نوع مقاله: مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 عضو هییت علمی-دانشگاه آزاد اسلامی

2 دانشجو، دانشگاه آزاد اسلامی

چکیده

شمشاد خزری یا شمشاد جنگلی (Buxus hyrcana Pojark.) یک گونه‌ی زینتی درختی و درختچه‌ای است که در صنایع مختلف کاربرد دارد. رشد و نمو شمشاد خزری بسیار کند است، ریشه‌زایی سختی دارد و خطر انقراض، این گیاه را تهدید می‌کند. بنابراین، هدف از انجام این تحقیق، بررسی اثر غلظت‌های مختلف BAP و IBA (صفر، 5/0، 1، 5/1 و 2 میلی‌گرم در لیتر، از هر دو) روی ریزازدیادی در شرایط درون‌شیشه‌ای شمشاد خزری بود. آزمایش به‌صورت فاکتوریل در قالب طرح بلوک‌های کامل تصادفی در 4 تکرار انجام شد. نتایج تحقیق نشان داد که بیشترین تعداد شاخساره (200/6 در گیاهچه)، در ریزنمونه‌های سرشاخه‌ی تیمارشده با 1 میلی‌گرم در لیتر BAP همراه با 5/0 میلی‌گرم در لیتر IBA به‌دست آمد. ریزنمونه‌ها‌ی سرشاخه در محیط‌های کشت حاوی 1 میلی‌گرم در لیتر BAP بیشترین تعداد گره (100/4 در گیاهچه) و همراه با 5/1 میلی‌گرم در لیترIBA ، بیشترین تعداد برگ (با میانگین 566/6 عدد در گیاهچه) را تولید کردند. همچنین بیشترین تعداد ریشه (466/6 در گیاهچه)، در ریزنمونه‌های تیمارشده با 1 میلی‌گرم در لیتر BAP همراه با 5/1 میلی‌گرم در لیتر IBA اندازه‌گیری شد. گیاهچه‌ها جهت سازگاری به گلدان‌های حاوی پیت و پرلیت به نسبت 1 به 1 منتقل شدند. گلدان‌ها در یک گلخانه با دمای 26-24 درجه‌ی سانتی‌گراد و رطوبت نسبی 70 درصد با آبیاری دوره‌ای نگهداری شدند. حدود 90 درصد از گیاهچه‌ها سالم ماندند. این گیاهچه‌های سازگارشده، از نظر ریخت-شناسی شبیه پایه‌های مادری بودند.

کلیدواژه‌ها

موضوعات

عنوان مقاله [English]

Micropropagation of Buxus hyrcana Pojark., an ornamental species under danger of extinction

نویسنده [English]

  • Naser Negahdar 2

2 Student, Islamic Azad University

چکیده [English]

Box tree (Buxus hyrcana Pojark.), is an ornamental tree and shrub species that has application in various industries. Growth and development of box tree is very slow, its rooting is hard and is under danger of extinction. Thus, the purpose of this research was investigation of the effect of different concentrations of BAP and IBA (0, 0.5, 1, 1.5 and 2 mg l-1 form each two) on micropropagation of box tree. The experiment was carried out as factorial based on a randomized complete block design in four replications. Results of the present research showed that the largest number of shoots (6.200/plantlet) was obtained in apical buds expalnts treated with 1 mg/L BAP along with 0.5 mg/L IBA. Apical bud explants were produced the maximum node number (4.100/plantlet) in medium containing 1 mg/L BAP and the largest number of leaf (with average of 6.566/plantlet) along with 1.5 mg/L IBA. Also, the largest number of root (6.466/plantlet) was calculated in explants treated with 1 mg/L BAP plus 1.5 mg/L IBA. Plantlets were transferred to pots containing peat and perlite with ratio of 1:1 for acclimatization. The pots were kept in a greenhouse with temperature of 24-26ºC and relative humidity of 70% and periodic irrigation. Around 90% of those were healthy. These acclimatized plantlets were similar to mother plants.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Auxin
  • Cytokinin
  • Explant
  • Ornamental plants
  • In vitro culture

ریزازدیادی شمشاد خزری (Buxus hyrcana Pojark.)، یک گونه­ی زینتی در حال انقراض

بهزاد کاویانی* و ناصر نگهدار

ایران، رشت، دانشگاه آزاد اسلامی، واحد رشت، گروه باغبانی

تاریخ دریافت: 27/6/95               تاریخ پذیرش: 15/11/96

چکیده

شمشاد خزری یا شمشاد جنگلی (Buxus hyrcana Pojark.) یک گونه­ی زینتی درختی و درختچه­ای است که در صنایع مختلف کاربرد دارد. رشد و نمو شمشاد خزری بسیار کند است، ریشه­زایی سختی دارد و خطر انقراض، این گیاه را تهدید می­کند. بنابراین، هدف از انجام این تحقیق، بررسی اثر غلظت­های مختلف BAP و IBA (صفر، 5/0، 1، 5/1 و 2 میلی­گرم در لیتر، از هر دو) روی ریزازدیادی در شرایط درون­شیشه­ای شمشاد خزری بود. آزمایش به­صورت فاکتوریل در قالب طرح بلوک­های کامل تصادفی در 4 تکرار انجام شد. نتایج تحقیق نشان داد که بیشترین تعداد شاخساره (200/6 در گیاهچه)، در ریزنمونه­های سرشاخه­ی تیمارشده با 1 میلی­گرم در لیتر BAP همراه با 5/0 میلی­گرم در لیتر IBA به­دست آمد. ریزنمونه­ها­ی سرشاخه در محیط­های کشت حاوی 1 میلی­گرم در لیتر BAP بیشترین تعداد گره (100/4 در گیاهچه) و همراه با 5/1 میلی­گرم در لیترIBA ، بیشترین تعداد برگ (با میانگین 566/6 عدد در گیاهچه) را تولید کردند. همچنین بیشترین تعداد ریشه (466/6 در گیاهچه)، در ریزنمونه­های تیمارشده با 1 میلی­گرم در لیتر BAP همراه با 5/1 میلی­گرم در لیتر IBA اندازه­گیری شد. گیاهچه­ها جهت سازگاری به گلدان­های حاوی پیت و پرلیت به نسبت 1 به 1 منتقل شدند. گلدان­ها در یک گلخانه با دمای 26-24 درجه­ی سانتی­گراد و رطوبت نسبی 70 درصد با آبیاری دوره­ای نگهداری شدند. حدود 90 درصد از گیاهچه­ها سالم ماندند. این گیاهچه­های سازگارشده، از نظر ریخت­شناسی شبیه پایه­های مادری بودند.

واژه­های کلیدی: اکسین، سیتوکینین، ریزنمونه، گیاهان زینتی، کشت درون­شیشه­ای

* نویسنده مسئول، تلفن: 09111777482، پست الکترونیکی: b.kaviani@yahoo.com

مقدمه

 

شمشاد خزری یا شمشاد جنگلی (Buxus hyrcana Pojark. یا Buxus sempervirens auct non L.) یک جنس از حدود 70 گونه از خانواده­ی شمشاد یا کیش (Buxaceae)، یک گونه­ی زینتی درختی است که در صنایع مختلف کاربرد دارد. این گیاه بومی اروپا، شمال غربی آفریقا، آمریکای شمالی و مرکزی، آسیای شرقی، ماداگاسکار و مکزیک است (51). یک گونه با نام شمشاد در ایران وجود دارد که در جنگل­های کرانه­ی دریای مازندران رویش دارد. اغلب رویشگاه­های شمشاد از بین رفته­اند و در حال حاضر رویشگاه­های خالص و انبوه آن را تنها در پارک جنگلی سی­سنگان می­توان دید. رشد و نمو آن بسیار کند است ولی دوام و دیرزیستی آن نسبتا بالا است. از چوب سخت شمشاد خزری برای صنایع دستی و زینتی استفاده می­شود. این درخت بیشتر به­عنوان یک درخت تزئینی برای احداث پرچین استفاده می­شود (13). قلمه­ی شمشاد خزری، سخت­ریشه­زا است و ازدیاد آن به­کندی انجام می­گیرد.

ریزازدیادی، طی کشت بافت اجازه­ی باززایی تعداد زیادی

از گیاهان را از قطعه­ی کوچکی از گیاه مادری (ریزنمونه) در یک بازه­ی زمانی کوتاه و بدون محدودیت فصلی می­دهد. در زمینه­ی گیاهان زینتی، کشت بافت، تولید زیاد ارقام برتر را موجب شده است که خود قابلیت تجاری­سازی مواد گیاهی یک­شکل و سالم را به­دنبال دارد (65). این روش همچنین فرصتی را برای اصلاح گیاهی فراهم می­کند (50). ریزازدیادی گیاهان عاری از ویروس در شرایط درون­شیشه­ای، بهترین روش برای اطمینان از تولید گیاهان سالم است. در ریزازدیادی گیاهان، عوامل زیادی دخیل هستند که مهم­ترین آنها نوع و غلظت تنظیم­کننده­های رشد گیاهی است. ریزازدیادی با استفاده از ریزنمونه­های محورهای جنینی، بذرها و جوانه­های راسی و جانبی در مقایسه با سایر ریزنمونه­ها، به­دلیل پایداری ژنتیکی بیشتر، تنوع سوماکلونال کمتر و همچنین عدم نیاز به غلظت­های زیاد سیتوکینین­ها برای رشد جوانه­های جانبی، ساده­تر و قابل اعتمادتر است (36). بنابراین، استفاده از روش ریزازدیادی، یکی از راه­های دستیابی به تعداد زیادی گیاهچه­ی شمشاد خزری با ساختار ژنتیکی یکسان و کاهش هزینه­های تولید می­باشد و امکان تولید مداوم و سریع را در پی دارد.

با توجه به ازدیاد کند شمشاد خزری در شرایط طبیعی، این تحقیق به اصلاح ازدیاد این گیاه در شرایط درون­شیشه­ای اختصاص دارد. با توجه به اینکه تنظیم­کننده­های رشد گیاهی، رشد و نمو گیاهان را کنترل می­کنند و نقش موثری در ریزازدیادی در شرایط درون­شیشه­ای دارند، از برخی از این مواد در غلظت­های مختلف استفاده شد. نتایج پژوهش­های مختلف نشان داد که انواع تنظیم­کننده­های رشد گیاهی و غلظت­های مختلف آنها روی افزایش ریزازدیادی گیاهان زینتی نقش قابل­توجهی داشته است (36). سیتوکینین­ها معمولا در محیط­های کشت ریزازدیادی، برای تکثیر سرشاخه استفاده می­شوند (36). یافته­های زیادی نشان داد که افزایش اکسین­ها به محیط­های کشت، برای افزایش تعداد و طول ریشه­ها موثر است (36، 39، 41). ریشه­زایی، یک مرحله­ی بحرانی برای موفقیت ریزازدیادی است. بدون سیستم ریشه­ای کار­آمد، سازگاری گیاه دچار مشکل می­شود و مقدار تکثیر تحت تاثیر قرار می­گیرد. برخی مطالعات، تاثیر مثبت سیتوکینین­ها را روی ریشه­زایی نشان داده­اند (31). اگرچه در برخی مطالعات دیگر، سیتوکینین­ها نقش منفی روی ریشه­زایی شاخساره­ها داشته­اند (63). در مطالعه­ای روی کشت درون­شیشه­ای گل ارکید، اکسین رشد ریشه را تحریک کرد (37). بر اساس نظر Hartmann و همکاران (32)، اکسین­ها در غلظت­های پایین بیشتر برای ریشه­زایی و نه برای رشد مداوم استفاده می­شوند. مطالعه­ی Kaviani و همکاران (39) نشان داد که اکسین روی ریشه­زایی و طول شاخساره­ی گیاهی تاثیر مثبتی دارد. مطالعات بسیار زیاد دیگری نقش اکسین­ها در ریشه­زایی سرشاخه­های تولیدشده در شرایط درون­شیشه­ای را مثبت ارزیابی کردند (15، 16). از نقطه­نظر فیزیولوژیکی، نتایج به­دست­آمده در تحقیق Kaviani و همکاران (39) در ارتباط با نقش اکسین­ها و سیتوکینین­ها در شاخه­زایی و ریشه­زایی با نقش شناخته­شده­ی این تنظیم­کننده­های رشد گیاهی هماهنگی دارد.

خطر انقراض نسل، شمشاد خزری (Buxus hyrcana Pojark.) را تهدید می­کند. پراکنش اکولوژیکی آن نیز محدود است. برای جلوگیری از انقراض این گیاه زینتی، تکثیر سریع و زیاد آن ضروری به نظر می­رسد. تلاشی برای ریزازدیادی شمشاد خزری با استفاده از هورمون­های مختلف انجام نشده است. بنابراین، هدف از تحقیق حاضر بررسی اثر غلظت­های مختلف BAP و IBA روی ریزازدیادی شمشاد خزری با استفاده از ریزنمونه­ی سرشاخه در شرایط درون­شیشه­ای بود.

مواد و روشها

شرایط آزمایش: این تحقیق طی سال­های 1395-1393 در موسسه­ی تحقیقات بیوتکنولوژی و علوم کشاورزی هیرکان واقع در شهر آمل استان مازندران به مرحله­ی اجرا در آمد.

منبع ریزنمونه: گیاهان شمشاد خزری (Buxus hyrcana Pojark.) به­عنوان نمونه­های گیاهی از نهالستانی در شهرستان آمل خریداری شده و در گلخانه نگهداری شدند. دمای گلخانه، 26-24 درجه­ی سانتی­گراد، رطوبت نسبی آن 70 درصد و نور مورد نیاز طبیعی بود. قسمت انتهایی راس شاخه­ی گیاهان دو ساله، بریده شده و به­عنوان منبع ریزنمونه ضدعفونی شدند.

ضدعفونی نمونه­های گیاهی: ضدعفونی نمونه­ها با استفاده از اتانول، هیپوکلریت سدیم و کلرید جیوه انجام شد. در ابتدا، نمونه­های گیاهی به­مدت یک ساعت در زیر جریان روان آب شهری شسته شدند. بعد از این مدت، نمونه­ها به­مدت 5 دقیقه در اتانول 5 درصد قرار داده شدند و سپس در هیپوکلریت سدیم 20 درصد برای 10 دقیقه ضدعفونی شدند. در انتها نمونه­ها به­مدت 15 دقیقه در کلرید جیوه قرار داده شدند. در زیر هود، 5 تا 10 میلی­متری انتهای سرشاخه­ها­ی ضدعفونی­شده جدا شده و به­عنوان ریزنمونه مورد استفاده قرار گرفتند. تعداد 50 ظرف ارلن 200 میلی­لیتری انتخاب شده و در آنها تیمارهای هورمونی ریخته شد.

محیط کشت و تیمارها: ابتدا لازم است محیط کشت پایه تهیه شود. به ­این منظور، محیط کشت پایه­ی (49) Mureshige and Skoog (MS) آماده شد. سپس 100 میلی­لیتر از محیط کشت پایه­ی MS درون هر ارلن حاوی تیمارهای هورمونی ریخته شد. تیمارهای هورمونی، غلظت­های 0، 5/0، 1، 5/1 و 2 میلی­گرم در لیتر از هر دو­ی IBA و BAP (25 تیمار) بودند (جدول 1). این غلظت­های تنظیم­کننده­های رشد گیاهی بر اساس اصل آزمون و خطا انتخاب شدند. برای هر تیمار 4 تکرار در نظر گرفته، و هر تکرار شامل 4 مشاهده بود.pH  محیط کشت قبل از اتوکلاو، برابر با 8/5-6/5، آگار 8/0-7/0درصد و ساکارز 3 درصد بود. محیط­های کشت در اتوکلاو با دمای 121 درجه­ی سانتی­گراد و فشار یک اتمسفر به­مدت 30 دقیقه

ضدعفونی شدند.

شرایط نگهداری ریزنمونه­ها: محیط­های کشت حاوی ریزنمونه­ها در اتاق رشد تحت فتوپریود 16 ساعت روشنایی و 8 ساعت تاریکی، دمای 1 ± 24 درجه­ی سانتی­گراد، رطوبت نسبی 80-75 درصد و جریان تراکم فتون فتوسنتزی 50 میکرومول بر متر مربع بر ثانیه نگهداری گردیدند.

صفات اندازه­گیری­شده: پس از حدود 60 روز پارامترهایی مانند تعداد شاخساره، تعداد گره، تعداد برگ، طول ریشه، تعداد ریشه و درصد بقای گیاهچه اندازه­گیری شدند. اندازه­گیری صفات طولی اندام­ها با خط­کش انجام شد. تعداد اندام­ها با چشم غیرمسلح شمارش گردید.

شرایط سازگاری گیاهچه­ها: گیاهچه­های بالغ با آب مقطر استریل شسته شده و به گلدان­های پلاستیکی حاوی پیت و پرلیت به نسبت 1 به 1 منتقل گردیدند. گلدان­ها در یک گلخانه با دمای 26-24 درجه­ی سانتی­گراد و رطوبت نسبی 70 درصد با آبیاری دوره­ای نگهداری شدند تا سازگاری انجام شود.

طرح آماری و تجزیه­ی داده­ها: بررسی­ها در قالب آزمایش فاکتوریل با طرح پایه­ی بلوک­های کامل تصادفی (RCBD) در 4 تکرار انجام ­شدند. کرت­ها، ظروف پتری حاوی ریزنمونه­ها می­باشند. مشاهدات برای ثبت تغییرات و نتایج احتمالی هر 2 هفته یکبار انجام ­شدند.

نتایج

اثر تنظیم­کننده­های رشد گیاهی IBA و BAP روی صفات اندازه­گیری­شده

ارتفاع شاخساره: تفاوت­های ارتفاع شاخساره در ریزنمونه­های رشدیافته تحت غلظت­های مختلف تنظیم­کننده­های رشد گیاهی IBA و BAP معنی­دار بود (01/0p)(جدول 1). ارتفاع شاخساره در تیمارهای مختلف، حاصل از کاربرد غلظت­های مختلف BAP و IBA، تفاوت­هایی را نشان دادند. بیشترین ارتفاع شاخساره (300/7 سانتی­متر در گیاهچه) در شمشاد خزری در ریزنمونه­های تیمارشده با 1 میلی­گرم در لیتر BAP همراه با5/1 میلی­گرم در لیتر IBA به­دست آمد (جدول 2). کمترین ارتفاع شاخساره (300/2 سانتی­متر) در شمشاد خزری در ریزنمونه­های تیمارشده با 1 میلی­گرم در لیتر IBA بدون BAP به­دست آمد (جدول 2). ارتباط مستقیمی بین افزایش ارتفاع شاخساره و افزایش غلظت BAP و IBA وجود ندارد (جدول 2). در میان تمام غلظت­های BAP استفاده­شده، بیشینه و کمینه­ی ارتفاع شاخساره (به­ترتیب با 366/4 و 700/2 سانتی­متر) در گیاهچه­های تیمارشده با 1 میلی­گرم در لیتر و شاهد القا شد. از طرف دیگر، در میان تمام غلظت­های IBA به­کار گرفته شده بود، بیشینه و کمینه­ی ارتفاع شاخساره (به­ترتیب با 633/3 و 300/2 سانتی­متر در گیاهچه) در ریزنمونه­های تیمارشده با 5/1 و 1 میلی­گرم در لیتر القا شد (جدول 2). بنابراین استفاده از ترکیب مناسب این دو تنظیم­کننده­ی رشد گیاهی برای القای بیشترین طول شاخساره لازم است.

تعداد شاخساره: نتایج تجزیه­ی واریانس داده­ها (جدول 1) نشان داد که اثر متقابل IBA و BAP بر تعداد شاخساره در سطح احتمال 1 درصد (01/0p≤) معنی­دار بود. مقایسه­ی میانگین صفات نشان داد که بیشترین تعداد شاخساره (200/6 عدد در گیاه) در تیمار 1 میلی­گرم در لیتر BAP همراه با 5/0 میلی­گرم در لیتر IBA و کمترین تعداد شاخساره (633/2 عدد در گیاه) در تیمار 1 میلی­گرم در لیتر IBA (بدون BAP)، به­دست آمد (جدول 2، شکل 1). نتایج نشان داد که BAP نقش مهم­تری نسبت به IBA در افزایش تعداد شاخساره دارد، زیرا کمترین تعداد شاخساره در تیمار فاقد BAP مشاهده شد. با نگاهی به جدول 2 می­توان دریافت که گیاهچه­های با تعداد شاخساره­ی بیشتر (633/5 و 500/5 عدد در گیاه) تحت تیمار 1 میلی­گرم در لیتر BAP قرار داشتند. نتایج به­دست­آمده همچنین به­طور کامل نشان می­دهد که BAP زمانی بیشترین اثر را روی تحریک تولید شاخساره دارد که با غلظت مناسبی از IBA به­کار رود.

تعداد گره: مقایسه­ی میانگین صفات نشان داد که بیشترین تعداد گره (100/4 عدد در گیاه) در تیمار 1 میلی­گرم در لیتر BAP بدون IBA و کمترین تعداد گره (933/0 عدد در گیاه) در تیمار شاهد به­دست آمد (جدول 2). نتایج نشان داد که BAP نقش مهم­تری نسبت به IBA در افزایش تعداد گره دارد، زیرا یکی از کمترین تعداد گره (400/1) در تیمار فاقد BAP مشاهده شد. همچنین، بهترین تیمار برای افزایش تعداد گره، استفاده از BAP به­تنهایی بود. البته استفاده از بیشترین غلظت این هورمون نیز باعث تولید گره کم (466/1 عدد در هر گیاه) شد. با نگاهی به جدول 2 می­توان دریافت که گیاهچه­های با تعداد گره­ی بیشتر (233/3 و 133/3 عدد در گیاه) تحت تیمارهای مختلف BAP غیر از 2 میلی­گرم در لیتر قرار داشتند. استفاده از غلظت­های 5/0 و 1 میلی­گرم در لیتر IBA در کنار غلظت­های مختلف BAP غیر از 2 میلی­گرم در لیتر، نتایج مناسبی در ارتباط با تولید گره به­دنبال داشت (جدول 2). نتایج تجزیه­ی واریانس داده­ها (جدول 1) نشان داد که اثر متقابل IBA و BAP بر تعداد گره در سطح احتمال 5 درصد (05/0p≤) معنی­دار بود.

تعداد برگ: نتایج تجزیه­ی واریانس داده­ها (جدول 1) نشان داد که اثر متقابل IBA و BAP بر تعداد برگ در سطح احتمال 1 درصد (01/0p≤) معنی­دار بود. جدول مقایسه­ی میانگین صفات نشان می­دهد که بیشترین تعداد برگ (566/6 عدد در گیاه) در تیمار 1 میلی­گرم در لیتر BAP همراه با 5/1 میلی­گرم در لیتر IBA و کمترین تعداد آن (566/3 عدد در گیاه) در تیمار شاهد شمارش شد (جدول 2، شکل­های 2 و 3). نتایج نشان می­دهد که نقش BAP و IBA در تحریک تولید برگ تقریبا یکسان است. در ارتباط با نقش BAP در القای تولید برگ، باید اذعان داشت که بهترین غلظت این هورمون، 5/0 و 1 میلی­گرم در لیتر بود، درحالی­که، در بین تیمارهای مناسب، تمام غلظت­های IBA دیده می­شود (جدول 2). چنانچه به­دنبال بهترین غلظت IBA باشیم، به غلظت 5/1 میلی­گرم در لیتر خواهیم رسید، به­شرط اینکه به­همراه 2 میلی­گرم در لیتر BAP به­کار نرود. در بین تیمارهایی که کمترین نقش را در تولید برگ داشتند، BAP با غلظت­های صفر، 5/1 و 2 میلی­گرم در لیتر در کنار تمام غلظت­های IBA مشاهده می­شود.

طول ریشه: جدول 1 نشان می­دهد که اثر متقابل IBA و BAP بر طول ریشه در سطح احتمال 1 درصد (01/0p≤) معنی­دار است. جدول 2 نشان می­دهد که بیشترین طول ریشه (904/5 سانتی­متر در گیاه) مربوط به گیاهچه­های تیمارشده با 5/0 میلی­گرم در لیتر BAP همراه با 5/1 میلی­گرم در لیتر IBA است. از طرف دیگر، کمترین طول ریشه (133/2 سانتی­متر در گیاه) مربوط به گیاهچه­های تیمارشده با 2 میلی­گرم در لیتر BAP (بدون IBA) است (شکل 4). این یافته نقش انکارناپذیر IBA را در تحریک موثر رشد ریشه نشان می­دهد. هیچ ارتباط مستقیمی بین افزایش یا کاهش غلظت هر دو تنظیم­کننده­ی رشد در محیط کشت با افزایش یا کاهش رشد ریشه مشاهده نشد (جدول 2). نامناسب­ترین غلظت BAP برای القای رشد ریشه، 2 میلی­گرم در لیتر است. از طرف دیگر، مناسب­ترین غلظت IBA برای القای رشد ریشه، 5/1 میلی­گرم در لیتر است، زیرا در 2 تیمار از 3 تیمار برتر که بیشترین رشد ریشه را القا کردند، حضور دارد.

تعداد ریشه: نتایج تجزیه­ی واریانس داده­ها (جدول 1) نشان داد که اثر متقابل IBA و BAP بر تعداد ریشه معنی­دار نیست. جدول مقایسه­ی میانگین صفات نشان می­دهد که بیشترین تعداد ریشه (466/6 عدد در گیاه) در تیمار 1 میلی­گرم در لیتر BAP همراه با 5/1 میلی­گرم در لیتر IBA و کمترین تعداد آن (200/3 عدد در گیاه) در تیمار شاهد شمارش شد (جدول 2، شکل 5). نتایج نشان می­دهد که نقش IBA در تحریک تولید ریشه بارزتر از نقش BAP است، زیرا در یکی از تیمارهای برتر BAP وجود ندارد. مناسب­ترین غلظت IBA برای القای تولید ریشه، 5/1 میلی­گرم در لیتر است، زیرا در 50 درصد از تیمارهای برتر حضور دارد.

بقای گیاهچه: کاربرد غلظت­های مناسب تنظیم­کننده­های رشد گیاهی مورد استفاده در این تحقیق در محیط کشت، روی درصد بقای گیاهچه­ها موثر است. حضور هر دوی اکسین و سیتوکینین در این ارتباط، قابل­توجه است. بیشینه­ی بقای گیاهچه­ها (66/96 درصد) در محیط کشت غنی­شده با 5/0 میلی­گرم در لیتر BAP همراه با5/1 میلی­گرم در لیتر IBA مشاهده شد. بقای گیاهچه­ها در محیط­های کشت حاوی 2 میلی­گرم در لیتر BAP همراه با5/0 میلی­گرم در لیتر IBA (33/93 درصد) و 1 میلی­گرم در لیتر BAP همراه با 2 میلی­گرم در لیتر IBA (66/90 درصد) مناسب­تر از سایر محیط­ها بود (جدول 2).

 

جدول 1- تجزیه­ی واریانس اثر غلظت­های مختلف تنظیم­کننده­های رشد گیاهی BAP و IBA روی برخی صفات شمشاد خزری در شرایط درون شیشه­ای.

 

 

مقایسه میانگین

 

 

 

 

 

بقای گیاه­چه (درصد)

تعداد ریشه

طول ریشه

تعداد برگ

تعداد گره

تعداد شاخساره

ارتفاع شاخساره

درجه آزادی

منبع تغییرات

*600/199

ns509/1

**77/2

**647/1

*199/1

**937/1

**38/3

24

تیمار

660/82

035/1

856/0

665/0

671/0

766/0

436/0

50

خطا

53/11

85/18

35/25

56/17

23/38

00/20

45/17

 

ضریب تغییرات(درصد)

ns: غیرمعنی­دار، **: معنی­دار در سطح 1 درصد، *: معنی­دار در سطح 5 درصد

جدول 2- مقایسه میانگین اثر غلظت­های مختلف تنظیم­کننده­های رشد گیاهی  BAP و IBA روی برخی صفات شمشاد خزری در شرایط درون شیشه­ای.

 

 

مقایسه میانگین

 

 

 

 

بقای گیاه­چه (درصد)

تعداد ریشه

طول ریشه (سانتی­متر)

تعداد برگ

تعداد گره

تعداد شاخساره

ارتفاع شاخساره (سانتی­متر)

تیمارها

66/76c-f

200/3

233/3c-g

566/3f

933/0f

166/3e-g

700/2gh

B0I0

66/76c-f

733/4

800/2e-g

700/3f

500/2b-e

333/4b-f

633/2gh

B0I0.5

00/80b-e

933/5

566/4a-c

600/4c-f

933/1b-f

633/2f

300/2h

B0I1

66/86a-c

200/6

233/4b-e

133/5b-e

966/1b-f

300/4b-f

633/3defg

B0I1.5

00/80b-e

566/5

032/5ab

633/3f

400/1d-f

666/4b-e

966/2fgh

B0I2

00/80b-e

066/5

366/2fg

466/4c-f

000/3a-c

966/4a-d

233/4cde

B0.5I0

66/86a-c

033/6

660/4a-c

333/5a-d

166/2b-f

266/3e-g

633/5b

B0.5I0.5

33/83a-d

066/5

433/4a-c

800/4b-f

700/1c-f

133/4c-f

233/3efgh

B0.5I1

66/96a

300/6

904/5a

733/5a-c

066/2b-f

266/4b-f

133/4cde

B0.5I1.5

66/66ef

933/5

733/2e-g

166/5b-e

800/2a-d

333/4b-f

800/4bc

B0.5I2

33/63f

800/5

533/3b-g

966/4b-f

100/4a

600/4b-e

366/4cd

B1I0

00/70d-f

600/5

366/4b-d

800/5a-c

233/3ab

200/6a

166/3efgh

B1I0.5

33/73c-f

633/4

433/4a-c

866/4b-f

966/1b-f

066/4c-g

033/5bc

B1I1

66/86a-c

466/6

039/5ab

566/6a

500/2b-e

633/5ab

300/7a

B1I1.5

66/90ab

566/4

466/3c-g

100/4d-f

866/1b-f

500/5a-c

633/3defg

B1I2

33/73c-f

700/4

166/3c-g

700/3f

786/1e-f

400/4b-f

333/3defgh

B1.5I0

66/76c-f

133/6

866/2d-g

800/4b-f

300/2b-e

600/3d-g

000/4cdef

B1.5I0.5

00/80b-e

100/5

500/2fg

933/3ef

133/3ab

033/5a-d

400/3defg

B1.5I1

00/80b-f

033/5

700/3b-f

633/4c-f

066/2b-f

000/4d-g

566/3defg

B1.5I1.5

33/83a-d

833/4

833/3b-f

166/4d-f

633/2a-e

266/4b-f

966/2fgh

B1.5I2

66/76c-f

733/5

133/2g

466/4c-f

833/1b-f

866/4a-d

100/4cde

B2I0

33/93ab

333/4

866/2d-g

466/4c-f

433/2b-e

933/4a-d

200/3efgh

B2I0.5

66/86a-c

000/5

900/2d-g

700/4c-f

466/1d-f

066/4c-g

366/3defgh

B2I1

66/66ef

233/4

433/3c-g

733/3f

866/1b-f

966/4a-d

566/3defg

B2I1.5

00/70d-f

700/5

833/2e-g

500/4c-f

733/1c-f

800/3d-g

400/3defg

B2I2

در هر ستون میانگین­هایی که دارای حروف همسان هستند، در سطح احتمال 5 درصد آزمون چند دامنه­ای ال.اس.دی تفاوت معنی­داری ندارند.

 

 

 

 

 

شکل 1- اثر غلظت­های مختلف BAP و IBA روی تعداد شاخساره در گیاهچه­های شمشاد خزری (Buxus hyrcana Pojark.) رشدیافته در شرایط درون­شیشه­ای. 1) گیاهچه­های تیمارشده با 5/1 میلی­گرم در لیتر BAP همراه با 1 میلی­گرم در لیتر IBA، 2) گیاهچه­های تیمارشده با 1 میلی­گرم در لیتر BAP همراه با 5/0 میلی­گرم در لیتر IBA، 3) گیاهچه­های تیمارشده با 1 میلی­گرم در لیتر BAP همراه با 2 میلی­گرم در لیتر IBA، 4) گیاهچه­های تیمارشده با 1 میلی­گرم در لیتر BAP همراه با 5/1 میلی­گرم در لیتر IBA و 5) گیاهچه­های تیمارشده با 1 میلی­گرم در لیتر IBA بدون BAP.

 

 

شکل 2- اثر غلظت­های مختلف BAP و IBA روی تعداد برگ در گیاهچه­های شمشاد خزری (Buxus hyrcana Pojark.) رشدیافته در شرایط درون­شیشه­ای در مراحل اولیه­ی رشد. 1) ریزنمونه­ی شاهد و 2) ریزنمونه­ی تیمارشده با 2 میلی­گرم در لیتر BAP همراه با 2 میلی­گرم در لیتر IBA.

 

 

 

شکل 3- اثر غلظت­های مختلف BAP و IBA روی تعداد برگ در گیاهچه­های شمشاد خزری (Buxus hyrcana Pojark.) رشدیافته در شرایط درون­شیشه­ای. 1) گیاهچه­های شاهد، 2) گیاهچه­های تیمارشده با 1 میلی­گرم در لیتر BAP همراه با 5/1 میلی­گرم در لیتر IBA و 3) گیاهچه­های تیمارشده با 1 میلی­گرم در لیتر BAP همراه با 1 میلی­گرم در لیتر IBA.

 

 

 

5

 

 

شکل 4- اثر غلظت­های مختلف BAP و IBA روی تعداد ریشه در گیاهچه­های شمشاد خزری (Buxus hyrcana Pojark.) رشدیافته در شرایط درون­شیشه­ای. 1) گیاهچه­های تیمارشده با 1 میلی­گرم در لیتر BAP همراه با 5/0 میلی­گرم در لیتر IBA، 2) گیاهچه­های شاهد، 3) گیاهچه­های تیمارشده با 5/0 میلی­گرم در لیتر BAP همراه با 5/1 میلی­گرم در لیتر IBA، 4) گیاهچه­های تیمارشده با 5/1 میلی­گرم در لیتر BAP همراه با 5/0 میلی­گرم در لیتر IBA و 5) گیاهچه­های تیمارشده با 1 میلی­گرم در لیتر BAP همراه با 5/0 میلی­گرم در لیتر IBA.

 

 

شکل 5- اثر غلظت­های مختلف BAP و IBA روی طول ریشه در گیاهچه­های شمشاد خزری (Buxus hyrcana Pojark.) رشدیافته در شرایط درون­شیشه­ای. 1) گیاهچه­های شاهد و 2) گیاهچه­های تیمارشده با 5/0 میلی­گرم در لیتر BAP همراه با 5/1 میلی­گرم در لیتر IBA.

     

شکل 6- سازگاری گیاهچه­های شمشاد خزری (Buxus hyrcana Pojark.) انتقال یافته از شرایط درون­شیشه­ای به شرایط برون­شیشه­ای.

 

 

کمینه­ی بقای گیاهچه­ها (33/63 درصد) در محیط کشت غنی­شده با 1 میلی­گرم در لیتر BAP بدون IBA مشاهده شد. نتایج تجزیه­ی واریانس داده­ها (جدول 1) نشان­دهنده­ی وجود اثرات متقابل معنی­دار غلظت­های مختلف IBA و BAP بر درصد بقای گیاهچه­ها در سطح احتمال 5 درصد (05/0p≤) بود.

گیاهچه­ها جهت سازگاری به بستری از پیت و پرلیت به نسبت 1 به 1 منتقل شدند و حدود 90 درصد از گیاهچه­ها سالم ماندند (شکل 6).

بحث

شمشاد خزری (Buxus hyrcana Pojark.)یک گونه­ی جنگلی (زینتی درختی) در حال انقراض است. مطالعه روی ریزازدیادی شمشاد خزری بسیار اندک انجام شده است. اغلب مطالعات در سطح کشور و جهان روی پراکنش اکولوژیکی و تنوع ژنتیکی جمعیت­های مختلف آن تمرکز دارد. ازدیاد درختان توسط روش کشت بافت، در آینده با سرعتی متناسب با سرعت تخریب برای کشت و تجدید حیات دوباره­ی جنگل­ها مورد استفاده قرار گیرد. آنچه موجب برتری این روش نسبت به سایر روش­ها می­شود، سرعت ازدیاد و امکان کاربرد آن در مورد گیاهان بالغ مسن است (2).

انتخاب صحیح ریزنمونه، نقش موثری در موفقیت ریزازدیادی به­ویژه در مورد گیاهان درختی و درختچه­ای دارد. به نظر می­رسد بیشترین ریزنمونه­ی مورد استفاده در ریزازدیادی گیاهان درختی و درختچه­ای (خشبی و نیمه­خشبی)، سرشاخه (جوانه­ی راسی) است. استفاده از سرشاخه به­عنوان ریزنمونه، در مطالعه­ی بسیاری از محققان مشاهده شد. استفاده از سرشاخه، مرحله­ی برگشت تمایز و تمایز از نو را تا حد زیادی حذف می­کند و می­توان به­طور مستقیم و سریع به گیاهان تکثیرشده دست­یافت. همچنین آلودگی، به­ویژه آلودگی به ویروس بسیار کاهش خواهد یافت. جوانه، بالقوه توانایی تکثیر و تولید اندام­های جدید را دارد و به همین دلیل از ثبات ژنتیکی بالایی برخوردار است و کمترین تغییر ژنتیکی در ازدیاد به این روش دیده می­شود (2، 20). علاوه بر نوع ریزنمونه، سن و اندازه­ی ریزنمونه، عوامل مختلف ژنوتیپی و فیزیولوژیکی، شرایط رشدی گیاه مادری، ترکیب، مقدار و کیفیت ترکیبات موجود در محیط کشت به­ویژه تنظیم­کننده­های رشد گیاهی، نوع محیط کشت، شرایط محیطی و برخی عوامل دیگر در موفقیت ریزازدیادی نقش دارند.

تنظیم­کننده­های رشد گیاهی نقش مهمی در موفقیت شاخه­زایی و ریشه­زایی در شرایط کشت درون­شیشه­ای (ریزازدیادی) دارند. ریزازدیادی در تحقیق حاضر تحت تاثیر غلظت و نوع تنظیم­کننده­های رشد گیاهی مورد استفاده (IBAوBAP) قرار داشت. نقش انکارناپذیر سیتوکینین BAP در تحریک شاخه­زایی در مطالعه­ی حاضر نشان داده شد، به­طوری که بیشترین تعداد شاخساره در ریزنمونه­های تیمارشده با 1 میلی­گرم در لیتر BAP و کمترین آن در تیمار فاقد این هورمون مشاهده گردید. هورمون BAP یکی از قوی­ترین تنظیم­کننده­های رشد گیاهی سیتوکینینی است. گزارش­های زیادی وجود دارد که بیان می­کند، هیچ شاخه­زایی در محیط غنی­شده با اکسین و فاقد BAP انجام نمی­شود (2، 30، 40، 47). این یافته­ها با یافته­های ما کاملا مغایرت دارد، زیرا در محیط­های فاقد این هورمون نیز نوشاخه تشکیل شد. اگرچه برخی مطالعات، یافته­های مشابهی را گزارش کرده­اند (28). تفاوت گونه­ای، نوع ریزنمونه­ی مورد استفاده، پاسخ متفاوت سلول­ها به تنظیم­کننده­های رشد گیاهی و مقدار متفاوت سیتوکینین­های درون­زا در گیاهان مختلف، دو علت اصلی این تفاوت در اندام­زایی است (36، 42). تشکیل نوشاخه نشاندهنده­ی تشکیل بنیادی­های (پریموردیوم) جدید تحت تاثیر تنظیم­کننده­های رشد گیاهی در محیط کشت است. در حضور سیتوکینین­ها، نوشاخه­های محوری در شاخساره­ها تولید می­شوند. نقش سیتوکینین­ها از جمله BAP در شکستن تسلط انتهایی و تحریک رشد نوشاخه­ها است (34). نقش دیگر این هورمون، تخصیص بیشتر مواد غذایی در دسترس گیاه برای تولید شاخه­های بیشتر می­باشد.

با نگاهی به نتایج به­دست­آمده در ارتباط با تعداد شاخساره، تعداد گره و تعداد برگ تولیدشده­ی شمشاد خزری در شرایط درون­شیشه­ای می­توان دریافت که استفاده از غلظت مناسب هورمون­ اکسینی استفاده­شده در این تحقیق (IBA) در ترکیب با هورمون سیتوکینینی استفاده­شده (BAP)، موجب القای بیشترین تعداد شاخساره و بیشترین تعداد برگ شد. نتایج مشابهی در جاتروفا (Jatropha curcas) به­دست آمد، به­طوری­که بیشترین میزان شاخه­زایی در محیط کشت غنی­شده با 3 میلی­گرم در لیتر BA در ترکیب با 1/0 میلی­گرم در لیتر IBA مشاهده شد (6). در همین ارتباط، Bonga و Aderkas (20) و شهرزاد و امام (11) نیز نتیجه گرفتند که تیمار سیتوکینین به­همراه غلظت­های ضعیف اکسین بر ایجاد شاخه­های نابجا به­ویژه در آغاز شاخه­زایی موثر بوده است. این نتیجه در کار محققان دیگر نیز نشان داده شد (23، 54، 60). مطالعه روی چند گونه­ی درختی نشان داد که حضور غلظت پایین IBA به­همراه BAP در رشد و تکثیر جوانه­های جانبی مناسب است (8، 12، 23، 54). ترکیب بهینه­ی تنظیم­کننده­های رشد گیاهی برای القای بیشینه­ی تعداد سرشاخه، تعداد گره و تعداد ریشه در اقاقیا (Robinia pseudoacasia L.) در شرایط درون­شیشه­ای، 1 میلی­گرم در لیترNAA  و 1 میلی­گرم در لیتر BA بود (14). نتایج مطالعه­ی Pasqual  و Ferreira (52) روی ریزازدیادی Ficus carica L. (یک گیاه چوبی)، تعداد زیادی از شاخه­ها و رشد مناسب ریشه­ها و قسمت­های هوایی را در محیط کشت غنی­شده با 1 میلی­گرم در لیتر BA و 1 میلی­گرم در لیتر NAA نشان داد. مطالعات مختلف، موثربودن سیتوکینین­ها را برای القای شاخه­زایی نشان دادند (36، 42). در انتخاب غلظت تنظیم­کننده­های رشد گیاهی باید به ویژگی گونه­ای، نوع ریزنمونه­ی مورد استفاده و غلظت درون­زای این تنظیم­کننده­ها توجه شود. در مطالعه­ی حاضر، غلظت بالای BAP برای القای شاخساره، برگ و گره مناسب نبود. Heloir و همکاران (33) نشان دادند که IBA اکسین مناسب­تری برای ریشه­زایی درون­شیشه­ای انگور (Vitis vinifera) (یک گیاه چوبی) نسبت به NAA است. در مطالعه­ای روی Pyrus syrica (یک گیاه چوبی)، تکثیر موفق شاخه در محیط کشت MS حاوی 5/1 تا 2 میلی­گرم در لیتر BA نشان داده شد (58). استفاده از BA و NAA (به­ویژه در غلظت 1 میلی­گرم در لیتر) برای ریزازدیادی موفق چند گیاه چوبی توسط برخی از محققان پیشنهاد شده است (21، 28، 61). با توجه به نتایج Bejoy و همکاران (19)، حضور یک سیتوکینین مانند BAP برای باززایی شاخساره بسیار موثر است. استفاده از BAP با غلظت 1/0 میلی­گرم در لیتر، سبب گسترش همه جوانه­ها شد. بهترین نتیجه با 3/0 میلی­گرم در لیتر BAP با 7/6 شاخساره به­دست آمد. غلظت بالای 3 میلی­گرم در لیتر BAP نوعی بازدارندگی در جوانه­زنی و شاخه­زایی گیاه قره­قاط (Ribes khorasanicum) ایجاد کرد (9). به نظر می­رسد یکی از دلایل اصلی این بازدارندگی، حضور غلظت مناسبی از تنظیم­کننده­های رشد گیاهی درون­زا در این گونه­ها است که با افزودن مقادیر زیاد این تنظیم­کننده­ها به­صورت برون­زا، اثر منفی را به دنبال خواهند داشت (36). استفاده از سایر هورمون­های اکسینی و سیتوکینینی برای شاخه­زایی در شرایط درون­شیشه­ای درختان و درختچه­ها در مطالعه­ی بسیاری از محققان مشاهده شد (17، 36). تولید شاخساره­ی بیشتر، از این نظر حائز اهمیت است که در مرحله­ی پرآوری یا واکشت نمونه­های گیاهی، این شاخه­های جانبی را می­توان جدا کرد و هر یک را به­­عنوان یک نمونه­ی مستقل،­ در محیط کشت قرار داد.

ترکیب غلظت­های مناسب IBA با BAP، سطح متعادل هورمونی را برای شاخه­زایی و ریشه­زایی در کشت شمشاد خزری ایجاد کرد. نسبت مناسب ترکیب هورمونی اکسین و سیتوکینین در محیط کشت برای القای تقسیم سلولی، تمایز سلولی، اندام­زایی و در نهایت برای دستیابی به گیاه کامل موثر است (2). نتایج مشابهی توسط بسیاری از محققان که روی ریزازدیادی گیاهان درختی و درختچه­ای مطالعه کرده­اند، گزارش شده است (7، 8، 24، 48). مطالعه­ی صفرنژاد (7) روی عناب (Ziziphus jujuba) نشان داد که در بین 6 نوع هورمون اکسینی و سیتوکینینی، استفاده از 2 میلی­گرم در لیتر BAP در ترکیب با 01/0 میلی­گرم در لیتر IBA، بالاترین میزان باززایی را باعث شد.مطالعه­ی Dai و همکاران (24) روی عناب مشخص کرد که غلظت بالای BA همراه با غلظت پایین IBA بیشترین تولید شاخساره را باعث شد. نتیجه­ی مشابه، با غلظت پایین هر دوی این هورمون­ها (به­ترتیب، 5/0 و 01/0 میلی­گرم در لیتر) در شاخه­زایی صنوبر (Populus spp.) و دم­گاوی (Smirnovia turkestana Bunge) گزارش شد (11، 18). در طی تحقیقی، Kamali و همکاران (38) شاخه­زایی بهینه­ی بادام را در محیط کشت غنی­شده با غلظت 1 میلی­گرم در لیتر BA در ترکیب با 01/0 میلی­گرم در لیتر IBA به­دست آوردند. ازدیاد مطلوب نوعی اوکالیپتوس (Eucalyptus occidentalis) در محیط کشت حاوی 5/0 میلی­گرم در لیتر BAP در ترکیب با 01/0 میلی­گرم در لیتر IBA، به­دست آمد (1). امام و همکاران (4، 5) غلظت 5/0 میلی­گرم در لیتر BA در ترکیب با 01/0 و 1/0 میلی­گرم در لیتر IBA را برای شاخه­زایی درخت تیس (Sorbus aucuparia) و بادام کوهی (Amygdalus scoparia) مناسب تشخیص دادند. بررسی روی گیاه تا (Celtis caucasica Willd.) آشکار کرد که محیط کشت حاوی 5/0 میلی­گرم در لیتر BAP در ترکیب با 5/0 میلی­گرم در لیتر 2-ip، برای استقرار و شاخه­زایی مناسب است (8). مطالعه روی گز از برتری غلظت­های ترکیبی 5 میلی­گرم در لیتر BAP و 1/0 میلی­گرم در لیتر NAA، حکایت داشت (48). مطالعه­ روی بلوط بلندمازو (Quercus castaneifolia) نشان داد که BAP به­عنوان هورمون منفرد، شاخه­زایی را بیشتر از ترکیب آن با سایر هورمون­ها تحریک کرد (64). برخی مطالعات دیگر اثر مثبت اکسین را روی شاخه­زایی قره­قاط نشان ندادند (56).

نوع و غلظت بهینه­ی تنظیم­کننده­های رشد گیاهی در محیط کشت، برای ریزازدیادی مناسب در گونه­های مختلف محیطی متفاوت است. از دلایل مهم این تفاوت می­توان به تفاوت ژنتیکی (نوع گونه)، تفاوت در میزان تولید درون­زای این ترکیبات و اثر متقابل آنها با یکدیگر اشاره کرد. به­عنوان مثال، درحالی­که مطالعه­ی ما، غلظت پایین (1 میلی­گرم در لیتر) BAP را برای شاخه­زایی بهترین می­داند، احمدلو و همکاران (2) غلظت بالای این هورمون (8 میلی­گرم در لیتر) را بهترین غلظت برای شاخه­زایی زالزالک (Crataegus pseudoheterophylla Pojark.) معرفی کردند.مشابه یافته­های ما، مطالعه روی تعدادی از جمعیت­های گز روغنی (Moringa peregrina) نشان داد که بیشترین درصد شاخه­زایی در محیط کشت حاوی 5/0 و 1 میلی­گرم در لیتر BAP به­دست آمد (3، 35). نتایج مشابه (9، 10، 17، 25) و متفاوت (30، 43) از نظر غلظت مورد استفاده­ی سیتوکینین­ها در محیط پرآوری شاخه­ی گونه­های درختی و درختچه­ای گزارش شده است. گزارش­های زیادی وجود دارد که نشان می­دهد در بین سیتوکینین­های مختلف، BAP نقش موثرتری در شاخه­زایی گونه­های درختی و درختچه­ای دارد (1، 2، 8، 9، 10، 12، 46، 53، 62).

ریشه­زایی مناسب، بقای مناسب گیاهچه­های حاصل از رشد ریزنمونه­های کشت­شده در شرایط درون­شیشه­ای و گیاهان سازگارشده را به­دنبال دارد. با نگاهی به نتایج به­دست­آمده در این تحقیق می­توان دریافت که ریزنمونه­های کشت­شده در محیط­های فاقد هورمون اکسین کمترین ریشه­زایی را داشتند. البته استفاده از غلظت­های بالای این هورمون­ها در محیط کشت نیز برای ریشه­زایی توصیه نمی­شود. بیشترین ریشه­زایی، در محیط­های حاوی هر دوی IBAو BAP به­دست آمد. مشابه با تحقیق حاضر، یافته­ها روی بلوط مشخص کرد که استفاده از 3/0 میلی­گرم در لیتر IBA به­تنهایی و یا همراه با 1/0 میلی­گرم در لیتر NAA موثرترین تیمار روی رشد طولی ریشه­های اصلی و فرعی بود (10). در بسیاری از مطالعات، فقط از هورمون­های اکسینی بدون ترکیب با هورمون­های سیتوکینینی به­عنوان محرک­های مناسب­تر ریشه­زایی نام برده شده است (8، 9، 17، 26، 27، 59). نتایج دیگر نشان داد که در حضور سیتوکینین­ها ریشه­زایی کاهش یافت (9). در همین راستا Mahdavian و همکاران (44) بیان کردند که یکی از اثرات سیتوکینین­ها ممانعت کامل یا کاهش ریشه­زایی است. مهم­ترین علت این تفاوت را باید در تفاوت گونه­ای و تفاوت در مقدار تنظیم­کننده­های رشد گیاهی درون­زا به­ویژه اکسین­ها و سیتوکینین­ها در گونه­های مختلف گیاهی جستجو کرد. به­عنوان مثال، مطالعه روی ریزازدیادی عناب نشان داد که 5 میلی­گرم در لیتر IBA بهترین تیمار برای ریشه­زایی است (7). ریشه­زایی مطلوب اوکالیپتوس در محیط کشت حاوی 2 و 1 میلی­گرم در لیتر IBA، به­دست آمد (1، 57). در جاتروفا (Jatropha curcas)، تیس، بادام کوهی، اکالیپتوس و زالزالک (Crataegus sp.)، بیشترین میزان ریشه­زایی در محیط کشت غنی­شده با 1 میلی­گرم در لیتر IBA مشاهده شد (4، 5، 6، 12، 17). همچنین بیشترین میزان ریشه­زایی در محیط کشت غنی­شده با 5/0 یا 2 میلی­گرم در لیتر IBA مشاهده شد (9). مطالعه روی Mucuna pruriens نشان از برتری ریشه­زایی در محیط کشت حاوی 4/0 میلی­گرم در لیتر دارد (29). در مطالعات مختلف دیگر نیز نقش برتر IBA نسبت به سایر اکسین­ها برای تحریک تشکیل ریشه مشخص گردید (45، 55، 59).

دو هورمون IBAوNAAمتداول­ترین اکسین­های مورد استفاده در ریشه­زایی هستند (1، 2، 6، 7، 57). به عقیده­ی Bunn و همکاران (22)، موثرترین هورمون­های اکسینی بر ریشه­زایی اکالیپتوس، IBA و NAA و یا ترکیبی از این دو هورمون است. غلظت مناسب هورمون، وابسته به گونه­ی مورد نظر است.

مطالعه­ی حاضر نشان داد که ارتباط مستقیمی بین ریشه­زایی مناسب و بقای خوب گیاهچه­های سازگارشده وجود دارد، به­طوری که در اغلب موارد بالاترین درصد بقای گیاهان در تیمارهایی مشاهده شد که بیشترین ریشه­زایی را تحریک کردند.

نتیجه­ گیری کلی

ریزازدیادی یک روش بسیار مهم برای ازدیاد گیاهان در شرایط درون­شیشه­ای به­ویژه گیاهانی است که در شرایط طبیعی به­سختی تکثیر می­شوند. یکی از اهداف ریزازدیادی، تکثیر گونه­های مهم گیاهی است که خطر انقراض، نسل آنها را تهدید می­کند. شمشاد خزری در شرایط برون­شیشه­ای به­سختی تکثیر می­شود. در پژوهش حاضر بیشترین تعداد شاخساره، در ریزنمونه­های تیمارشده با 1 میلی­گرم در لیتر BAP همراه با 5/0 میلی­گرم در لیتر IBA به­دست آمد. همچنین بیشترین تعداد ریشه در ریزنمونه­های تیمارشده با 1 میلی­گرم در لیتر BAP همراه با 5/1 میلی­گرم در لیتر IBA اندازه­گیری شد. بیشترین ارتفاع شاخساره، در ریزنمونه­های تیمارشده با 1 میلی­گرم در لیتر BAP همراه با5/1 میلی­گرم در لیتر IBA به­دست آمد. بیشترین طول ریشه مربوط به گیاهچه­های تیمارشده با 5/0 میلی­گرم در لیتر BAP همراه با 5/1 میلی­گرم در لیتر IBA بود.

1- آبروش، ز.، عصاره، م.ح.، امام، م. و مرید، ع. (1394). بررسی تاثیر محیط کشت و تنظیم­کننده­های رشد بر ریزازدیادی گونه Eucalyptus occidentalis.تحقیقات ژنتیک و اصلاح گیاهان مرتعی و جنگلی ایران. 23 (2): 202-192.  

2- احمدلو، ف.، طبری کوچکسرایی، م.، آزادی، پ.، حمیدی، آ. و بیرامی­زاده، ا. (1394). اثر تنظیم­کننده­های رشد گیاهی بر اندام­زایی گونه زالزالک ایروانی (Crataegus pseudoheterophylla Pojark.) در کشت درون­شیشه­ای. تولید و فرآوری محصولات زراعی و باغی. 5 (17): 94-85.

3- اسدی کرم، ف.، میرزایی ندوشن، ح.، امام، م.، بخشی خانیکی، غ.ر. و سردابی، ف. (1392). بررسی شاخه­زایی در تعدادی از جمعیت­های گز روغنی (Moringa peregrina). تحقیقات ژنتیک و اصلاح گیاهان مرتعی و جنگلی ایران. 21 (2): 182-174.

4- امام، م.، قمری زارع، ع.، اسپهبدی، ک.، نراقی، ط.س. و شهرزاد، ش. (1390). ریزازدیادی درخت جنگلی تیس (Sorbus aucuparia) از طریق کشت ریزنمونه جوانه گیاه بالغ. تحقیقات ژنتیک و اصلاح گیاهان مرتعی و جنگلی ایران. 19 (2): 273-263.

5- امام، م.، قمری زارع، ع.، اسدی کرم، ف.، لوکی اناری، ک. (1392). ریزازدیادی بادام کوهی (Amygdalus scoparia) از طریق کشت جوانه و جنین. تحقیقات ژنتیک و اصلاح گیاهان مرتعی و جنگلی ایران. 21 (1): 86-78.

6- امام، م.، میرجانی، ل.، نراقی، ط.س. و کنشلو، ه. (1394). اثر محیط کشت، ژنوتیپ و تنظیم­کننده­های رشد گیاهی بر ریزازدیادی گیاه جاتروفا (Jatropha curcas L.). تحقیقات ژنتیک و اصلاح گیاهان مرتعی و جنگلی ایران. 23 (2): 191-182.

7- صفرنژاد، ع. (1394). اثرات تنظیم­کننده­های رشد بر باززایی درون­شیشه­ای گیاه عناب (Ziziphus jujuba). تحقیقات ژنتیک و اصلاح گیاهان مرتعی و جنگلی ایران. 23 (1): 48-40.

8- دادور، ف.، رستمی شاهراجی، ت.، عصاره، م.ح.، امام، م. و شیروانی، ا. (1392). بررسی اثر غلظت­های مختلف تنظیم­کننده­های رشد گیاهی در ریزازدیادی درخت تا (Celtis caucasica Willd.). تحقیقات ژنتیک و اصلاح گیاهان مرتعی و جنگلی ایران. 21 (1): 23-13.

9- درودی، ه.، اکبری­نیا، م.، صفرنژاد، ع.، حسینی، س.م. و حاجیان شهری، م. (1394). ریزازدیادی گونه قره­قات (Ribes khorasanicum) از طریق کشت بافت. تحقیقات ژنتیک و اصلاح گیاهان مرتعی و جنگلی ایران. 23 (1): 76-65.

10- زمانی، س.م.، امام، م.، محمدی گل­تپه، ا.، صفایی، ن.، قمری زارع، ع. و فارسی، م.ج. (1391). تکثیر آزمایشگاهی بلوط بلندمازو (Quercus castaneifolia). تحقیقات ژنتیک و اصلاح گیاهان مرتعی و جنگلی ایران. 20 (2): 252-240.

11- شهرزاد، ش. و امام، م. (1390). تکثیر غیرجنسی دورگ­های دوجانبه پده و کبوده به روش کشت بافت. تحقیقات ژنتیک و اصلاح گیاهان مرتعی و جنگلی ایران. 19 (2): 336-327.

12- صداقتی، م.، امام، م.، قمری زارع، ع.، عصاره، م.ح. و کیارستمی، خ. (1393). بررسی دو روش ریزازدیادی مرسوم و فتواتوتروفیک در گونه Eucalyptus maculata. تحقیقات ژنتیک و اصلاح گیاهان مرتعی و جنگلی ایران. 22 (2): 224-211.

13- قهرمان، ا. (1372). کورموفیت­های ایران (سیستماتیک گیاهی). انتشارات مرکز نشر دانشگاهی. تهران. ایران. 842 صفحه.

14- کاویانی، ب.، نگهدار، ن. و هاشم­آبادی، د. (1395). بهبود ریزازدیادی و ازدیاد اقاقیا (Robinia pseudoacasia L.) با استفاده از تنظیم­کننده­های رشد گیاهی و عصاره­ی جلبک قهوه­ای آسکوفیلوم (Ascophyllum nodosum). تولید و فرآوری محصولات زراعی و باغی. 6 (21): 79-61.

15- کاویانی، ب. و غفاری ایسی­زاد، س. (1394). اثر غلظت­های مختلف نفتالن استیک اسید و کینتین روی ریزازدیادی گیاه زینتی لیسیانتوس (Eustoma grandiflorum). مجله پژوهش­های گیاهی (مجله زیست­شناسی ایران). 28 (5): 1096-1088.  

16- مرادی­پور، ا.، حسینی، ب. و پیرزاد، ع.ر. (1395). اثر تنظیم­کننده­های رشد گیاهی بر باززایی مستقیم ریزنمونه­ نوک شاخه در چهار ژنوتیپ از گیاه بابونه آلمانی (Matricaria chamomilla L.). مجله پژوهش­های گیاهی (مجله زیست­شناسی ایران). 30 (2): 375-364.  

17- مقیمی، ز. و صفرنژاد، ع. (1393). بررسی ریزازدیادی و میزان فلاونوئید زالزالک (Crataegus sp.) از طریق کشت بافت. تحقیقات ژنتیک و اصلاح گیاهان مرتعی و جنگلی ایران. 22 (2): 191-181.

18- ناصر، ش.، قمری زارع، ع.، شهرزاد، ش. و بخشی خانیکی، غ. (1389). ریزازدیادی گیاه دم­گاوی (Smirnovia turkestana Bunge). تحقیقات ژنتیک و اصلاح گیاهان مرتعی و جنگلی ایران. 18 (1): 82-74.  

 

19- Bejoy M., Sumitha V.R. and Anish N.P. (2008). Foliar regeneration in Anthurium andraeanum Hort.cv. Agnihorti. Biotechnolohy,7 (1): 134-138.

20- Bonga J.M. and Aderkas P.V. (1992). In Vitro Culture of Trees. Kluwer Academic Publishers, Dordrecht, Netherlands.

21- Brum G.R. (2001). Micropropagação da figueira (Ficus carica L.) ‘Roxo de Valinhos’ Dissertação (Mestrado em Fitotecnia)-Universidade Federal de Lavras, Lavras, MG, p. 41.

22- Bunn E., Senaratna T., Sivastihamparam K. and Dixon K. (2005). In vitro propagation of Eucalyptus phylacis L. Jhnson and K. Hill., A critically endangered relict from Western Australia. In vitro Cellullar and Development of Biology Plant, 41: 812-815.

23- Chalupa V. (1987). Effect of benzyl amino purine and thydiazuron on in vitro shoot proliferation of Tilia cordata Mill., Sorbus aucuparia L. and Robinia pseudoacaciae L. Biology Plantarum, 29: 425-429.

24- Dai L., Zhao J. and Liu M.J. (2006). Tissue culture of Chines jujube using different explants. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 72: 261-265.

25- Dai H., Zhany Z. and Xiuwu G. (2007). Adventitious bud regeneration from leaf and cotyledon explants of Chinese hawthorn (Crataegus pinnatifida Bge. var. major N.E. Br.). In vitro Cellular and Development of Biology and Morphogenesis, 43: 2-8.

26- Dalal N.V. and Rai V.R. (2004). In vitro propagation of Oroxylum indicum Vent. A medicinally important forest tree. Journal of Research, 9: 61-65.

27- Datta M.M., Mukherjee P., Ghosh B. and Jha T.B. (2007). In vitro clonal propagation of biodiesel plant. Current Science, 93: 1438.

28- Ďurkovič J. (2008). Micropropagation of mature Cornus mas ‘Macrocarpa’.Trees,22: 597-602.

29- Faisal M., Siddique I. and Anis M. (2006). An efficient plant regeneration system for Mucuna pruriens L. (DC.) using cotyledonary node explants. In vitro Cellullar and Development of Biology Plant, 42: 59-64.

30- Gökbunar L. (2007). In vitro micropropagation of howthorn (Crataegus sp.), MSc. Thesis, Kahramanmaras Sutcu Imam University. Kahramanmaras, Turkey.

31- Gomes F., Simões M., Lopes M.L. and Canhoto M. (2010). Effect of plant growth regulators and genotype on the micropropagation of adult trees of Arbutus unedo L. (strawberry tree). New Biotechnology, 27 (6): 882-892.

32- Hartmann H.T., Kester D.E., Davis F.T. and Genere R.L. (1997). Plant Propagation: Principles and Practices. (6th ed.). Prentice Hall International INC, USA, pp: 40-46.

33- Heloir M.C., Fournioux J.C., Oziol L. and Bessis R. (1997). An improved procedure for the propagation in vitro of grapevine (Vitis vinifera cv. Pinot noir) using axillary bud microcuttings. Plant Cell, Tissue and Organ Culture,49: 223-225.

34- Iapichino G. and Airò M. (2009). Multiplication of Crataegus monogyna by in vitro culture of nodal segments, ISHS Acta Horticulturae 812. In:Proceeding of III International Symposium on Acclimatization and Establishment of Micropropagated Plants. Bávaro, Punta Cana (Dominican Republic), pp. 135-140.

35- Islam S., Akthar Jahan M.A. and Khatun R. (2005). In Vitro regeneration and multiplication of yearround fruit bearing Moringa oleifera L. Journal of Biological Science, 5: 145-148.

36- Jain S.M. and Ochatt S.J. (2010). Protocols for in vitro propagation of ornamental plants. Springer Protocols, Humana Press.

37- Kalimuthu K., Senthilkumar R. and Vijayakumar S. (2007). In vitro micropropagation of orchid, Oncidium sp. (Dancing Dolls). African Journal of Biotechnology, 6 (10): 1171-1174.

38- Kamali K., Majidi E. and Zarghami R. (2001). Identification of optimum medium and growth factors for micropropagation of asexual stands GF677. Journal of Seed and Seedling, 17: 234-243.

39- Kaviani B., Ahmadi Hesar A. and Kharabian Masouleh A. (2011). In vitro propagation of Matthiola incana (Brassicaceae)-an ornamental plant. Plant Omics Journal, 4: 435-440.

40- Leblay C., Chevreau E. and Raboin L.M. (1990). Adventitious shoot regeneration from in vitro leaves of several pear cultivars (Pyrus communis L.). Plant Cell Tissue and Organ Culture, 25: 99–105.

41- Lee-Epinosa H.E., Murguia-Gonzalez J., Garcia-Rosas B., Cordova-Contreras A.L. and Laguna C. (2008). In vitro clonal propagation of vanilla (Vanilla planifolia Andrews). HortScience, 43: 454-458.

42- Lu M. (2005). Micropropagation of Vitis thunbergii Sieb.et Zucc., a medicinal herb, through high-frequency shoot tip culture. Scientia Horticulturae., 107: 64-69.

43- Maharik N., Elgengaihi S. and Taha H. (2009). In vitro mass propagation of the endangered sinai howthorn Crataegus sinaica Boiss. International Journal of Academic Research,1 (1): 24-29.

44- Mahdavian M., Bouzari N. and Abdollahi H. (2010). Effects of culture media and growth regulators on proliferation and rooting of a vegetative mahlab rootstock (SL-64). Seed and Plant, 26-1: 15-26.

45- Manjari M., Priyanka M., Biswajit G. and Timir B. (2007). In vitro clonal propagation of biodiesel plant (Jatropha curcas L.). Res. Commun. Current Science, Vol. 1.

46- McComb J.A., Bennet I.J. and Tonkin C. (1996). In vitro propagation of Eucalyptus species. In: Taji, A.M. and Williams, R.P., (Eds), Tissue Culture of Australian Plants. University of New England, Armidale, p: 112-156.

47- Miguel C.M., Druart P. and Oliveira M.M. (1996). Shoot regeneration from adventitious buds induced on juvenile and adult almond (Prunus dulcis Mill.) explants. In vitro Cellullar and Development of Biology Plant, 32: 148–153.

48- Mohan V., Purohit M. and Srivastava P.S. (1995). In Vitro micropropagation of Moringa pterygosperma. Phytomorphology, 45: 253-261.

49- Murashige T. and Skoog F. (1962). A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures. Physiology Plant, 15: 473-479.

50- Nhut D.T., Duy N., Vy N.N.H., Khue C.D., Khiem D.V. and Vinh D.N. (2006). Impact of Anthurium spp. genotype on callus induction derived from leaf explants, shoot and root regeneration capacity from callus. Journal of Applied Horticulture, 8 (2): 135-137.

51- Orhan I.E., Sinem A.E., Fatma S.S., Murat K.B.S. (2012). Exploration of cholinesterase and tyrosinase inhibitory, antiprotozoal and antioxidant effects of Buxus sempervirens L. (boxwood). Industrial Crops Production, 40: 116–121.

52- Pasqual M. and Ferreira E.A. (2007). Micropropagation of fig tree (Ficus carica L.), in: Jain, S.M., Häggman, H. (Eds.), Protocols for Micropropagation of Woody Trees and Fruits, 409-416.

53- Pati P.K., Rath M.S., Sood A. and Ahuja P.S. (2005). In vitro propagation of rose—a review. Biotechnology Advance, 95-111.

54- Puddephat I.J., Alderson P.G. and Wright N.A. (1999). In vitro root induction in axillary microshoots of Quercus robur L. Annual Applied Biology, 134: 233-239.

55- Rathore J.S., Rathore M.S., Singh M., Singh R. and Pyshekhawat N.S. (2007). Micropropagation of mature tree of Citrus limon. Indian Journal of Biotechnology, 6: 239-244.

56- Ruzic D. and Lazic T. (2006). Micropropagation as means of rapid multiplication of newly developed blackberry and black currant cultivars. Agricultural  Conspicuous Science, 71: 149 -153.

57- Sharma S. and Ramamurthy V. (2000). Micropropagation of 4-year-old elite Eucalyptus tertecornis trees. Plant Cell Report, 19: 511-518.

58- Shibli R.A., Ajlouni M.M., Jaradat A., Aljanabi S. and Shatnawi M. (1997). Micropropagation in wild pear (Pyrus syrica). Scientia Horticulturae, 68: 237-242.

59- Singh A., Reddy M.P., Chikera J. and Singh S.A. (2010). Simple regeneration protocol from stem explants of Jatropha curcas. Industial Crops Production, 31: 209-213.

60- Sujatha M., Makkar H.P.S. and Becker K. (2006). Shoot bud proliferation from axillary nodes and leaf sections of non-toxic Jatropha curcas L. Plant Growth Regulation, 47: 83–90.

61- Thakur R.C. and Karnosky D.F. (2007). Micropropagation and germplasm conservation of Central Park Splendor Chinese elm (Ulmus parvifolia Jacq. ‘A/Ross Central Park’) trees.Plant Cell Report, 26: 1171-1177.

62- Trindad H.M. and Pais S. (2003). Meristematic nodule culture: a new pathway for in vitro propagation of Eucalyptus globulus. Trees, 17: 308-315.

63- Van Staden D. (2008). Plant growth regulators, II: cytokinins, their analogues and inhibitors. In: Plant Propagation by Tissue Culture (edn 3) (George, E.F. et al. eds.), pp. 205-226, Springer.

64- Vengadesan G. and Pijut P.M. (2007). In vitro propagation of northern red oak (Quercus rubra L.). In vitro Cellullar and Development of Biology Plant, 45: 474-482.

65- Winkelmann T., Geier T. and Preil W. (2006). Commercial in vitro plant production in Germany in 1985-2004. Plant Cell Tissue and Organ Culture, 86: 319-327.