، ک.، حصاری، ج.، علیرضالو، ا.، محمدی، م.، فتحی آچاچلویی، ب. 1389. بررسی ویژگی های فیزیکوشیمیایی و ترکیب اسید چربی روغن دانه ماریتیغال، مجله پژوهش های صنایع غذایی، 21(1): 25-33.
5-  گلی، ا.، کدیور، م.، بهرامی، ب. سبزعلیان، م. 1386. خصوصیات فیزیکی و شیمیایی روغن دانه ماریتیغال. مجله علوم و صنایع غذایی، 4(4): 27-32.
6-  فنایی، ح.ر.، ازمل، ا. و پیری، ع. 1395. تاثیر کودهای بیولوژیک و شیمیایی بر عملکرد دانه، روغن و برخی صفات زراعی گلرنگ (Carthamus tinctorius L.) تحت رژیم های مختلف آبیاری. نشریه بوم شناسی کشاورزی، 8(4): 551-566.
 
7-   Abbasi Seyahjani, E., Khomari, S. and Sadeghi, A. 2009. Comparison of performance potential of sunflower cultivars for seed and oil yield in water deficit stress conditions. Journal of Crop Breeding, 2:1-11.
8-   Belitz, A.R. and Sams, C.E. 2007. The effect of water stress on the growth, yield, and flavonolignan content in milk thistle (Silybum marianum). In International Symposium on Medicinal and Nutraceutical Plants 756: 259-266.
9-   Bohnert, H.J., Nelson, D.E., Jensen, R.G. 1995. Adaptations to environmental stresses. Plant Cell, 7(7): 1099–1111.
10-          Bourdenx, B., Bernard, A., Domergue, F., Pascal, S., Léger, A., Roby, D., Pervent, M., Vile, D., Haslam, RP., Napier, JA., Lessire, R. and Joubès, j. 2011. Overexpression of Arabidopsis ECERIFERUM1 promotes wax very-long-chain alkane biosynthesis and influences plant response to biotic and abiotic stresses. Plant Physiology, 156: 29–45.
11-          Cameron, K.D., Teece, M.A. and Smart, L.B. 2006. Increased accumulation of cuticular wax and expression of lipid transfer protein in response to periodic drying events in leaves of tree tobacco. Plant Physiology, 140:176-183.
12-          Daneshian, J. and Jabari, H. 2009. Effect of irrigation and plant density on morphological characteristics and grain yield in a dwarf sunflower hybrid (CMS26 × R103) as second crop. Iranian Journal of Crop Sciences, 10: 377-388.
13-          ElSayed, A.I., El-hamahmy, M.A., Rafudeen, M.S., Mohamed, A.H. and Omar, A.A. 2019. The impact of drought stress on antioxidant responses and accumulation of flavonolignans in Milk thistle (Silybum marianum (L.) Gaertn). Plants, 8(12), 611.
14-          El-Tohamy, W., Schnitzlerz, W. H., El-Behairy, U. and Singer, S. M. 1999. Effect of long-term drought stress on growth and yield of bean plants (Phaseolus vulgaris L.).   Angewandte Botanik/ Applied Botany), 73:173 – 177.
15-          Ezeagu, IE., Petzke, KJ., Lange, E., Metges, C.C. 1998. Fat content and fatty acid composition of oils extracted from selected wild-gathered tropical plant seeds from Ngeria. JAOCS, 75: 1031-6.
16-          Falk, KL., Tokuhisa, JG., Gershenzon, J. 2007. The effect of sulfur nutrition on plant glucosinolate content: physiology and molecular mechanisms. Plant Biology, 9(5):573-581.
17-          Fathi-Achachlouei, B. and Azadmard-Damirchi, S. 2009. Milk thistle seed oil constituents from different varieties grown in Iran. Journal of the American Oil Chemists Society, 86: 643-649.
18-          Flagella, Z., Pastore, D., Campanile R.G. and Di Fonzo, N. 1995. The quantum yield or photosynthetic electron transport evaluated by cholophyll fluorescence as indicator of drought tolerance in durum wheat. The Journal of Agricultural Science, Cambridge Core, 125(3) 325-329.
19-          Fraschini, F., Demartini, G., Esposti, D. 2002. Pharmacology of silymarin. Clinical Drug Investigation, 22(1): 51-65.
20-          Gasulla, F., Vom Dorp, K., Dombrink, I., Zahringer, U., Gisch, N., Dörmann, P. and Bartels, D. 2013. The role of lipid metabolism in the acquisition of desiccation tolerance in Craterostigma plantagineum: a comparative approach. The Plant Journal, 75:726741.
21-          Gaude, N., Nakamura, Y., Scheible, W.R., Ohta, H. and Dörmann, P. 2008. Phospholipase C5 (NPC5) is involved in galactolipid accumulation during phosphate limitation in leaves of Arabidopsis. The Plant Journal, 56:28-39.
22-          Gazak, R., Walterova, D. and Kren, V. 2007. Silybin and silymarin, new and emergining applications in Medicine. Current Medicinal Chemistry, 14: 315-338.
23-          Good, A. and Zaplachiniski, S. 1994. The effects of drought on free amino acid accumulation and protein syntesis in Brassica napus. Physiologia Plantarum, 90: 9–14.
24-          Goode, GK., Miller, JP. and Heagerty, AM. 1995. Hyperlipidamia, Hypertention, and Coronary Heart Disease. Lancet, 345: 362-364.
25-          Habán, M., Otepka, P., Kobida, L’. Habánová, M. 2009. Production and quality of milk thistle (Silybum marianum [L.] Gaertn.) cultivated in cultural conditions of warm agri-climatic macroregion. Horticultural Science (Prague), 36(2): 25–30.
26-          Hadley, NF. 1989. Lipid water barriers in biological systems. Progress in Lipid Research, 28:1–33.
27-          Hamrouni, I., Salah, H. B. and Marzouk, B. 2001. Effects of water-deficit on lipids of safflower aerial parts.  Phytochemistry, 58:277-280.
28-          Howard, RW. and Blomquist, GJ. 2005. Ecological, behavioral, and biochemical aspects of insect hydrocarbons. Annual Review of Entomology, 50: 371–393.
29-          Ibrahim, H.M. and El-Khateeb, A.Y. 2019. Growth, yield and active constituents of Milk thistle (Silybum marianum L. Gaertn) under drought stress. Open Science Journal of Bioscience and Bioengineering, 6(1): 1.
30-          Indrák, P. and Chytilová, D. 1992. K problematice stanovení silybinu v droze ostropestřece mariánského. Zahradnictví, 22: 309–313.
31-          Kachroo, A. and Kachroo, P. 2009. Fatty Acid-derived signals in plant defense. Annual Review of Phytopathology, 47:153-176.
32-          Kalita, D. 2008. Hydrocarbon plant-New source of energy for future. Renewable and Sustainable Energy Reviews, 12:455-471.
33-          Kang, L., Wang, Y.S., Uppalapati, S.R., Wang, K., Tang, Y., Vadapalli, V., Venables, B.J., Chapman, K.D., Blancaflor, E.B. and Mysore, K.S. 2008. Overexpression of a fatty acid amide hydrolase compromises innate immunity in Arabidopsis. The Plant Journal, 56:336-349.
34-          Keshavarz Afshar, R., Hashemi, M., DaCosta, M., Spargo, J., and Sadeghpour, A. 2016. Biochar application and drought stress effects on physiological characteristics of Silybum marianum. Communications in Soil Science and Plant Analysis, 47(6): 743-752.
35-          Kilaru, A., Herrfurth, C., Keereetaweep, J., Hornung, E., Venables, B.J., Feussner, I. and Chapman, K.D. 2011. Lipoxygenase-mediated oxidation of polyunsaturated Nacylethanolamines in Arabidopsis. Journal of Biological Chemistry, 286:15205-15214.
36-          Kizis, D., Lumbreras, V. and Pages, M. 2001. Role of AP2/EREBP transcription factors in gene regulation during abiotic stress. FEBS Lett, 498:187-189.
37-          Kolenc, Z., Vodnik, D., Mandelc, S., Javornik, B., Kastelec, D. and Cerenak, A. 2016. Hop (Humulus lupulus L.) response mechanisms in drought stress: Proteomic analysis with physiology. Plant Physiology and Biochemistry. 105:67-78.
38-          Kosma, D.K., Bourdenx, B., Bernard, A., Parsons, E.P., Lu, S., Joubes, J. and Jenks, M.A. 2009. The impact of water deficiency on leaf cuticle lipids of Arabidopsis. Plant Physiology, 151:1918-1929.
39-          Kunst, L., Samuels, AL., Jetter, R. 2005. The plant cuticles: formation and structures of epidermal surfaces. In DJ Murphy ed, Plant Lipids: Biology, Utilisation and Manipulation. Blackwell Publishing, Oxford, UK, 270–302.
40-          Kurkin, V.A. 2003. Saint-Mary thistle: a source of medicinals. Pharmaceutical Chemistry Journal, 37(4): 189-202.
41-          Locher, R., Suter, P., Weyhenmeyer, R. and Vetter, W. 1998. Inhibitory action of silibinin on low density lipoprotein oxidation. Arzneimittelforschung, Drug Research, 48: 236-239. 
42-          Majidi heravan, E. 1994. Resistant physiological mechanism to environmental limited. In: Proceeding of the 3rd Crop Production Science.
43-          Malekzadeh, M., Mirmazloum, S.I., Mortazavi, S.N., Panahi, M., and Angorani, H.R. 2011. The physicochemical properties and oil constituents of milk thistle (Silybum marianum Gaertn. cv. Budakalászi) under drought stress. Journal of Medicinal Plants Research, 5(8): 1485-1488.
44-          Mandal, M.K., Chandra-Shekara, A.C., Jeong, R.D., Yu, K., Zhu, S., Chanda, B., Navarre, D., Kachroo, A. and Kachroo, P. 2012. Oleic acid-dependent modulation of NITRIC OXIDE ASSOCIATED1 protein levels regulates nitric oxide-mediated defense signaling in Arabidopsis. Plant Cell, 24:1654-1674.
45-          Markham, J.E., Lynch, D.V., Napier, J.A., Dunn, T.M. and Cahoon, E.B. 2013. Plant sphingolipids: function follows form. Current Opinion in Plant Biology, 16:350-357.
46-          Moellering, E.R., Muthan, B. and Benning, C. 2010. Freezing tolerance in plants requires lipid remodeling at the outer chloroplast membrane. Science, 330:226-228.
47-          Munnik, T. and Testerink, C. 2009. Plant phospholipid signaling: "in a nutshell". Journal of Lipid Research, 50:260-265.
48-          Nakamura, Y., Koizumi, R., Shui, G., Shimojima, M., Wenk, M.R., Ito, T. and Ohta, H. 2009. Arabidopsis lipins mediate eukaryotic pathway of lipid metabolism and cope critically with phosphate starvation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 106:20978-20983.
49-          Nostro, A., Germano, MP., Dangelo, V., Marino, A., Cannatelli, A. 2000. Exaction methods and bioautography for evaluation of medicinal plant with antimicrobial activity. Letters in Applied Microbiology, 30(5):379.
50-          Okazaki, Y., Otsuki, H., Narisawa, T., Kobayashi, M., Sawai, S., Kamide, Y., Kusano, M., Aoki, T., Hirai, M.Y. and Saito, K. 2013b. A new class of plant lipid is essential for protection against phosphorus depletion. Nature Communications, 4:1510.
51-          Parakas, A., Nikolaou, N., Ziaoziou, E., Radoglou K. and Noitsakis, B. 2002. The role of organic solute and ion accumulation in osmotic adjustment in drought-stressed grapevines. Plant Science, 163: 361-367.
52-          Rezaeizad, A. 2007. Responses of some sunflower genotypes to drought stress using different stress tolerance indices. Seed and Plant Improvement Journal, 23(1):43-58.
53-          Riccardi, M., Pulvento, C., Patanè, C., Albrizio, R., Barbieri, G. 2016. Drought stress response in long-storage tomatoes: physiological and biochemical traits. Scientia Horticulturae. 200: 25–35.
54-          Samuels, L., Kunst, L. and Jetter, R. 2008. Sealing plant surfaces: cuticular wax formation by epidermal cells. Annual Review of Plant Biology, 59:683-707.
55-          Selmar, D. and Kleinwachter, M. 2013. Stress enhances the synthesis of secondary plant products: the impact of stress-related over-reduction on the accumulation of natural products. Plant Cell physiology, 54(6): 817–826.
56-          Seo, P.J., Lee, S.B., Suh, M.C., Park, M.J., Go, Y.S. and Park, C.M. 2011. The MYB96 transcription factor regulates cuticular wax biosynthesis under drought conditions in Arabidopsis. Plant Cell, 23:1138-1152.
57-          Sibi, M. 2011. Effect of water stress, zeolite and foliar application of salicylic acid on some of agronomical and physiological traits in spring safflower. M.Sc. Thesis. Agronomy and crop development department. College of agriculture. Islamic Azad University, Branch, Arak. 213 pages.
58-          Singh, S.C., Sinha, R.P. and Häder, D.P. 2002. Role of Lipids and Fatty Acids in Stress Tolerance in Cyanobacteria. Acta Protozoologica. 41: 297 – 308.
59-          Wang, X. 2004. Lipid signaling. Current Opinion in Plant Biology, 7:329-336.
60-          Wang, X., Devaiah, S.P., Zhang, W. and Welti, R. 2006. Signaling functions of phosphatidic acid. Progress in Lipid Research, 45:250-278.
61-          Williams, M.H., Rosenqvist, E. and Buchhave, M. 1999. Response of potted miniature roses (Rosa x hybrida) to reduced water availability during production. Journal of Horticultural Science & Biotechnology, 74:301-308.
دوره 35، شماره 3
مهر 1401
صفحه 434-449
  • تاریخ دریافت: 20 بهمن 1398
  • تاریخ بازنگری: 15 تیر 1399
  • تاریخ پذیرش: 07 مهر 1399