نوع مقاله: مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 مربی، گروه زیست شناسی، دانشگاه پیام نور، تهران

2 استادیار، مرکز تحقیقات کشاورزی و منابع طبیعی استان فارس، سازمان تحقیقات و آموزش کشاورزی، شیراز

3 استادیار دانشگاه پیام نور تهران

4 استاد دانشکده علوم، دانشگاه شیراز

چکیده

گیاه Matricaria chamomilla از گیاهان دارویی متعلق به خانواده کاسنی بوده که به دلیل داشتن ترکیبات دارویی خاص، نقش مهمی در درمان‌های طب سنتی دارا می باشند. در پژوهش حاضر کاشت بذر گونه M. chamomilla در محیط گلخانه صورت پذیرفت و به منظور بررسی اثر شوری بر برخی ویژگی های فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی، گیاهان 14 هفته ای تحت تیمار سطوح مختلف شوری [صفر (شاهد) ، 50، 100 و 150 میلی‌گرم در لیتر] قرار گرفتند. نتایج نشان داد که تنش شوری منجر به افزایش محتوای پرولین و فعالیت پاد اکسیدانی در بابونه گردید. تنش شوری ملایم و شدید منجر به تغییر در نسبت ترکیبات اصلی اسانس و پلی‌فنل‌ها شد. مقدار و نوع ترکیبات تشکیل دهنده اسانس M. chamomilla با دستگاه GC و GC/MS تعیین و بر اساس نتایج کروماتوگرافی اسانس، مهمترین ترکیبات موجود در اسانس گیاه، -Bisabolol oxide A Chamazulene و En-in-dicycloether گزارش گردید. مقدار و نوع ترکیبات پلی‌فنلی با دستگاه HPLC اندازه گیری شد. بر اساس کروماتوگرام بدست آمده از آنالیز عصاره، مهمترین ترکیبات شامل کلروژنیک اسید، کافئیک اسید، کاته‌کین ، سیناپیک اسید، هسپریدین، الاگیک اسید، کوئرستین و ائوژنول بودند. نتایج آنالیز میانگین‌ها نشان داد تنش شوری منجر به افزایش غلظت پرولین گردیده است. تنش ملایم منجر به افزایش محتوای رنگیزه ها گردید. همچنین افزایش سطوح شوری منجر به افزایش معنی دار فعالیت پاد اکسیدانی گردید. با بررسی اثر تنش شوری بر میزان ترکیبات پلی‌فنلی، مشخص گردید که در تمام گیاهان تحت تیمار مقدار پلی‌فنل-های سیناپیک اسید و ائوژنول بیشتر می باشد..

کلیدواژه‌ها

موضوعات

عنوان مقاله [English]

Effects of salinity on biochemical and physiological characteristics of Matricaria chamomilla

نویسندگان [English]

  • fatemeh rasekh 1
  • Vahid Rowshan 2
  • Atoosa Vaziri 3
  • Bahman kholdebarin 4

1 Faculty member of Payam e Noor University

2 Natural Resources Research and Education Center, AREEO, Shiraz, I.R. of Iran

3 Payam e Noor University

4 Professor / University of Shiraz

چکیده [English]

Matricaria chamomilla L. is a medicinal and aromatic species, belonging to the Asteraceae family, which have many pharmaceutical properties. The present study was performed to evaluate the effect of various concentrations of salinity on biochemical and physiological characteristics of M. chamomilla. To investigate the effects salinity on biochemical characteristics of M. chamomilla., Fourteen weeks old plants were subjected to different levels of salinity [control, 50, 100, and 150 mg l-1]. Our results showed that salinity caused a significant increase in proline content and antioxidant activity in M. chamomilla. The proportions of these main compounds of essential oil and polyphenol components were induced by moderate and high salinity. The essential oil components of M. chamomilla were identified and analyzed by GC/MS and GC. Polyphenols were identified and analyzed by HPLC method. The main components of essential oil were α-Bisabolol oxide A, Chamazulene, and En-in-dicycloether. The main components of polyphenols were Chlorogenic acid, Caffeic acid, Catechin, Sinapic acid, Hesperidin, Ellagic acid, Quercetin, and Eugenol.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Matricaria chamomile
  • antioxidant
  • essential oil
  • Proline
  • Polyphenol

اثر تنش شوری بر برخی ویژگی­های فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی گیاه داروئی بابونه (Matricaria chamomilla)

فاطمه راسخ1، وحید روشن2 ، آتوسا وزیری1*و بهمن خلد برین3

1 ایران، تهران، دانشگاه پیام نور، گروه زیست شناسی

2 ایران، شیراز، سازمان تحقیقات و آموزش کشاورزی، مرکز تحقیقات وآموزش کشاورزی و منابع طبیعی فارس

3 ایران، شیراز، دانشگاه شیراز، دانشکده علوم، گروه زیست شناسی

تاریخ دریافت: 14/6/96                تاریخ پذیرش: 8/12/96

چکیده

گیاه Matricaria chamomillaازگیاهان دارویی متعلق به خانواده کاسنی بوده که به دلیل داشتن ترکیبات دارویی خاص، نقش مهمی در درمان­های طب سنتی دارا می باشند. شرایط شوری می­تواند روی مواد موثره­ی گیاهان اثرگذار باشد. در پژوهش حاضر کاشت بذر گونه M. chamomilla در محیط گلخانه صورت پذیرفت و به منظور بررسی اثر شوری بر برخی ویژگی­های فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی، گیاهان 14 هفته­ای تحت تیمار سطوح مختلف شوری [صفر (شاهد) ، 50، 100 و 150 میلی­گرم در لیتر] قرار گرفتند. نتایج نشان داد که تنش شوری منجر به افزایش محتوای پرولین و فعالیت پاد اکسیدانی در بابونه گردید. تنش شوری ملایم و شدید منجر به تغییر در نسبت ترکیبات اصلی اسانس و پلی­فنل­ها شد. مقدار و نوع ترکیبات تشکیل دهنده اسانس M. chamomillaبا دستگاه GC و GC/MS تعیین و بر اساس نتایج کروماتوگرافی اسانس، مهمترین ترکیبات موجود در اسانس گیاه، -Bisabolol oxide A a (33/7 درصد تا 27/12 درصد)،  Chamazulene(05/16 درصد تا 95/30 درصد) و En-in-dicycloether (52/11 درصد تا 89/14 درصد) گزارش گردید. مقدار و نوع ترکیبات پلی­فنلی با دستگاه HPLC اندازه گیری شد. بر اساس کروماتوگرام بدست آمده از آنالیز عصاره، مهمترین ترکیبات شامل کلروژنیک اسید، کافئیک اسید، کاته­کین ، سیناپیک اسید، هسپریدین، الاگیک اسید، کوئرستین و ائوژنول بودند. به طور کلی نتایج نشان داد که تنش شوری باعث تغییرات تعداد، نوع و درصد ترکیبات اسانس گردید. نتایج آنالیز میانگین­ها نشان داد تنش شوری منجر به افزایش غلظت پرولین گردیده است. تنش ملایم (50 میلی­گرم برلیتر) منجر به افزایش محتوای رنگیزه ها گردیده که این افزایش در سطح کمتر از  05/0 معنی دار می باشد. همچنین افزایش سطوح شوری منجر به افزایش معنی دار فعالیت پاد اکسیدانی(کاهش عددی) نسبت به گیاهان شاهد گردید. با بررسی اثر تنش شوری بر میزان ترکیبات پلی­فنلی، مشخص گردید که در تمام گیاهان تحت تیمار مقدار پلی­فنل­های سیناپیک اسید و ائوژنول نسبت به سایر پلی­فنل ها بیشتر می باشد.

واژه های کلیدی: Matricaria chamomilla، پاد اکسیدان، روغن­های اسانسی، پرولین، پلی­فنل

* نویسنده مسئول، تلفن: 02122485314 ، پست الکترونیکی: a_vaziri@pnu.ac.ir

مقدمه

 

شوری عامل مهمی است که تولید محصول را در بسیاری از مناطق جهان به مخاطره می­اندازد. وسعت خاک­­های شور ایران حدود 24 میلیون هکتار است که معادل 15% از اراضی کشور را شامل می شود. امروزه با توجه به بحران آب جایگزین کردن گیاهان داروئی مقاوم به خشکی وشوری به جای گیاهان پر مصرف وحساس از اهمیت زیادی برخوردار است. کشت گیاهان مناسب در شرایط تنش یکی از مسائل مهم در تولید محصولات گیاهی محسوب می­شود (1). بابونه با نام علمی
Matricaria chamomilla گیاهی از تیره کاسنیان می باشد که با توجه به کاربرد روز افزون آن در صنایع داروسازی، آرایشی و بهداشتی، عطرسازی و تهیه های غذائی از اهمیت بسیار زیادی برخوردار است (2). بیش از 120 ماده شیمیایی در گل بابونه به عنوان های ثانویه شناسایی شده­اند (38 و 37). به طور کلی نتایج متضادی در مورد تاثیر تنش شوری بر مقدار روغن­های اسانسی گیاهان دارویی وجود دارد. براساس تحقیقات Ashraf و Orooj (10) کاهش معنی داری در درصد روغن­های اسانسی­­ گیاه
 L. Trachyspermum ammi تحت تنش شوری مشاهده گردید. چنین تاثیر منفی تنش شوری بر مقدار روغن­های اسانسی در گیاهان دیگر مانند  L., Mentha balsamea Willd , Mentha pulegium Mentha suaveolens (11) و Ball Thymus maroccanus (16) نیزگزارش شده است. از طرفی، در گزارش­هایی درصد های اسانسی گیاهان دارویی Salvia officinalis L.. (24) و Thymus vulgaris L. (21) در تنش شوری ملایم (به ترتیب 1000 و 1500 میلی­گرم شوری خاک) افزایش پیدا کرد. در گزارش دیگری درصد های اسانسی گیاهCoriandrum sativum  در شوری ملایم افزایش ولی در سطوح شوری بالا کاهش یافت (34). اجزای مهم روغن های اسانسی گیاه
L.  Matricaria recutita (آلفا بیسابولولوکسید، ترنس بتا فارنسن، کامازولن) تحت تنش شوری افزایش معنی دار نسبت به گیاهان شاهد نشان داد (12). نشان داده شده است که تغییر در مقدار و درصد ترکیبات روغن های اسانسی در تنش­های ملایم شوری به دلیل افزایش در تعداد مطلق غدد ترشح روغن­های اسانسی می باشد (40).

پرولین از دیگر تنظیم کننده­های اسمزی تحت تنشهای محیطی شوری و خشکی می­باشد که در تعداد زیادی از گونه­های گیاهی، همبستگی بالایی با تحمل به این تنش­ها ایفا می­کند. تجمع پرولین در گیاهان تحت تنش، به واسطه سنتز پرولین و غیر فعال شدن تخریب آن است. افزایش محتوای پرولین در شرایط تنش باعث محافظت غشای سلولی، پروتئین­ها، آنزیم­های سیتوپلاسمی و مهار گونه­های فعال اکسیژن و حذف رادیکال­های آزاد می­گردد (30) بنابراین از جمله پاسخ­های گیاهان در برابر تنش های محیطی، افزایش سطح پرولین می­باشد.

افزایش محتوای  اکسیدان­های غیر آنزیمی مانند ویتامین C، ویتامین E، کاروتنوئید­ها، لیپوئیک اسید در حفاظت از گیاه بر علیه تنش­های اکسیداتیو گزارش شده است (35). پژوهش­های انجام شده بر روی گیاهان Achillea fragratissima (6) و Mentha spicata (8) نشان می­دهد محتوای فنلها با افزایش تنش شوری افزایش یابد. در گیاه M. chamomilla تجمع اسید­های فنلی مانند پروتو­کاته­کین اسید کلروژنیک و اسید کافئیک با زیاد شدن شوری افزایش می­یابند (20). در گیاه Nigella sativa تنش شوری بیوسنتز برخی ترکیبات فنلی ویژه از جمله کوئرستین، آپیژنین و ترنس سینامیک اسید را افزایش می دهد (17). با توجه به موارد ذکر شده در رابطه با اثرات شوری روی ترکیبات موثره­ی گیاهی، پژوهش حاضر به منظور ارزیابی اثر تیمارهای مختلف شوری در چهار سطح (0، 50، 100 و 150 میلی­گرم در لیتر) بر ویژگی­های فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی گیاه دارویی بابونه انجام شد.

مواد وروشها

بذرهای بابونه از مرکز پاکان بذر اصفهان تهیه و پس از تایید توسط هرباریوم مرکز تحقیقات و آموزش کشاورزی در گلدان­های پلاستیکی 10 لیتری حاوی کود برگ، ماسه و خاک لومی- رسی به نسبت 1:2:2 در اول آبان سال 1395 در گلخانه مرکز تحقیقات و آموزش کشاورزی استان فارس(شیراز) کاشته و با آب مقطر آبیاری شدند. این گیاه عموماً علفی پایا بوده و پراکنش دانه گرده آنها از طریق حشرات و باد صورت می گیرد.  بعد از سبز شدن بذور عمل تنک نشاء انجام شد به طوری که در هر گلدان 4 تا 6 نشاء مستقر گردید. درهفته چهاردهم، گیاهان موجود در گلدان­های 8 لیتری تحت تاثیر تنش شوری قرار گرفتند. برای این منظور 4 سطح مختلف نمک کلرید سدیم (0، 50، 100 و 150 میلی­گرم در لیتر) تهیه و به صورت آب آبیاری به گلدان­های مختلف داده شد. به منظور جلوگیری از تنش یکباره به گیاهان، مقدارهای مختلف نمک به تدریج و در فاصله زمانی 10 روز و در دو نوبت صبح و عصر داده شد.  به منظور ثابت ماندن سطح شوری خاک­­ها در گلدان­های مختلف، آبیاری­های بعدی  به مدت 3 ماه تا زمان گلدهی کامل همچنان با آب مقطر انجام گرفت. اندازه­گیری ویژگی­های مورد نظر شامل درصد و نوع ترکیبات روغن­های اسانسی اندام هوایی، کلروفیل a و b، پرولین و فعالیت پاد اکسایشی در مرحله گلدهی کامل با برداشت اندام هوایی گلدار گیاه صورت گرفت.

آنالیز آماری: آزمایش در قالب طرح کاملا تصادفی با سه تکرار انجام شد و برای آنالیز واریانس داده ها از نرم افزار SPSS نسخه ی 12 و برای مقایسه­ی میانگین تیمارها از آزمون چند دامنه ای دانکن در سطح احتمال 5 درصد استفاده شد.

سنجش پرولین: برای این منظور 5/0 گرم نمونه­های تازه گیاهی ریز شد و درون 10 میلی­لیتر اسید سولفوسالسیلیک 3% ریخته شد و به مدت 28 ساعت به منظور هضم کامل در محیط آزمایشگاه قرار داده شد. سپس 2 میلی­لیتر از محلول به لوله آزمایش انتقال داده شد و 2 میلی­لیتر معرف نین هیدرین و2 میلی­لیتر اسید استیک غلیظ اضافه گردید و به مدت 1 ساعت درون حمام آب­گرم 100 درجه سانتی­گراد قرار داده شد، سپس لوله­ها درون یخ قرار داده شد و پس از سرد شدن محلول­ها، 4 میلی­لیتر تولوئن به هر لوله اضافه گردید و به مدت 30 – 15 ثانیه توسط دستگاه Vortex بهم زده شد، سپس فاز رویی آن را برداشته و در طول موج 520 نانومتر توسط دستگاه اسپکتروفتومتر (مدل Biotek 808 محصول کشور انگلستان) خوانده شد. از پرولین استاندارد جهت رسم نمودار غلظت­های مختلف استفاده گردید و اعداد خوانده­ شده با استفاده از منحنی به میکرومول پرولین در گرم بافت تازه تبدیل گردید (14).

استخراج عصاره و ارزیابی فعالیت پاد اکسایشی: بررسی خاصیت پاد­ اکسایشی عصاره گیاه به روش DPPH مورد سنجش قرار گرفت.  برای تهیه عصاره متانولی، ١٠ گرم پودر نمونه خشک شده را در ٢٠٠ میلی لیتر متانول ریخته پس از ٤۸ ساعت عصاره با استفاده از کاغذ صافی صاف و جهت حذف حلال، در دستگاه روتاری قرار داده شد.

0064/0 گرم از عصاره ی گیاهی برداشته و 1000 میکرولیتر حلال متانول به آن اضافه کرده و غلظت 6400 میلی گرم بر لیتر را تهیه نمودیم. از این نمونه 500 میکرولیتر برداشته و با 500 میکرولیتر متانول ترکیب کرده و غلظت 3200 میلی­گرم بر لیتر را آماده نموده و به همین ترتیب ادامه داده تا به غلظت 25/6 میلی­گرم بر لیتر رسیدیم. سپس از هر غلظت 20 میکرولیتر برداشته و با 200 میکرولیتر DPPH 40 میلی­گرم بر لیتر مخلوط نموده و پس از قرار دادن آنها به مدت 20 دقیقه در تاریکی، جذب نوری نمونه­ها در طول موج 515 نانومتر قرائت و درصد مهار رادیکالهای آزاد DPPH با استفاده از فرمول زیر محاسبه گردید.

100- [(A) sample-(A) blank) × 100/(A) control]

ضمن تعیین رابطه بین غلظت و میزان فعالیت پاد­ اکسایشی IC50   ( غلظتی از ترکیب که باعث 50 % بازدارندگی در ظرفیت رادیکالی می شود) فعالیت پاد­ اکسایشی نمونه­های عصاره با استفاده از منحنی استاندارد بر حسب میکرو مول اسید گالیک بر گرم وزن خشک عصاره ( μmol/g ) محاسبه شد. بدیهی است که هر چه این عدد کوچکتر باشد قدرت پاد­ اکسایشی یا مهار رادیکال های آزاد، بیشتر می باشد (18).

اندازه گیری کلروفیل: کلروفیل a وb و همچنین کلروفیل کل توسط روشArnon  (9) با دستگاه اسپکتروفتومتر درطول موج 645 و663 نانومتر و سپس قرار دادن در فرمول­های زیر خوانده شد. یک دهم (1/0) گرم برگ گیاه را وزن کرده، درون بوته چینی ریخته و روی آن ازت مایع می­ریزیم، پس از آن گیاه را پودر کرده و به مدت 10 دقیقه درون استون 80% گذاشته تا سبزینه آن خارج گردد، سپس شیشه فالکون­های حاوی نمونه را به مدت10 ثانیه درون دستگاه ultrasonic cleaner قرار داده و هر کدام را به مدت 10 ثانیه vortex  کرده تا کاملا مخلوط شود. سپس نمونه­ها را به مدت 10 دقیقه درون دستگاه بن­ماری با دمای 60 درجه­ی سانتی­گراد قرار داده پس از آن صاف کردن  نمونه­ها با کاغذ صافی انجام شد، سپس در طول موج 645 و 663 نانومتر توسط اسپکتوفتومتر خوانده شد.

Total Chl: A 652×27.8× V /mg leaf weight

Chl a: (11.75×A663-2.35 A645) × V / mg leaf weight

Chl b: (18.61×A645-3.96 A663) × V / mg leaf weight

اندازه گیری پلی فنل: اندازه گیری پلی­فنل­ها توسط دستگاه HPLC و به روش  Justesen و همکاران (22) با تغییرات انجام شد. ابتدا 2/0گرم از پودر خشک برگ را با حلال 85/0 متانول + 15/0 اسید­استیک مخلوط کرده سپس به حجم 2 میلی لیتر رسانده شد. سپس درب میکروتیوپ زیر گاز ازت بسته شد و درون فویل 24 ساعت در یخچال نگهداری گردید. بعد از آن نمونه ها 15 دقیقه در دستگاهultrasonic cleaner  قرار گرفت. سپس نمونه­ها در سانتریفیوژ یخچال­دار با دمای 0 درجه و 10000 دور به مدت 20 دقیقه قرار گرفت. فاز رویی به میکرو­تیوپ انتقال داده وروی آن ان­هگزان ریخته و به مدت چند ثانیه روی ورتکس قرار داده شد و دوباره به با همان شرایط سانتریفیوژ گردید. که ایجاد دو فاز می­کند که فاز زیرین به دستگاه HPLC تزریق گردید. اندازه گیری میزان پلی فنول­ها از دستگاه  HPLC به مدل سری 1200 از شرکت Agilent، ستون C18 سانتی­متر  15×6/4 و قطر ذرات 5 میکرومتر، دتکتور(Diode Array Detector) DAD  در طول موج های 320 و 280  نانومتر و دمای آون  30 درجه سانتی­گراد استفاده شد. برنامه شویش گرادیان، با سرعت شویش 1میلی لیتر بر دقیقه و حجم تزریق 20 میکرولیتر انتخاب گردید.فاز متحرک گرادیان شاملمتانول و اسید فرمیک 1% بود.

استخراج اسانس و بررسی اجزاء تشکیل­دهنده آن: اسانس­گیری توسط روش تقطیر با آب و با استفاده از دستگاه کلونجر با 30 گرم از گیاه بابونه انجام گرفت. اسانس­گیری از زمان به جوش آمدن مایع درون بالن به مدت 3 ساعت انجام و اسانس حاصل تا زمان استفاده، پس از آبگیری درون ظرف درب­دار تیره رنگ ریخته و در دمای 4 درجه سانتی­گراد نگه­داری شد. اسانس­گیری سه بار تکرار شد و میانگین بازده اسانس به صورت درصد وزنی، بر اساس وزن خشک گیاه بدست آمد.  تعیین عناصر تشکیل دهنده آن با استفاده از گاز کروماتوگرافی و گاز کروماتوگرافی متصل به طیف سنج جرمی (GC, GC/MS)، مورد ارزیابی قرار گرفت.

دستگاه GC و GC/MS: دستگاه کروماتوگراف گازی Agilent technologies و مدلA 7890، ستون HP-5 (به طول 30 متر و قطر 32/0 میلی­متر ضخامت لایه فاز ساکن 25/0 میکرومتر)، برنامه­ریزی دمایی ستون از60 تا210 درجه سانتی­گراد با افزایش دمای سه درجه سانتی­گراد در دقیقه، نوع آشکارساز: FID با دمای 290 درجه سانتی­گراد ، گاز حامل: نیتروژن با سرعت یک میلی­لیتر در دقیقه، دمای تزریق 280 درجه سانتی­گراد.

گاز کروماتوگراف متصل به طیف سنج جرمی از نوع  Agilent technologies و مدل  A5975، ستونHP-MS5 به طول 30 متر و قطر 25/0 میلی­متر، ضخامت لایه فاز ساکن 25/0 میکرومتر، برنامه­ریزی حرارتی ستون از 60 تا 210 درجه سانتی­گراد با افزایش دمای سه درجه سانتی­گراد در دقیقه،  و 210 تا 240 با افزایش دمای بیست درجه سانتی­گراد در دقیقه، دمای محفظه تزریق: 280 درجه سانتی­گراد ، انرژی یونیزاسیون: 70 الکترون ولت، گاز حامل: هلیوم. شناسایی ترکیب­های روغن های اسانسی با استفاده از نرمال آلکان ها و بررسی طیف­های جرمی توسط کتابخانه‌ Nist  و Adams  و Willy دستگاه GC/MS.

نتایج

اثر تنش شوری برکمیت و کیفیت اسانس: نتایج نشان داد که شوری بر روی ویژگی­های ارزیابی شده فیزیولوژیک مورد بررسی اثر معنی­داری داشته است (جدول 1).

نتایج مربوط به اثر سطوح مختلف شوری بر مقدار و نوع ترکیبات تشکیل دهنده روغن­های اسانسی در گیاه Matricaria chamomillaدر جدول 2 مشاهده می­شود.

در روغن­های اسانسی گیاه شاهد، 31 ترکیب دارویی مختلف 85/99 درصد از کل ترکیبات روغن های اسانسی را تشکیل می­دهند.

 

جدول1- میانگین مربعات و سطح معنی داری تاثیر سطوح مختلف شوری بر صفات مورد بررسی

منابع تغییر

درجه آزادی

پرولین

کلرفیل a

کلرفیل b

آنتی اکسیدان

شوری

خطای آزمایش

3

8

2760/548 003/0**

583/46

013/0 048/*

003/0

222/0 **043/0

051/0

8/317933 000/0**

2/209

ضریب تغییر %)=

 

88/6

58/10

30/16

80/1

   معنی داری در سطح یک درصد*معنی دار در سطح 5 درصد

 

در بین ترکیبات ترپنی تشکیل دهنده روغن اسانسی
 M. chamomillaدر گیاه شاهد، a-Bisabolol oxide A (78/43 %)، Chamazulene (63/18 %) و En-in-dicycloether (89/14%) بیشترین ترکیبات را تشکیل داده اند. نتایج برای سه ترکیب فوق در سطوح مختلف شوری نشان می­دهد که با افزایش تنش شوری a-Bisabolol oxide A در تیمار 50 و 100 میلی­گرم در لیتر نسبت به شاهد کاهش نشان داده ودر سطح 150 میلی­گرم در لیتر بیشترین مقدار این ترکیب مشاهده گردید (جدول 2). نتایج نشان داد که در تیمارهای مختلف شوری میزان Chamazulene که یکی از ترکیبات مهم بابونه می­باشد، بین تیمارهای مختلف متفاوت بود، به طوری که در تیمار 50 میلی­گرم در لیتر بیشترین سطح این ترکیب و در تیمار 150 میلی­گرم ­بر لیتر کمترین مقدار آن مشاهده شد. ترکیب En-in-dicycloether در تیمارهای 150میلی­گرم بر لیتر نمک نسبت به شاهد کاهش نشان داد. همچنین بیشترین مقدار آن در تیمار 100 میلی­گرم بر لیتر بود. ترکیب α-Bisabolol oxide B در اثر تمام سطوح شوری افزایش پیدا کرد که از 34/3 درصد در شاهد به 95/7 درصد در 50 میلی­گرم درلیتر و 86/6 درصد در تیمار 150 میلی­گرم در لیتر افزایش پیدا کرد. بیشترین افزایش در مقدار
a-Bisabolone oxide A در سطح شوری 150 میلی­گرم در لیتر مشاهده می شود این ترکیب از 82/7 درصد در شاهد به 27/12 درصد در بالاترین میزان شوری افزایش پیدا کرده است. تیمار­های تنش شوری بر تعداد ترکیبات اسانس نیز اثر گذاشت. با افزایش تنش شوری تعداد ترکیبات روغن­های اسانسی کاهش یافت ولی ترکیبات بالای 2 درصد اسانس در سطح شوری مختلف تغییر کمتری نشان دادند. به نظر می­رسد با افزایش تنش شوری گیاه به سمت القا ترکیبات عمده خاص پیش می­رود. در رابطه با درصد روغن­های اسانسی، مقایسه میانگین­ها نشان داد که سطح شوری 100 میلی­گرم بر لیتر به طور معنی داری باعث افزایش درصد اسانس شده است. همچنین سطوح 50 و 150 میلی­گرم در لیتر نیز به طور معنی­داری نسبت به شاهد باعث افزایش میزان اسانس شده است (نمودار1).

اثر تنش شوری بر محتوای پرولین: نتایج آنالیز میانگین­ها نشان داد تنش شوری منجر به افزایش غلظت پرولین گردیده است. سطوح شوری 100 میلی­گرم بر لیتر مقدار تجمع پرولین را در بافت رویشی به طور معنی­داری نسبت به شاهد و تا حدود سه برابر نسبت به گیاه شاهد افزایش داده است. همچنین مقدار تجمع پرولین، در سطوح شوری 50 و 150 میلی­گرم بر لیتر به طور معنی داری و تا بیش از دو برابر نسبت به شاهد افزایش داده است.


جدول 2 - ترکیبات موجود در اسانس برگ گیاه بابونه تحت تنش شوری

شوری 150

شوری 100

شوری 50

شاهد

اندیس باز داری

ترکیبات (درصد)

ردیف

-

t

-

t

927

a-Thujene

1

-

t

t

t

999

Yomogi alcohol

2

-

-

-

t

1017

a-Terpinene

3

-

-

-

t

1024

P-cymene

4

-

17/0

-

-

1028

Limonene

5

t

15/0

t

14/0

1032

1,8-cineole

6

-

12/0

-

t

1035

(Z)-B-ocimene

7

24/0

7/0

t

4/0

1042

(E)  - B-ocimene

8

15/0

29/0

-

2/0

1058

g-Terpinene

9

79/0

93/0

17/0

94/0

1059

Artemisia ketone

10

11/0

22/0

13/0

25/0

1082

Artemisia alcohol

11

-

-

-

t

1178

Terpinene-4-ol

12

-

-

-

t

1191

a-Terpineol

13

t

-

-

12/0

1218

Linalyl formate

14

23/0

21/0

16/0

13/0

1419

(E)  -Caryophyllene

15

28/0

34/0

27/0

15/0

1439

Aromadendrene

16

04/4

94/4

63/5

17/5

1456

(E)  -B-Farnesene

17

-

18/0

16/0

16/0

1476

g-Muurolene

18

-

-

59/0

74/0

1481

g-Curcumene

19

16/0

13/0

13/0

t

1486

b-selinene

20

56/0

6/0

79/0

56/0

1495

Viridiflorene

21

3/0

-

33/0

25/0

1504

(E,E) -a-Farnesene

22

24/0

27/0

22/0

13/0

1513

g-Cadinene

23

41/0

43/0

32/0

24/0

1522

d-Cadinene

24

t

t

t

-

1536

a-Cadinene

25

33/0

53/0

45/0

25/0

1561

(E)  -Nerolidol

26

47/0

42/0

46/0

33/0

1578

Spathulenol

27

t

-

t

t

1584

Caryophyllene oxide

28

86/6

3/5

95/7

34/3

1658

a-Bisabolol oxide B

29

27/12

54/11

33/7

82/7

1685

a-Bisabolone oxide A

30

95/30

05/16

77/23

64/18

1732

Chamazulene

31

68/37

09/44

09/38

78/43

1749

a- Bisabolol oxide A

32

22/14

52/11

92/11

89/14

1873

En-in-dicycloether

33

t: trace کمتر از یک دهم درصد

 


 

نمودار 1- اثر سطوح مختلف شوری بر محتوای اسانس گیاه بابونه

* میانگین هایی که در هر ستون دارای حروف یکسانی می باشند، در سطح احتمال 5% آزمون چند دامنه ای دانکن تفاوت معنی داری با هم ندارند.

اثر تنش شوری بر کلرفیل a) و (b: نتایج حاصل از آنالیز آماری میانگین­ها در هر دو رنگیزه کلروفیل a، b نشان داد تنش ملایم (50 میلی­گرم بر لیتر) منجر به افزایش محتوای رنگیزه­ها گردیده که این افزایش در سطح کمتر از 05/0 معنی دار می باشد. با افزایش تنش شوری کاهش در مقدار هر سه نوع رنگیزه مشاهده شد.

اثر تنش شوری بر فعالیت پاد اکسایشی: فعالیت پاد اکسایشی گیاه M. chamomilla به وسیله اثر عصاره برگ بر خنثی سازی رادیکال­های آزاد DPPH مورد بررسی قرار گرفت. افزایش سطوح شوری منجر به افزایش معنی دار فعالیت پاد اکسایشی(کاهش عددی) نسبت به گیاهان شاهد گردید (جدول 3). عصاره برگ بابونه بیشترین فعالیت خنثی سازی رادیکال­های آزاد DPPH را به ترتیب در شوری 100 و 50 میلی­گرم بر لیتر نشان داد.

اثر تنش شوری بر میزان ترکیبات پلی­فنلی16 پلی­فنل عمومی با تزریق استاندارد از شرکت سیگما و عصاره گیاه مورد ارزیابی قرار گرفت. از این 16 پلی­فنل، 8 ترکیب در هیچ یک از تیمارها مشاهده نشد و بر اساس نتایج حاصل، پلی­فنل­های کلروژنیک اسید، کافئیک اسید، کاته­کین، سیناپیک اسید، هسپریدین، الاژیک اسید، کوئرستین و ائوژنول در عصاره گیاه بابونه شناسایی شدند. بیشترین میزان کلروژنیک اسید، کافئیک اسید و  کاته­کین در تیمار­ سطوح شوری 50 میلی­گرم در لیتر بدست آمد. مقدار پلی­فنل­های الاژیک اسید و سیناپیک اسید در شوری 150 میلی­گرم در لیتر، نسبت به سایر تیمارهای شوری بالاتر بود. با توجه به نتایج آنالیز میزان کوئرستین و ائوژنول نیز در تیمار 100 میلی­گرم در لیتر نسبت به سایر تیمارها بیشتر بودند.به طور کلی در تمام گیاهان تحت تیمار مقدار پلی­فنل­های سیناپیک اسید و ائوژنول نسبت به سایر پلی­فنل ها بیشتر بود (جدول 4).

بحث

در پژوهش حاضر اثر تنش شوری باعث کاهش معنی دار کلروفیل a و b در سطوح شوری 100 و 150 میلی­گرم بر لیتر گردید. این با نتایج برخی پژوهشگران که نشان دادند که تنش شوری باعث کاهش مقدار رنگیزه­های کلروفیل a و b در گیاهان آفتابگردان (7) و گندم نان شده است (36) مطابقت دارد. افزایش سطوح شوری میزان کلروفیل a، b را در گیاهان Teucrium polium، Thymus vulgaris، Zataria multiflora،Ziziphora clinopodioides (28) و Satureja hortensis  (32) کاهش داده است.

 

جدول3-مقایسه میانگین پرولین، کلروفیل a وb در سطوح مختلف شوری

پرولین (µgr g-1 FW) +_

 

کروفیل b (میلی­گرم برگرم وزن تر) +_

کروفیل a (میلی­گرم برگرم وزن تر) +_

فعالیت پاد اکسایشی

IC50 (µg ml-1) +_

شوری (میلی­گرم بر لیتر)

18/84b*

177/1ab

560/0a

13/2309a

شاهد

66/91b

39/1a

633/0a

60/1706c

50

86/112a

840/0b

533/0b

7/1584d

100

10/108a

833/0b

547/0b

51/2017b

150

* میانگین هایی که در هر ستون دارای حروف یکسانی می باشند، در سطح احتمال 5% آزمون چند دامنه ای دانکن تفاوت معنی داری با هم ندارند.

جدول 4- میزان و نوع ترکیبات پلی­فنل در عصاره متانولی بابونه

پرولین (µgr g-1 FW) +_

کروفیل b (میلی­گرم برگرم وزن تر) +_

کروفیل a (میلی­گرم برگرم وزن تر) +_

فعالیت پاد اکسایشی

IC50 (µg ml-1) +_

شوری (میلی­گرم بر لیتر)

18/84b*

177/1ab

560/0a

13/2309a

شاهد

66/91b

39/1a

633/0a

60/1706c

50

86/112a

840/0b

533/0b

7/1584d

100

10/108a

833/0b

547/0b

51/2017b

150


کاهش در غلظت کلروفیل گیاهان تحت تنش می تواند به دلیل افزایش فعالیت آنزیم­های تجزیه کننده کلروفیل مانند کلروفیلاز و یا کاهش بیوسنتز کلروفیل به دلیل کاهش پیش ساز بیوسنتز کلروفیل (گلوتامات و 5 آمینو لوولنیک اسید) در شرایط تنش بوده که نشان دهنده اثر مخرب شوری بر بیوسنتز کلروفیل نسبت به تجزیه آن می باشد (39). همچنین کاهش میزان کلروفیل در اثر تنش مربوط به افزایش تولید رادیکال­های اکسیژن در سلول می­باشد. این رادیکال­های آزاد سبب پراکسیداسیون و در نتیجه تجزیه این رنگیزه می­شوند و با کاهش میزان کلروفیل تغییرات زیادی در مقدار تولید در گیاهان به وجود می آید. بنابراین کاهش مقدار کلروفیل مشاهده شده در این تحقیق احتمالاً می­تواند به دلیل اختلال در جذب عناصر غذایی، افزایش تخریب اکسیداتیو کلروفیل و یا افزایش فعالیت آنزیم کلروفیلاز تحت شرایط تنش باشد (3).

در پژوهش حاضر افزایش سنتز ترکیبات فنلی، ترپنوئیدی و افزایش قدرت پاد اکسایشی کل در سطوح شوری بالاتر می­تواند از دلایل بقای گیاهان فوق علیرغم کاهش در مقدار فتوسنتز در این سطوح شوری باشد.

در بسیاری از گونه­های گیاهان، کاربرد NaCl، حتی در غلظت­های پایین منجر به تحریک افزایش فعالیت سیستم های پاد اکسیدانی گیاه می­گردد که نشان دهنده نقش تنش شوری در تولید گونه­های فعال اکسیژن (ROS) می باشد. ROS ها گروهی از رادیکال­های آزاد، مولکول­های واکنش دهنده و یون­های مشتق شده از مولکول اکسیژن می باشند (43) که تنش­های محیطی مانند خشکی، شوری، سرما، سمیت فلزات، اشعه فرابنفش و پاتوژن ها به دلیل از بین بردن شرایط هموئوستازی سلول منجر به افزایش تولید آن­ها خواهند شد (42). افزایش مقدار تجمع رادیکال­های آزاد تحت شرایط تنش شوری می تواند به دلیل بسته شدن روزنه­ها، کاهش مقدار CO2 قابل دسترس توسط گیاه، کاهش تثبیت دی اکسید کربن در چرخه کلوین و در نهایت افزایش سطوح احیایی کلروپلاست باشد (25). در پژوهش حاضر مقدار پاد اکسیدان کل به عنوان یکی از شاخص های میزان تحمل سلول در برابر رادیکال­های آزاد اندازه گیری شد. با افزایش تنش میزان ترکیبات پاد اکسیدانی و مهار کننده رادیکال­های آزاد افزایش یافت. نتایج مشابه با پژوهش حاضر توسط Kibria و همکاران در سال 2017 با مطالعه اثر تنش شوری بر ژنوتیپ­های متفاوت برنج به دست آمده است (26).

در آغاز و ادامه تنش شوری فرآیند­های مهم سلولی از جمله فتوسنتز، سنتز پروتئین، متابولیسم چربی­ها، انرژی و غیره تحت تاثیر قرار می­گیرند.به منظور مقابله با اثرات زیانبار تنش، تقلیل اثرات مخرب و برقراری مجدد هموئوستازی سلولی، گیاهان همواره استراتژی­های مختلفی در سطح سلولی و کل گیاه به کار می­برند. با توجه به اهمیت تولید گیاهان دارویی، شناسایی نوع پاسخ و یا مکانیسم­هایی که این گیاهان در تحمل و اجتناب از شرایط تنش­زا به کار می­گیرند، به منظور به­نژادی و یا حداکثر تولید ترکیبات دارویی در این شرایط، ضروری به نظر می­رسد. یکی از مهمترین پاسخ­هایی که گیاهان قرار گرفته در معرض تنش شوری به منظور سازگاری با تنش اسمزی ایجاد شده نشان می­دهند برقراری تعادل اسمزی در سلول باشد (31). تجمع اسید آمینه پرولین در طول تنش شوری به عنوان یکی از  تنظیم کننده های تعادل اسمزی محسوب می شود. علاوه بر نقش مهم پرولین در برقراری تعادل اسمزی، تجمع پرولین تحت شرایط تنش در برقراری و ثبات ساختارهای سلولی، حذف های آزاد، بافری نمودن پتانسیل احیایی سلول، انتقال پیام درون سلول و تامین منبع ذخیره کربن و نیتروژن موثر می­باشد (19). نتایج به دست آمده از سنجش مقدار پرولین در گیاه Matricaria chamomilla (مطابق جدول 3) نشان می­دهد تنش شوری تا سطح 50 و 100 میلی­گرم بر لیتر شوری منجر به افزایش معنی دار پرولین در بافت­های برگ گیاهان فوق می­گردد. با این وجود تنش شوری150میلی­گرم بر لیتر منجر به کاهش معنی دار مقدار پرولین در گیاه Matricaria chamomilla شده است. در اغلب گیاهان تجمع پرولین تحت شرایط تنش شوری منجر به افزایش تحمل گیاهان به تنش شده و افزایش مقدار پرولین در این شرایط به عنوان یکی از فاکتورهای تحمل به تنش درنظر گرفته می شود. به طوری که علی و همکاران(5) در مطالعات خود روی گیاه Bacopa monnieri به این نتیجه رسیدند که پرولین به مانند یک مولکول تنظیمی و علامت دهنده است که قادر خواهد بود موقعی که گیاه در معرض تنش شوری قرار دارد مقاومت گیاه به شوری را افزایش دهد. افزایش پرولین نشان دهنده نقش این اسید آمینه در تنظیم اسمزی از طریق کاهش پتانسیل اسمزی در اثر تجمع مواد محلول در شرایط شوری می باشد و شدت انجام آن به سرعت و میزان توسعه تنش، نوع و سن اندام و تنوع ژنتیکی درون و بین گونه ای بستگی دارد (4).

نتایج پژوهش حاضر نشان می­دهد محتوای اسانس در شوری ملایم و شدید الگوی متفاوتی داشته و شوری ملایم (50 میلی­گرم در لیتر) و متوسط (100 میلی­گرم در لیتر) باعث افزایش در مقدار کل روغن­های اسانسی شده است (نمودار 1). در بین ترکیبات ترپنی تشکیل دهنده اسانس M.chamomillaدر گیاهان شاهد a- Bisabolol oxide A، Chamazulene و En-in-dicycloether بیشترین ترکیبات را تشکیل داده اند. بیشترین افزایش در مقدار
a-Bisabolone oxide A در سطح شوری 150 میلی­گرم در لیتر مشاهده می شود هم­چنین به نظر می­رسد که تیمار شوری بر تعداد ترکیبات اثر گذاشته و با افزایش شوری تعداد آن­ها کاهش می­یابد. این نتایج با گزارش­های متعددی مبنی بر افزایش مقدار اسانس کل و تغییر در ترکیبات موجود در اسانس در گیاهان دارویی
 Satureja hortensis L.(13)، Salvia officinalis.(24) و Thymus vulgaris (21) مطابقت دارد. ولی با نتایج گزارش­های دیگری در رابطه با اسانس گیاهان Trachyspermum ammi (10)، Mentha piperita L (11) و Thymus maroccanus (16) که با افزایش شوری درصد اسانس کاهش پیدا کرد مطابقت ندارد. افزایش دو برابری ترکیب کامازولن در شوری 150 میلی­مول بر لیتر شوری، با اکثر تحقیقات انجام شده مطابقت دارد (جدول 2). در تحقیقی اجزای مهم اسانس­های گیاه Matricaria recutita (آلفا بیسابولول اکسید، ترنس بتا فارنسن، کامازولن) تحت تنش شوری افزایش معنی داری نسبت به گیاهان شاهد نشان داد (12). تنوع در پاسخ دهی گیاهان مختلف به سنتز ترکیب خاص در اسانس می تواند به دلیل القای آنزیم­های خاص درگیر در بیوسنتز ترپنوئیدها در هر مرحله از تنش شوری باشد.

  بیوسنتز ترکیبات مشتق شده از مسیر فنیل پروپانوئید در طی تنش­های محیطی یکی از راهکارهای تکاملی گیاهان برای مقابله با شرایط تنش زا تلقی می­شود. فلاونوئیدها، فنولیک اسیدها، تانن­ها، فنولیک­ دی ترپن ها و لیگنین گروه بزرگی از ترکیبات مشتق شده از این مسیر محسوب می­شوند. در میان این گروه ترکیبات، فنل­ها هم از نظرنقشی که در مقاومت گیاه در برابر تنش­های زیستی و غیر زیستی ایفا می­کنند و هم به لحاظ اهمیت ویژه آن­ها در صنایع داروسازی از اهمیت زیادی برخوردار هستند (29). از آن جایی که در سال­های اخیر علاقه زیادی برای جایگزینی پاد اکسیدان­های طبیعی مشتق شده از گیاهان به جای پاد اکسیدان­های مصنوعی پدیدار شده است، نقش ترکیبات فنلی موجود در گیاهان به دلیل خاصیت پاد اکسایشی قوی آن­ها پررنگ تر گردیده است. ترکیبات فنلی موجود در گیاهان به عنوان ترکیبات پاد اکسیدان در از بین بردن رادیکال­های آزاد اکسیژن تولید شده در تنش­های اکسیداتیو نقش دارند و افزایش آن­ها طی تنش از جمله راهکارهای مقاومت گیاه محسوب می­شود. از این رو گیاهان تحت تنش به عنوان منبع مهمی از تجمع ترکیبات فنلی محسوب شده که علاوه بر افزایش مقاومت گیاه در برابر تنش، این گیاهان می توانند مورد استفاده اقتصادی نیز قرار بگیرند (27). همان گونه که در جدول 4 نشان داده شده است افزایش تنش شوری منجر به افزایش معنی­دار محتوای پلی فنل­ها گردیده است. این نتایج پیشنهاد می کند افزایش ترکیبات فنلی در گیاه Matricaria chamomilla تنش دیده می تواند به عنوان یکی از مکانیسم­های مقاومت به تنش اکسیداتیو محسوب شود. نتایج تحقیقات گذشته نیز افزایش در مقدار ترکیبات فنلی را همزمان با افزایش قدرت پاد اکسایشی گیاهان فلفل قرار گرفته تحت تنش شوری نشان داده اند (39).

با توجه به بررسی متابولیت­های ثانویه گیاهی در برگ گیاهان Matricaria chamomillaتحت تنش شوری پیشنهاد می­شود تنش شوری 150 میلی­گرم بر لیتر می­تواند به عنوان القا کننده سنتز ترکیبات مهم صنعتی و دارویی در گیاهان Matricaria chamomilla مورد استفاده قرار گیرد.

نتیجه گیری

به طور کلی نتایج این تحقیق نشان داد که تنش شوری در گیاه بابونه باعث افزایش بیوسنتز ترکیبات فنلی و برخی ترکیبات مهم دارویی از جمله کامازولن شده و اکثر پلی­فنل­ها در تیمار شوری 150 میلی­گرم در لیتر افزایش نشان دادند. در حالی که رنگیزه های فتوسنتزی در تیمار شوری 50 میلی­گرم در لیتر کاهش معنی داری را نشان نمی دهد، غلظت­های زیاد کلرید سدیم مقدار رنگیزه­های فتوسنتزی را کاهش داد. با توجه به نتایج این پژوهش می توان گفت افزایش در مقدار فعالیت پاد اکسیدانی، ترکیبات فنلی و پرولین می تواند از جمله راهکارهای تحمل به تنش شوری در این گیاهان باشد. در مجموع طبق نتایج حاصل از این پژوهش و با توجه به بحران آب و وسعت زیاد خاک­های شور ایران و پتانسیل خوب ایران برای کشت بابونه به عنوان یک گیاه دارویی با ارزش که دارای بازار جهانی می باشد، انجام تحقیقات بیشتر در بررسی مکانیسم ملکولی و بیان ژن­های مسئول در افزایش ترکیبات دارویی و تحمل گیاه بابونه به تنش شوری برای ادامه این تحقیق، بسیار مفید می باشد.

1- حسنی، ع. 1382. اثرات تنش های آبی و شوری کلرور سدیم بر برخی از خصوصیات مورفولوژیکی و فیزیولوژیکی ریحان. پایان نامه دکتری، دانشکده کشاورزی دانشگاه تربیت مدرس. 199ص

2-زرگری، ع. 1368. گیاهان دارویی. جلد سوم، انتشارات دانشگاه تهران، 894 ص.

3-قنبری، فردین، اشرف امیری نژاد، علی، سیاری، محمد ، کردی، سجاد. 1395. اثر اسید سالیسیلیک بر مقاومت به تنشهای شوری و قلیائیت گیاه فلفل شیرین (Capsicum annuum L.). مجله پژوهشهای گیاهی. 29(1): 130-141

4-کلاگری، محسن، صالحی، شانجانی، پروین، بانج شفیعی، شهرام. 1396. مقایسه رشد دو گونه صنوبر alba) Populus و
( Populus euphratica و هیبرید بین آنها در عرصه شور و غیر شور. مجله پژوهشهای گیاهی. 30(1): 173-185

 

5-Abd EL-Azim, W.M., Ahmed, S.T.h. 2009. Effect of salinity and cutting date on growth And chemical constituents of Achillea fragratissima Forssk, under Ras Sudr conditions. Research Journal of Agriculture and Biological Sciences. 5(6): 1121-1129.

6-Akram, N.A., Ashraf, M. 2011. Improvement in growth, chlorophyll pigments and photosynthetic performance in salt-stressed plants of sunflower (Helianthus annuus L.) by foliar application of 5-aminolevulinic acid. Agrochimica. 55: 94-104.

7-Al-Amier, H., Craker, L.E. 2007. In-vitro selection for stress tolerant spearmint. Reprinted from: Issues in new crops and new uses. J. Janick and A. Whipkey (eds.). ASHS Press, Alexandria, VA. : 306-10.

8-Ali, G., Srivastava, P.S, Iqbal, M. 1999. Proline accumulation, protein pattern and photosynthesis in Bacopa monniera regenerants growth under NaCl stress. Biol. Plantarum. 42: 89-95.

9-Arnon, DI. 1949. Copper enzymes in isolated chloroplast. Polyphenol oxidase in Beta vulgaris. Plant Physiology. 24: 1-15.

10-Ashraf, M., Orooj, A. 2006. Salt stress effects on growth, ion accumulation and seed oil concentration in an arid zone traditional medicinal plant ajwain (Trachyspermum ammi [L.] Sprague). Journal of Arid Environments.64(2): 209-20.

11-Aziz, E.E., Al-Amier, H., Craker, L.E. 2008. Influence of salt stress on growth and essential oil production in peppermint, pennyroyal, and apple mint. Journal of Herbs, Spices & Medicinal Plants. 14: 77-87.

12-Baghalian, K., Haghiry, A., Naghavi, M.R., Mohammadi, A. 2008. Effect of saline irrigation water on agronomical and phytochemical characters of chamomile (Matricaria recutita L.). Scientia Horticulture. 116: 437-41.

13-Baher, Z.F., Mirza, M., Ghorbanli, M., Rezaii, M.B. 2002. The influence of water stress on plant height, herbal and essential oil yield and composition in Satureja hortensis L. Flavor and Fragrance Journal. 17: 275-277.

14-Bates, L.S., R.P. Waldren, I.D. Teare. 1973. Rapid determination of free proline for water-stress. Plant and Soil. 39: 205-207.

15-Behnke, K., Ghirardo, A., Janz, D., Kanawati, B., Esperschütz, J., Zimmer, I., Schmitt-Kopplin, P., Niinemets, U., Polle, A., Schnitzler, J.P., Rosenkranz, M. 2013. Isoprene function in two contrasting poplars under salt and sun flecks. Tree Physiology. 1: 1-17.

16-Belaqziz, R., Romane, A., Abbad, A. 2009. Salt stress effects on germination, growth and essential oil content of an endemic thyme species in Morocco (Thymus maroccanus Ball.). Journal of Applied Science Research. 5(7): 858-863.

17-Bourgou, S., Kchouk, M.E., Bellila, A., Marzouk, B. 2010. Effect of salinity on phenolic composition and biological activity of Nigella sativa. Acta Horticulture. 853: 57-60.

18-Bruits M, Asres k, Bucar F, 2001. The antioxidant activity of the essential oils of Artemisia  Afra, Artemisia byssinica and Juniperus procera. Phytotherapy Research. 15:103- 108.

19-Çelik, O., Ünsal, S.G. 2013. Expression analysis of proline metabolism-related genes in salt- tolerant soybean mutant plants. Plant Omics Journal. 6(5): 364-370.

20-Cik, J.K., Klejdus, B., Hedbavny, J., Bačkor, M. 2009. Salicylic acid alleviates NaCl-induced changes in the metabolism of Matricaria chamomilla plants. Ecotoxicology. 18(5): 544- 554.

21-Ezz El-Din, A.A., Aziz, E.E., Hendawy, S.F., Omer, E.A. 2009. Response of Thymus vulgaris L. to salt stress and alar (B9) in newly reclaimed soil. Journal of Applied Science and Research. 5(12): 2165-2170.

22-Hakim, M.A., Juraimi, A.S., Hanafi, M.M., Ismail, M.R., Selamat, A., Rafii, M.Y., Lati, M.A. 2014. Biochemical and Anatomical Changes and Yield Reduction in Rice (Oryza sativa L.) under Varied Salinity Regimes. BioMedical Research International. 20: 1-11.

23-Hendawy, S.F., Khalid, K.H.A. 2005. Response of sage (Salvia officinalis L.) plants to zinc application under different salinity levels. Journal of Applied Science and Research. 1:  147-55.

24-Hernandez, J., Jimenez, A., Mullineaux, P., Sevilla, F. 2000. Tolerance of pea plants (Pisum sativum ) to long-term salt stress is associated with induction of antioxidant defenses.Plant Cell and Environment. 23: 853–862.

25-Justesen, U., P. Knuthsen and Leth T.1998. "Quantitative analysis of flavonols, flavones, and flavanones in fruits, vegetables and beverages by high-performance liquid chromatography with photo-diode array and mass spectrometric detection", J Chromatogr A, Vol. 799: 101-102

26-Kibria M. Gh., Hoque Md. 2017. Antioxidant defense mechanisms of salinity tolerance in rice, science direct. 24: 155-162.

27-Kim, D.S., Hwang, B.K. 2014. An important role of the pepper phenylalanine ammonia-lyase gene (PAL1) in salicylic acid-dependent signaling of the defense response to microbial pathogens. J. Exp. Bot. doi:10.1093/jxb/eru109.

28-Koocheki, A., Nassiri-Mahallati, M., Azizi, G. 2008. Effect of drought, salinity, and defoliation on growth characteristics of some medicinal plants of Iran. Journal of Herbs, Spices & Medicinal Plants. 14: 37-53.

29-Ksouri, R., Megdiche, V., Debez, A., Falleh, H., Grignon, C., Abdelly, C. 2007. Salinity effects on polyphenol content and antioxidant activities in leaves of the halophyte Cakile maritime. Plant Physiology and Biochemistry. 45: 244-249.

30-Liang, X., Zhang, L., Natarajan, S.K., Becker, D.F. 2013. Proline Mechanisms of Stress Meloni, D.A., Gulotta, M.R., Martínez, C.A., Oliva, M.A. 2004. The effects of salt stress on growth, nitrate reduction and proline and glycinebetaine accumulation in Prosopis alba. Brazilian Journal of Plant Physiology. 16(1): 39-46.

31-Najafi, F., Khavari-Nejad, R.A., Ali, M.S. (2010). The effects of salt stress on certain physiological parameters in summer savory (Satureja hortensis L.) plants. Journal of Stress Physiology and Biochemistry. 6(1): 13-21.

32-Navarro, J.M., Flores, P., Garrido, C., Martinez, V. 2006. Changes in the contents of antioxidant compounds in pepper fruits at ripening stages, as affected by salinity. Food Chemistry. 96: 66-73.

33-Neffati, M., Marzouk, B. 2008. Changes in essential oil and fatty acid composition in coriander (Coriandrum sativum L.) leaves under saline conditions. Industrial Crops and Products. 28: 137-42.

34-Parvaiz, A., Satyawati, M. 2008. Salt stress and phyto-biochemical responses of plants- a review. Plant Soil and Environment. 54: 89-99.

35-Perveen, S., Shahbaz, M., Ashraf, M. 2010. Regulation in gas exchange and quantum yield of  photosystem II (PSII) in salt stressed and non-stressed wheat plants raised from seed treated with triacontanol. Pakistan Journal of Botany. 42: 3073-3081.

36-Pino JA, Bayat F, Marbot R, Aguero J. 2002. Essential oil of Chamomilla recutita (L.) Rausch. From Iran. Journal of Essential Oil Research. 14: 407–8.

37-Pirzad A, Alyari MR, Shaliba S, Zehtab-Salmasi, Moammadi A. 2006. Essential oil content and composition of German chamomile (Matricaria chamomilla L.) at different irrigation regimes. Journal Agronomy. 5: 451–5.

38-Rajakumar, R. 2013. A study on effect of salt stress in the seed germination and biochemical parameters of rice (Oryza sativa L.) under in vitro condition. Asian Journal of Plant Science and Research.  3(6): 20-25.

39-Reddy, M.P., Vora, A.B. 1986. Changes in pigment composition, hill reaction activity and saccharides metabolism in bajra (Pennisetum typhoides S&H) leaves under NaCl salinity. Photosynthica. 20:50–55.

40-Reiser, L., Fischer, R.L., 1993. The ovule and the embryo sac, Plant cell. 1291-1301. Sharma, P., Dubey, R.S. 2007. Involvement of oxidative stress and role of antioxidative defense system in growing rice seedlings exposed to toxic concentrations of aluminum. Plant Cell Reports. 26(11): 2027–2038.

41-Sharma, P., Jha, A.B., Dubey, R.S., Pessarakli, M. 2012. Reactive Oxygen Species, Oxidative Damage, and Antioxidative Defense Mechanism in Plants under Stressful Conditions. Journal of Botany. doi:10. 1155/2012/217037. Survival. Antioxid Redox Signal 20.19(9): 998–1011.

42Vickers, C.E., Gershenzon, J., Lerdau, M.T., Loreto, F. 2009. A unified mechanism of action  for volatile isoprenoids in plant abiotic stress. Nature Chemical Biology. 5: 283–291.