نوع مقاله: مقاله پژوهشی

نویسندگان

پژوهشکده بیوتکنولوژی کشاورزی شمالغرب و غرب کشور

چکیده

گل‌محمدی (.Rosa damascena Mill.) یکی از مهمترین رزهای معطر است که به منظور تولید گلاب، اسانس و مصارف دارویی کشت می‌گردد. این پژوهش به منظور بررسی اثر تنظیم کنند‌‌های رشد گیاهی بر روی قدرت شاخه‌زایی، ریشه‌زایی و سازگاری در شرایط گلخانه انجام شد. به منظور سترون‌سازی ریزنمونه‌ها از هیپو‌کلریت سدیم 10 درصد به مدت 15 دقیقه و الکل 70 درصد استفاده گردید. تیمارهای استقرار شامل هورمون سایتوکنین BA و BAP در سه سطح (0، 5/0 و 1)، تیمارهای شاخه‌زایی BAP و BA در چهار سطح (0، 1، 2 و 3) و تیمارهای ریشه‌زایی با هورمونIBA در سه سطح (0، 5/0 و 1) میلی گرم در لیتر مورد بررسی قرار گرفتند. کلیه تیمارها در محیط کشت MS در سه تکرار و هر تکرار با 3 ریزنمونه در قالب طرح کاملا تصادفی کشت گردید. تجزیه داده‌ها نشان داد که بیشترین میزان استقرار 88/89 درصد در 0/5 میلی گرم در لیتر BA و کمترین میزان استقرار 25 درصد در تیمار صفر BAP حاصل شد. مقایسه میانگین داده ها نشان داد که بیشترین ضریب شاخه‌زایی 3/38 ، بیشترین طول شاخه 5/34cm در تیمار حاوی 3 میلی گرم در لیتر BA و کمترین ضریب شاخه‌زایی 1/00 در تیمار بدون هورمون حاصل شد. بیشترین مقدار ریشه زایی 85 درصد در محیط کشت 1/2MS حاوی 0/5 میلی گرم در لیتر IBA حاصل شد و کمترین میزان ریشه‌زایی 36 درصد بود که در محیط کشت 1/2MSبدون هورمون حاصل شد.

کلیدواژه‌ها

موضوعات

عنوان مقاله [English]

Investigation of plant growth regulators effects on proliferation and rooting of Damask rose (Rosa damascena Mill.) native to East Azerbaijan

چکیده [English]

Damask Rose (Rosa damascene Mill.) is one of the most important aromatic roses that used in perfume, essence and medicinal products. This study was conducted to survey the effects of the plant growth regulators on proliferation and rooting capability of Damask rose. The collected samples were disinfected using 10% concentrations of sodium hypochlorite for 15 minute and 70% Alcohol. The treatments which used in this study were two kinds of cytokinin hormones (BA and BAP) in three concentrations (0, 0.5 and 1) for establishment stage and four concentrations of same hormones (0, 1, 2 and 3) for Proliferation stage and auxin hormone IBA in three concentrations (0, 0.5 and 1) for rooting stage. All of the samples were cultured in modified MS media with three replications, in a way that every replication included 3 explants that were based on randomized complete design (CRD). Results of data analysis showed that the highest establishment percentage was 88/89 percent which obtained at 0.5 mg/li BA and the lowest establishment percentage was 20 percent which obtained at 0.0 mg/li BAP. The mean comparison showed that the highest proliferation (3.83) and length of branch (5.34 cm) were achieved at 3 mg (BA), and the lowest proliferation percentage and length of branch were seen, respectively (1.96) at non hormone treatments. The highest rooting percentage was 85% that obtained in 1/2 MS medium containing 0.5 mg/li (IBA) and the lowest rooting percentage (%36) was seen at non hormone treatment.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Damask rose
  • Lateral Bud Culture
  • Proliferation
  • Rootin

بررسی تاثیر تنظیم کننده­های رشد گیاهی بر روی شاخه­زایی و ریشه­زاییگل­محمدی Rosa damascena Mill.)) بومی آذربایجان شرقیدر شرایط درون شیشه‌ای

صالح امیری1، رضا محمدی1*، محمد رضا طالبی2 و رامین اکبری3

1 ایران، تبریز، سازمان تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی، پژوهشکده بیوتکنولوژی کشاورزی ایران، پژوهشکده بیوتکنولوژی کشاورزی شمالغرب و غرب

2 ایران، تبریز، دانشگاه تبریز، دانشکده کشاورزی، گروه گیاهان زینتی

3 ایران، اصفهان، دانشگاه صنعتی اصفهان، دانشکده کشاورزی، گروه بیوتکنولوژی کشاورزی

تاریخ دریافت: 3/12/94                تاریخ پذیرش: 13/4/96

چکیده

گل­محمدی (Rosa damascena Mill.) یکی از مهمترین رزهای معطر است که به منظور تولید گلاب، اسانس و مصارف دارویی کشت می­گردد. این پژوهش به منظور بررسی اثر تنظیم کننده­­های رشد گیاهی بر روی قدرت شاخه­زایی، ریشه­زایی گل محمدی و سازگاری آن در شرایط گلخانه انجام شد. به منظور سترون­سازی ریزنمونه­ها از هیپو­کلریت سدیم 10 درصد به مدت 15 دقیقه و الکل 70 درصد استفاده گردید. تیمارهای استقرار شامل هورمون­های سایتوکنین BA و BAP در سه سطح (0، 5/0 و 1)، تیمارهای شاخه­زایی شامل BAP و BA در چهار سطح (0، 1، 2 و 3) و تیمارهای ریشه­زایی با هورمونIBA  در سه سطح (0، 5/0 و 1) میلی‍گرم در لیتر مورد بررسی قرار گرفتند. کلیه تیمارها در محیط کشت MS در سه تکرار و هر تکرار با سه ریزنمونه در قالب طرح کاملا تصادفی کشت گردید. تجزیه داده­ها نشان داد که بیشترین میزان استقرار 89/88 درصد در تیمار 5/0 میلی‍گرم در لیتر BA و کمترین میزان استقرار 25 درصد در تیمار صفر BAP حاصل شد. مقایسه میانگین داده­ها نشان داد که بیشترین ضریب شاخه­زایی 83/3، بیشترین طول شاخه 34/5 سانتی­متر در تیمار حاوی 3 میلی‍گرم در لیتر BA و کمترین ضریب شاخه­زایی 00/1 و رشد طولی 97/1 سانتی­متر در تیمار بدون هورمون حاصل شد. بیشترین مقدار ریشه زایی 85 درصد در محیط کشت MS2/1 حاوی 5/0 میلی‍گرم در لیتر IBA به دست­آمد و کمترین میزان ریشه­زایی 36 درصد بود که در محیط کشت MS2/1 بدون هورمون حاصل شد.

واژه های کلیدی: گل­محمدی، کشت تک جوانه، شاخه­زایی، ریشه­زایی

* نویسنده مسئول، تلفن: 09133019328 ، پست الکترونیکی: r.mohammadi@abrii.ac.ir

مقدمه

 

گل­محمدی (Rosa damascena Mill.) یکی از مهمترین گیاهان دارویی و معطر ایران از لحاظ اقتصادی است. اسانس، گلاب و گل خشک از محصولاتی است که علاوه بر مصرف داخلی به خارج از کشور نیز صادر می­گردد. اسانس حاصل از آن دارای خاصیت تقویت اعصاب است که برای درمان افسردگی و اضطراب به کار می­رود. عصاره محلول در آب و متانول اسانس گل محمدی داری فعالیت ضد ویروس HIV است و از فعالیت پروتئازهای ویروسی جلوگیری می­کند (13، 20). این گونه از سالیان دور در مناطق مختلف کشور کشت و کار می­شود و از ایران به عنوان منشا این گیاه یاد شده است (8). روش­های سنتی تکثیر گل­محمدی شامل پاجوش، قلمه و پیوند است که این روش­ها علاوه بر زمان بر بودن با مشکلاتی نظیر محدودیت پایه مادری و عدم تشکیل ریشه­های نابجا در قلمه­ها همراه است. از این رو استفاده از روش­های کشت بافت جایگزین مناسبی برای تکثیر ژنوتیپ­های برتر گل­محمدی می­باشد (5). تولید انبوه در زمان کوتاه (در تمام فصول)، حذف عوامل بیماریزا و تهیه­ی منابع عاری از بیماری، دستکاری­های ژنتیکی مفید و تکثیر گونه­های عام پسند و ریز قلمه­های ریشه­دار شده در گونه­های زینتی چوبی از مزایای تکنیک کشت بافت می­باشد. از مزایای دیگر این تکنیک، یکسان و استاندارد بودن اسانس­های تهیه شده از گل­محمدی تولید شده در شرایط درون شیشه­ای است که در بازارهای جهانی از اهمیت بسزایی برخوردار است (2). بررسی­ها نشان داد که منابع مختلف نور (نور سفید فلورسنت و اشعه فعال فتوسنتزی) و عامل ژلی (آگار یا فیتاژل) بر روی شاخه­زایی و رشد نو شاخه­های گل­محمدی اثرات متفاوتی داشتند. شاخه­زایی در محیط کشت حاوی فیتاژل و تحت اشعه فعال فتوسنتزی بهتر صورت گرفت. ریشه­زایی ریز قلمه­ها در محیط کشت حاوی آگار و اشعه فعال فتوسنتزی افزایش یافت و تعداد ریشه­ها در محیط کشت حاوی آگار بیشتر از محیط کشت حاوی فیتاژل است (17). BA در مقایسه باKin  و 2iP سبب شاخه­زایی بالاتری در ریزازدیادی گل­سرخ می­شود (9). در مطالعه دیگری بهترین شاخه­زایی گل­محمدی را در محیط کشت مایع MS با تیمار هورمونی یک تا دو میلی گرم در لیتر BAP، 1 میلی گرم در لیتر GA3 و 1/0 میلی گرم در لیتر NAA برای رقم آذران و همین تیمار هورمونی بدون NAA را برای رقم قمصر به دست آمد (7). با توجه به مشاهدات Jabbarzadeh و Khosh-Khui (2005) نشان داده شد که غلظت 5/2 تا 3 میلی گرم در لیتر BAP همراه با 1/0 میلی گرم در لیتر IBA مناسب­ترین ترکیب هورمونی برای شاخه­زایی می­باشد (11). Nikbakht و همکاران (2005) در بررسی ریزازدیادی گل­محمدی ارقام آذران و قمصر نشان دادند که بهترین تیمار از نظر شاخه­زایی، میزان تکثیر، وضیعت ظاهری و رنگ برگ، یک تا دو میلی گرم در لیتر BA، 1/0 میلی گرم در لیترGA3 و 0 تا 1/0 میلی گرم در لیتر NAA برای رقم آذران و یک تا دو میلی گرم در لیتر BA، 1/0 میلی گرم در لیتر GA3 بدون NAA برای رقم قمصر می­باشد (21). قمری زارع و همکاران (2006) در پژوهش کشت درون شیشه­ای گل­محمدی ژنوتیپ­های استان­های آذربایجان شرقی و آذربایجان غربی در تیمار حاوی هورمونهای BAP و Kin به این نتیجه رسیدند که در ژنوتیپ آذربایجان غربی بیشترین میزان شاخه­زایی (5/2) در غلظت 5 میلی گرم در لیتر BAP و در ژنوتیپ آذربایجان شرقی بیشترین میزان شاخه­زایی (3/2) در غلظت 5/2 میلی گرم در لیتر BAP می­باشد. آنها همچنین اظهار نمودند که ژنوتیپ­های آذربایجان شرقی و غربی در محیط کشت با پایه MS تغییر یافته (2/1غلظت عناصر پر مصرف و کم مصرف) حاوی 1/0 و 2/0 میلی گرم در لیتر NAA ریشه­دار شدند (5). همچنین در مطالعه دیگری بیشترین میزان کال­زایی گل­محمدی در محیط کشت پایه MS با غلظت­های 1/0، 5/0 و 5/2 میلی گرم در لیتر به ترتیب GA3، BAP و2,4-D  برای ریشه­زایی، از محیط مایع MS2/1 با 05/0 میلی گرم در لیتر IAA گزارش شد (2). با توجه به مشاهدات Salek- jalali (2012) بهترین نتایج شاخه­زایی گل­محمدی در محیط کشت MS حاوی دو میلی گرم در لیتر BAP و 1/0 میلی گرم در لیتر NAA به دست آمد. آن نشان داد که ریزنمونه­ها در محیط کشت MS تغییر یافته (2/1غلظت عناصر پرمصرف و کم مصرف) حاوی IBA با غلظت دو میلی گرم در لیتر تا 80 درصد ریزنمونه­ها را ریشه­زایی کردند (27).  Saffariو همکاران (2004) مشاهده کردند که در مرحله ریشه­زایی، اکسین IBA معمولا نسبت به سایر هورمون های اکسین نظیر NAA و IAA بیشترین تاثیر را داشت (29). تاثیر غلظت پایین ترکیبات آلی و کربن ممکن است در القای ریشه­زایی دخالت داشته باشد (19). همچنینPati  و همکاران (2006) نشان دادند که در هورمونهای گل­محمدی
R. damascena وR. Bourboniana  تحریک ریشه­زایی طی دو مرحله انجام می‍شود. نوشاخه­ها ابتدا در محیط کشت MS با 10 میکرومول IBA کشت شده و سپس به محیط نیم غلظت بدون هورمون انتقال یافتند که در مرحله در محیط کشت MS حاوی دو میلی گرم در لیتر IBA و سپس در محیط کشت بدون هورمون قرار می‍دهند (22). Jabbarzadeh و Khosh-Khui (2005) گزارش کردند که ترکیب BA با غلظت 2.5-3 میلی گرم در لیتر با غلظت پایین IBA بیشترین تاثیر را بر روی تکثیر گل­محمدی داشت (11). همچنین گزارش­های چندی از تکثیر در شیشه­ی گل­محمدی از طریق قطعات گره واجد جوانه­ی جانبی وجود دارد، از جمله شاخه­زایی مستقیم از جداکشت­های برگ (27)، تشکیل کالوس از برگ و قطعات ساقه برای برخی از ارقام گل­محمدی (1،10 و 24)، کشت نوشاخه­ها در محیط  MS(موراشیک و اسکوگ) در حضور TDZ (18)، مقایسه ی محیط مایع و محیط جامد (17، 28). کلروز برگها، قهوه­ای شدن محیط و نکروزه شدن جداکشتها در نتیجه اکسیداسیون پلی فنل­ها، فراوانی کم شاخه­زایی، موفقیت کم در ریشه­دار کردن نوشاخه­ها و وابسته بودن پاسخ جداکشتها به ژنوتیپ، برخی از عمده ترین عوامل کاهش موفقیت در ریزازدیادی این گیاه هستند (1، 5، 16). با توجه به بومی بودن این گونه و اهمیت اقتصادی آن در ایران نیاز به پرورش و توسعه گلستان­های گل­محمدی در کشور می­باشد. در همین راستا استفاده از روش کشت بافت برای تکثیر انبوه این گیاه و فراهم کردن نهال­های مورد نیاز جهت توسعه کشت آن مناسب خواهد بود. در این پژوهش هدف اصلی بررسی ریزازدیادی گل­محمدی می باشد تا با بهینه سازی تکثیر درون شیشه­ای آن، امکان تولید انبوه این گیاه فراهم شود.

مواد و روشها

این پژوهش در آزمایشگاه کشت بافت پژوهشکده بیوتکنولوژی کشاورزی شمال­غرب و غرب کشور اجرا گردید. نمونه­های گیاهی (شاخه­های یک ساله نیمه چوبی) در فصل بهار سال 1392 از منطقه گون­برف در دامنه­های سهند جمع­آوری و به آزمایشگاه انتقال یافتند و ریزنمونه­ها به صورت تک جوانه جهت استریل سطحی آماده شدند. استریل سطحی ریزنمونه­ها با استفاده از توین 20 درصد و یک گرم در لیتر کاپتان به مدت 20 دقیقه انجام گرفت. سپس ریزنمونه­ها در زیر آب جاری به مدت یک ساعت قرار داده شدند. پس از شستشوی اولیه بقیه مراحل سترون­سازی ریزنمونه­ها در زیر هود لامینار انجام گرفت. به منظور سترون­سازی نمونه­ها از سفید کننده تجاری 10 درصد به مدت 15 دقیقه و الکل 70 درصد استفاده گردید. جهت استقرار نمونه ها از دو هورمون BAP و BA در سه غلظت (0، 5/0 و 1) و همراه با هورمون GA3 با غلظت ثابت یک میلی‍گرم در لیتر استفاده شد. پس از سه هفته ریزنمونه­های استقرار یافته به محیط کشت شاخه­زایی محتوی هورمون­های شاخه­زایی BAP و BA در چهار غلظت (0، 1، 2 و 3) و IBA با غلظت ثابت 1/0 میلی‍گرم در لیتر انتقال داده شدند. در مرحله استقرار نو شاخه­های جوان حاوی جوانه جانبی پس از سترون­سازی به محیط کشت مربوطه منتقل می­شوند. در این محیط جوانه جانبی متورم شده و تولید شاخه جدید می­نماید. سپس شاخه­های جدید تولید شده از ساقه اصلی جدا شده و به محیط کشت شاخه­زایی منتقل می­شوند. در این مرحله جوانه­ها و شاخه­های جدیدتر از شاخه کشت شده ایجاد می­گردند که به تعداد شاخه­های جدیدتر تولید شده از هر ریزنمونه ضریب شاخه­زایی اطلاق می­شود. پس از هشت هفته ضریب شاخه­زایی و رشد طولی شاخه­ها (سانتی متر) بررسی شد. پس از مرحله شاخه­زایی، شاخه­های تولید شده مناسب (از نظر رشد طولی و سبزینگی) به محیط کشت ریشه­زایی منتقل شدند. اثر محیط کشت MS (2/1 و 4/1 عناصر پرمصرف و کم‍مصرف) و غلظت هورمونIBA  در سه غلظت (0، 5/0 و 1) مورد بررسی قرار گرفت. ظروف محتوی کشت در اتاق رشد و فتوپریود 16 ساعت روشنایی با دمای 1±25 درجه سانتی گراد و 8 ساعت تاریکی با دمای 19 درجه سانتی گراد نگهداری شدند. واکشت نمونه­ها هر چهار هفته یک بار انجام شد. تمام تیمارها در سه تکرار و هر تکرار با 3 ریز نمونه در قالب طرح بطور کامل تصادفی انجام گرفت. نمونه­های ریشه دار شده به منظور سازگاری اولیه به لیوان­های پلاستیکی حاوی پیت ماس و پرلایت سترون شده به نسبت مساوی انتقال داده شده و سپس به اتاق سازگاری با رطوبت 70 درصد و نور کافی منتقل شدند. پس از رشد کافی و پنج برگی شدن گیاهان به منظور سازگاری نهایی به گلدان­های نایلونی حاوی پیت ماس (دو قسمت) و پرلایت و خاک زراعی (هر کدام یک قسمت) در گلخانه انتقال داده شدند. تجزیه واریانس و مقایسه میانگین­ها با استفاده از نرم افزار MSTATC و آزمون چند دامنه­ای دانکن و رسم نمودارها با نرم افزار Excel انجام شد.

نتایج

جهت استقرار نمونه­های گیاهی از دو نوع هورمون سایتوکینین BAP وBA  استفاده شد که مقایسه میانگین تیمار­ها نشان داد که بیشترین میزان استقرار (89/88 درصد) در محیط کشت MS تغییر یافته حاوی BA به میزان 5/0 میلی‍گرم در لیتر و کمترین میزان استقرار (25 و 45/44 درصد) در تیمار صفر BA و BAP (شاهد) حاصل شد (جدول 1).

 

جدول 1- مقایسه میانگین تیمار­های هورمونی اعمال شده در محیط کشت پایه  MSجهت استقرار ریز نمونه های گل­محمدی

(گروه بندی داده­ها براساس آزمون دانکن (P<0.05) صورت گرفته است)

تیمار

BAP (میلی‍گرم در لیتر)

BA (میلی‍گرم در لیتر)

0

5/0

1

0

5/0

1

میزان استقرار (درصد)

c00/25

33/83a

b22/72

c45/44

a89/88

00/75b

حروف مشابه در هر ردیف بیانگر عدم اختلاف معنی دار می باشد.

 

مراحل مختلف ریزازدیادی گل‍محمدی در شکل 1- نشان داده شده است. قسمت A این شکل نمونه­های مستقر شده را در هفته اول نشان می­دهد که کاملا عاری از آلودگی بوده و جوانه‍ها شروع به متورم شدن کرده­اند. مقایسه میانگین صفات مورد مطالعه در تیمار­های شاخه­زایی نشان داد که از نظر ضریب شاخه­زایی و رشد طولی تفاوت معنی داری در بین هشت تیمار هورمونی وجود دارد (جدول 2).

 

جدول 2- مقایسه میانگین تیمار­های هورمونی اعمال شده در محیط کشت پایه MS جهت شاخه­زایی ریز نمونه­های گل­محمدی

  BA(میلی‍گرم در لیتر)

BAP (میلی‍گرم در لیتر)

تیمار

3

2

1

0

3

2

1

0

83/3a

89/2b

38/1c

00/1d

22/3a

39/1b

22/1b

c00/1

ضریب شا خه­زایی

34/5a

31/4b

22/3c

62/2d

83/4a

90/3b

45/3b

c97/1

رشد طولی (cm)

حروف مشابه در هر ردیف بیانگر عدم اختلاف معنی دار می باشد.

 

بیشترین ضریب شاخه­زایی به ترتیب در تیمار 3 میلی‍گرم در لیتر BA با ضریب 83/3 و تیمار 3 میلی‍گرم در لیتر BAP با ضریب 22/3 حاصل شد و کمترین ضریب شاخه­زایی (0/1) در تیمار صفر BA و BAP (شاهد) به دست آمد. همچنین از نظر رشد طولی بیشترین طول شاخه (cm34/5) در تیمار حاوی 3 میلی‍گرم در لیتر BA و کمترین طول شاخه ( cm97/1) در محیط کشت MS تغییر یافته در تیمار صفر BA و BAP (شاهد) حاصل شد (جدول2). در قسمت B شکل-1 ریزشاخه­های جدید در مرحله شاخه­زایی نشان داده شده­اند. مقایسه میانگین­ها با آزمون دانکن نشان داد که بالاترین درصد ریشه­زایی (85 درصد) در محیط کشت MS2/1 تغییر یافته حاوی 5/0 میلی‍گرم در لیتر IBA و کمترین میزان ریشه­زایی (36 درصد) در محیط کشت MS2/1 تغییر یافته حاوی صفر BA و BAP (شاهد) حاصل شد (جدول 3). در قسمت C شکل-1 ریزشاخه­های جدید تولید شده در مرحله ریشه­زایی نشان داده شده­اند. پس از بهینه سازی فرایند ریزازدیادی، اقدام به تولید انبوه این گیاه گردید که قسمت­های D ,E ,F شکل-1 مراحل تکثیر انبوه را نشان می­دهد.

 

جدول3- مقایسه میانگین تیمار­های هورمونی اعمال شده در محیط کشت MS جهت ریشه­زایی ریز نمونه­های گل­محمدی

(گروه بندی داده­ها براساس آزمون دانکن (P<0.05) صورت گرفته است)

MS4/1

MS2/1

تیمار

  IBA(میلی‍گرم در لیتر)

  IBA(میلی‍گرم در لیتر)

1

5/0

0

1

5/0

0

b40

55a

44b

68b

85a

36c

میزان ریشه­زایی (درصد)

حروف مشابه در هر ردیف بیانگر عدم اختلاف معنی دار می باشد.


 

شکل 1- مراحل مختلف ریزازدیادی گل­محمدی؛ A- مرحله استقرار ریزنمونه ها در تیمار 5/0 میلی‍ گرم در لیتر BA  ؛ -B مرحله شاخه­زایی ریزنمونه ها در تیمار 3 میلی‍ گرم در لیتر  BA؛ C- مرحله ریشه­زایی ریزنمونه­ها در تیمار 5/0 میلی‍ گرم در لیتر IBA ؛D   -مرحله تکثیر انبوه در اتاق رشد؛ E- مرحله سازگاری اولیه در لیوان­های پلاستیکی؛ F- مرحله سازگاری نهایی در گلخانه

بحث

در تحقیقات مختلف محیط کشت  MSبه عنوان مناسبترین محیط کشت برای ریزازدیادی رز گزارش شده است (4، 10). بر همین اساس در این مطالعه نیز از محیط کشت MS برای ریزازدیادی گل­محمدی استفاده شد و نتایج خوبی حاصل گردید. تک گره­های حاوی جوانه جانبی منتقل شده به مرحله استقرار در محیط کشت MS حاوی هورمون گیاهی BA، بعد از یک هفته شروع به رشد کرده و پس از چهار هفته یک شاخه شامل چند برگ تولید کردند. نتایج تحیقات قبلی نشان می­دهد که BAP با غلظت 1 تا 5 میلی‍گرم در لیتر برای شکستن خواب جوانه و تکثیر شاخه در ارقام مختلف رز ضروری است (12). قلی­زاده و همکارن (1393) بیشترین تعداد شاخه را در قطعه­ی جدا کشت در محیط کشت QL در تیمار BAP 3 میلی گرم در لیتر به دست آوردند (6). میرجانی و همکاران (1395( گزارش کردند که ژنوتیپ‌های استان های آذربایجان شرقی و غربی دارای کمترین پتانسیل کال‌زایی می‍باشند و  باززایی در گل محمدی تحت تأثیر ژنوتیپ، نوع ریزنمونه و غلظت تنظیم‌کننده‌های رشد می‍باشد. در این تحقیق بهترین ضریب شاخه­زایی و رشد طولی با استفاده از غلظت­های متوسط BAP و BA حاصل شد. بررسی­های محققین نشان می­دهد که  BA نسبت به سایر سایتوکنین­ها بیشتر بر روی رشد شاخساره­های جانبی و افزایش تعداد شاخه تاثیر دارد (9). از طرف دیگر قمری­زارع و همکاران (1385) بیشترین ضریب شاخه­زایی (2/3) را در ژنوتیپ‍های گل­محمدی استان­های آذربایجان شرقی در تیمار  BAPدر 5/2 میلی‍گرم در لیتر بدست آوردند (5) ولی در این تحقیق با استفاده از BA با غلظت سه میلی‍گرم در لیتر، ضریب شاخه­زایی (8/3) افزایش یافت و بالاترین رشد طولی نیز در همین تیمار مشاهده شد. نتایج تحقیقات قبلی نشان می­دهد که ریشه­زایی گل­محمدی در شرایط درون شیشه­ای به سختی صورت می­گیرد (7،11، 15). Pati  و همکاران (2006) عدم تشکیل ریشه در محیط های کشت را به تیمار هورمونی به کار رفته در مرحله شاخه‍زایی ارتباط می­دهند (23).  عصاره و همکاران (2003) و قلی زاده و همکاران (1393) نیز نشان دادند که دلیل کاهش توان ریشه­زایی ریزشاخه­ها ممکن است به علت بالا بودن غلظت هورمون­های سیتوکینینی نظیر BAP و TDZ در مرحله شاخه­زایی ­باشد (3). Huetteman و Preece هم عنوان کردند که امکان دارد ریشه­زایی شاخه­هایی که تحت تاثیر هورمون TDZ هستند به سختی صورت می‍گیرد (14). در این آزمایش به منظور افزایش توان ریشه­زایی شاخه­ها، از هورمون  TDZدر مرحله شاخه زایی استفاده نشد. در این تحقیق بیشترین درصد ریشه زایی (85 درصد) در محیط کشت MS (2/1غلظت عناصر پرمصرف و کم‍مصرف) حاوی 5/0 میلی‍گرم در لیتر IBA حاصل شد که در مقایسه با نتایج محققان دیگر درصد بالایی نشان می­دهد. Mirza و همکاران (2011) گزارش کردند که بیشترین درصد ریشه­زایی در محیط کشت MS همراه با 5/0 میلی گرم در لیتر IBA حاصل شده است (19). قلی‍زاده و همکاران (1393) از محیط کشت WP حاوی 2/0 میلی گرم در لیتر NAA برای ریشه‍زایی استفاده کردند که 25 درصد گیاهچه­ها ریشه‍دار شدند و ریشه های حاصل کوتاه و تعداد آنها کم بود (11). گزارش­هایی وجود دارد که در مواردی درصد ریشه­زایی به ژنوتیپ گیاه نیز بستگی دارد (1، 5 و 16). یافته­های این تحقیق نیز نشان داد که ژنوتیپ منطقه گون­برف واقع در دامنه­های سهند پاسخ مناسبی به ریشه­زایی در شرایط درون شیشه­ای دارد.

1- طبائی عقدائی، س.ر.، میرجانی، ل.، امام، م.، عصاره، م و قمری زارع، ع. 1386.  تأثیر ژنوتیپ و تنظیم کننده های رشد بر کالزائی در گل محمدی. فصلنامه­ی تحقیقات ژنتیک و اصلاح گیاهان مرتعی و جنگلی ایران. 15 (3). صفحه: 230 -222.

2- عبدی راد، س.، رضانژاد، ف.، منوچهری کلانتری، خ. 1390. مقایسه اثر غلظت های مختلف هورمونی بر میزان موفقیت مراحل ریزازدیادی گل محمدی (Rosa damascena Mill.) و گل سرخ مینیاتور (Rosa miniature). فصلنامه علمی پژوهشی زیست شناسی تکوینی. شماره 11. صفحه: 13-1.

3-  عصاره، م.ح.، قمری زارع، ع.، قربانعلی، م.، الهوردی ممقانی، ب.، شهرزاد، ش. 1386. بررسی ریزازدیادی سه ژنوتیپ برگزیده در گل محمدی (Rosa damascena Mill.). پژوهش و سازندگی. شماره 76. صفحه: 9-1.

4-  عصاره، م. ح.، قربانعلی، م.، الهوردی ممقانی، ب.، قمری زارع، ع.، شهرزاد، ش. 1385. اثر محیط کشت و تنظیم کننده های رشد بر تکثیر درون شیشه­ای گل­محمدی (Rosa damascena Mill.). پژوهش و سازندگی. شماره 72. صفحه: 7-1.

5-  قمری زارع، ع.، عصاره، م. ح.، قربانعلی، م.، شهرزاد، ش. و الهوردی ممقانی، ب. 1385. کشت درون شیشه­ای گل محمدی (Rosa damascena Mill.) ژنوتیپ های استانهای آذربایجان شرقی و غربی. فصلنامه ی پژوهشی تحقیقات ژنتیک و اصلاح گیاهان مرتعی و جنگلی ایران. جلد 14 (3). صفحه: 162-155.

6- قلی زاده، ف.، غلامی، ل.، کیارستمی، خ. 1393. بررسی اثر محیط­های کشت پایه و تیمارهای هورمونی مختلف بر ریزازدیادی گل­محمدی. مجله پژوهشهای گیاهی (مجله زیست شناسی ایران). جلد 27 ، شماره 1. صفحه: 1-9.

7-  کافی، م.، نیکبخت، ع.، بابالار، م. و میرمعصومی، م. 1383. اثر تنظیم کننده­های رشد گیاهی بر شاخص­های رشدی گل محمدی در شرایط درون شیشه­ای. مجله علوم و فنون باغبانی. شماره 3. صفحه: 49 – 35.

8- میرجانی، ل.، امام، م.، طبائی عقدائی، س.ر. 1395. بررسی کالزایی و باززایی جهت ایجاد تنوع ژنتیکی در ژنوتیپ‏های مختلف گل محمدی (.Rosa damascena Mill). مجله پژوهش­های گیاهی (زیست شناسی ایران). - در حال چاپ.

 

8-Chevallier, A. 1996. The Encyclopedia of medicinal plant. Dorling Kindersely. London, pp. 336.

9-Carelli., B.P. and Echeverrigaray, S. 2002. An improved system for the in vitro propagation of rose cultivars. Horticultural Science, 92: 64-74.

10-Davies, D.R. 1980. Rapid propagation of roses in vitro. Scientia Horticulturae, 13: 385-389.

11-Jabbarzadeh., Z., Khosh-Khui, M. 2005. Factors affecting tissue culture of Damask Rose (Rosa damascena Mill.). Scientia Horticulturae, 105 (4): 475-482.

12-Hasegawa, P.M. 1980. Factors affecting shoot and root initiation from cultured rose shoot tips. J. Am. Soc. Hortic. Sci, 105: 216–220.

13-Humara, J.M. and Ordas., R.J. 1999. The toxicity of antibiotics and herbicides on in vitro adventitious Shoot formation on (Pinus pinae L.) Cotyledones. In vitro. Cell. Dev. Biol. Plant, 35: 339-343.

14-Huetteman., C.A. and Preece J.E. 1993. Thidiazuron: A potent cytokinin for woody plant tissue culture. plant, cell, tissue and organ culture, 33: 105-119

15-Khush-Khui., M. and Sink., K.C. 1982. Rooting enhancement of Rosa hybrida for tissue culture propagation. Horticultural Science, 17: 371-376.

16- Kumar, P., Prasad, S., Sharma, M., Sood, A and Ahuja, S. 2006. In vitro propagation of rose a review. Biotechnology Advances, 24: 94-114.

17-Kumar, A., Palni, L. M.S., Nandi, S. K. 2003. The effect of light source and gelling agent on micropropagation of Rosa damascene. J. Hort. Sci and Bio, 78(5): 786-792.

18- Kumar, A., Sood,A., Palni, U.T., Gupta. A.K and Palni, L.M,S. 2001. Micropropagation of Rosa damascene Mill from mature bushes using thidiazuron. J. Hortic. Sci. Biotechnol, 76(1): 30-34.

19-Mirza, M.Q.B., Ishfaq, A.H., Azhar, H., Touqeer, A., Nadeem, A.A. 2011. An efficient protocol for in vitropropagation of Rosa gruss-an-teplitz and Rosa centifolia. Afri. J. Biotechnol, 10 (22): 4564-4573.

21-Mahmood, N., Piacente, S., Pizza, C., Burke, A., Khan, A.I. 1996. The anti-HIV activity and mechanisms of action of pure compounds isolated from Rosa damascena. Biochem. Biophys. Res. Commun, 229(1):73-9.

22-Nikbakht, A., Kafi, M., Mirmasoumi, M., Babalar, M. 2005. Micropropagation of Damask rose cvs Ghamsar and Azaran. Int. J. Agric and Biology, 7 (4): 535-538.

22-Pati, P. K., Sharma, M., Sood, A., Ahuja, P.S. 2005. Micropropagation of R. damascena and R. bourboniana in liquid cultures. In: A.K. Hvoslef- Eide and W. Preil (Editors), Liquid systems for in vitro mass propagation of plants. Netherlands: Kluwer Academic Publishers, pp. 373-385.

23-Pati, P.K, Rath, S., Sharma, M., Sood, A. and Ahuja, S. 2006. In vitro propagation of rose: A review. Biotechnol. Adv, 24: 94-114.

24- Pati, P.K., Sharma, M., Ahuja, P.S. 2001. Micropropagation protoplast culture and its implications in the improvement of scented rose. Act. Hor, 547: 147-158.

25-Pittet, H., Monocousin, C. 1981. Multiplication novella due rosier. Rev. Hortic. Suisse, 54: 169-73.

26- Rout, G.R., Samantaray, S., Mottley, J., Das, P. 1999. Biotechnology of the rose: a review of recent progress, Sci .Hort, 81: 201-228.

27-Salek jalali, M. 2012. Phloroglucinol, BAP and NAA enhance axillary shoot proliferation and other growth indicators in vitro culture of Damask Rose (Rosa damascena Mill.). Adv. Agron. Env, 6: 1944-1950.

28-Sharma, M., Kumar, P., Sood, A and Ahuja, S. 2004. Direct shoot regeneration from leaf explants of Rosa damascena in vitro cell develop. Biol. plant, 40 (2): 192-195.

29-Saffari, V.R., Khalighi, A., Lesani, H., Bablar, M. and. Obermaier, J.F. 2004. Effects of different plant growth regulators and time of pruning on yield components of Rosadamascena Mill. Int. J. Agric. Biol, 6 (6): 1040-1042.