مجله پژوهشهای گیاهی (مجله زیست شناسی ایران)(علمی)

تاثیر کودهای زیستی بر افزایش پرولین در یونجه تحت تنش کم‌آبی

نوع مقاله : مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 دانشگاه محقق اردبیل

2 هیات علمی محقق اردبیل

3 هیات علمی محقق اردبیلی

چکیده

به منظور بررسی اثر تلقیح قارچ و باکتریدر مقاومت به تنش خشکی در یونجه آزمایشی به حالت فاکتوریل در قالب طرح بلوک‌های کامل تصادفی در سه تکرار در گلخانه‌ی دانشگاه محقق اردبیلی در سال 1390 اجرا گردید.برای این‌کار تنش کم‌آبی در سه سطح 75٪ ،55٪ ،35٪ ظرفیت مزرعه اعمال شد. تیمار‌های تلقیح شامل تلقیح بذر با گونه Glomus mosseae ، Sinorhizobium meliloti ،Sinorhizobium meliloti + Glomus mosseae و شاهد بودند. نتایج آزمایشات نشان دادند که با افزایش تنش در تیمارهای یونجه، غلظت سدیم، پرولین و قند‌های محلول افزایش یافت، اما غلظت پتاسیم، فسفر، سطح برگ و هدایت روزنه کاهش یافت. بین تیمارهای تلقیحی پتاسیم، فسفر، پرولین، قندهای محلول، هدایت روزنه و سطح برگ به ترتیب با بیشترین مقادیر (72/6، 07/5، 14/7، 05/6، 28، 66/20) به تلقیح دوگانه و کمترین مقادیر (13/6، 9/2، 77/4، 73/4، 15 و 33/5) به شاهد در سطح تنش 35 درصد ظرفیت زراعی تعلق گرفت. پس از تلقیح دوگانه تیمار تلقیحی میکوریز نسبت به تلقیحی باکتری همزیست بیشتر بود. اما سدیم با کمترین مقدار (53/2) به تلقیح دوگانه و بیشترین مقدار (08/3) به شاهد در سطح تنش 35 درصد ظرفیت زراعی مربوط بود. تلقیح دوگانه با افزایش جذب آب، عناصر غذایی و اسمولیت‌های سازگاری توانست مقاومت گیاه را در برابر کم‌آبی بهبود بخشد. استفاده ترکیبی قارچ و باکتری با افزایش جذب آب و عناصر غذایی منجر به افزایش معنی دار مقاومت یونجه به خشکی گردید.

کلیدواژه‌ها

موضوعات

عنوان مقاله [English]

The impact of bio-fertilizers to increase compatibility osmolytes in the alfalfa under water stress conditions

نویسندگان [English]

  • mahnaz zafari 1
  • sodabeh Jahanbakhsh 3

3 Mohaghegh Ardabili University

چکیده [English]

To study effect symbiosis of fungi and bacteria in resistance to water deficit stress in alfalfa an experiment in a factorial randomized complete block design has done with three replications 2010 in greenhouse of University of Mohaghegh Ardabil, Ardabil. Water deficit stress was applied at three levels of %35, %55 and %75 of field capacity. Treatments of insemination involved inoculating of seed with strain of Mycorrhiza (Glomus mosseae), Sinorhizobium meliloti, Sinorhizobium meliloti + Glomus mosseae, and control (No treatment). Results showed that with increasing stress in treatments, Sodium concentration, Proline and total soluble sugars increased, while concentration of Potassium, Phosphor was reduced, leaf area and stomatal conductance. Between treatments inoculation, Potassium, Phosphorus, Proline, Soluble sugar, stomatal conductance and leaf area with the highest values (72/6, 07/5, 14/7, 05/6, 28, 66/20 to double inoculation and lowest values (13/6, 9/2, 77/4, 73/4, 15, 33/5) was awarded to control in level of stress 35% of field capacity. After double inoculation, inoculated with mycorrhizal was more than symbiosis inoculation. But Sodium with the least amount (2.53) to double inoculation and the highest amount (3.08) to control in stress levels of 35% field capacity was related. Double inoculation with increasing water absorption, Nutrients and compatible osmolytes could improve plant resistance against the deficit. Use combination of fungi and bacteria by increasing the absorption of water and nutrients, results in increased resistance to stress deficit water in alfalfa

کلیدواژه‌ها [English]

  • Drought
  • Glomus mosseae
  • Proline
  • Sinorhizobium meliloti
  • soluble sugars

اثر توأم قارچ و باکتری بر افزایش اسمولیت­های سازگاری در یونجه تحت تنش کم­آبی

مهناز ظفری*، علی عبادی و سدابه جهانبخش گده کهریز 

اردبیل، دانشگاه محقق اردبیلی، دانشکده کشاورزی، گروه زراعت و اصلاح نباتات

تاریخ دریافت: 4/7/94                  تاریخ پذیرش: 3/8/95 

چکیده

اثر تلقیح قارچ و باکتری در مقاومت به تنش کم­آبی در یونجه در آزمایشی به صورت فاکتوریل در قالب طرح بلوکهای کامل تصادفی با سه تکرار در گلخانه دانشگاه محقق اردبیلی در سال 1390 بررسی شد. تنش کم­آبی در سطوح 35­%، 55­% و 75­% ظرفیت مزرعه­ای اعمال شد. تیمار­های تلقیح شامل تلقیح بذر با میکوریزا گونه موسه­آ، باکتری همزیست یونجه، موسه­آ + باکتری همزیست یونجه و شاهد بودند. نتایج نشان داد که با افزایش تنش در تیمارها غلظت سدیم، پرولین و قند­های محلول افزایش یافت، اما غلظت پتاسیم، فسفر، سطح برگ و هدایت روزنه کاهش یافت. بین تیمارهای تلقیحی پتاسیم، فسفر، پرولین، قندهای محلول، هدایت روزنه و سطح برگ به‌ترتیب با بیشترین مقادیر (72/6، 07/5، 14/7، 05/6، 28، 66/20) به تلقیح دوگانه و کمترین مقادیر (13/6، 9/2، 77/4، 73/4، 15 و 33/5) به شاهد در سطح تنش 35 درصد ظرفیت زراعی تعلق گرفت. بعد از تلقیح دوگانه تیمار تلقیحی میکوریز نسبت به تلقیحی باکتری همزیست بیشتر بود. اما سدیم با کمترین مقدار (53/2) به تلقیح دوگانه و بیشترین مقدار (08/3) به شاهد در سطح تنش 35 درصد ظرفیت زراعی مربوط بود. تلقیح دوگانه با افزایش جذب آب، عناصر غذایی و اسمولیت­های سازگاری توانست مقاومت گیاه را در برابر کم­آبی بهبود بخشد. با توجه به اینکه امروز مصرف بی‌رویه کود­های شیمیایی مشکلاتی ازجمله آلودگی خاک و محیط‌زیست و افزایش نهاده­های شیمیایی به وجود آورده است. از این‌رو استفاده از منابع بیولوژیک می­تواند از جنبه­های مختلف اقتصادی و زیست محیطی مفید بوده و جایگزین مناسبی برای نهاده­های شیمیایی باشد.

واژه‌های کلیدی: گلوموس موسه­آ، سینوریزوبیوم ملیلوتی، تنش کم­آبی، اسمولیت­های­های سازگاری

* نویسنده مسئول، تلفن: 09142852796 ، پست الکترونیکی: mahnaz.zafari@yahoo.com

مقدمه

 

خشکی با ایجاد تنش کمبود عناصر غذایی در گیاه از طریق اختلال در روند جذب و تجمع عناصر غذایی باعث کاهش عملکرد گیاه می‌شود (2). از آنجایی که توسعه و رشد سلول به پتانسیل تورگر بستگی دارد، تنش کم­آبی با کاهش پتانسیل تورگر تغییراتی را در گیاه ایجاد می­کند که در اثر کمبود آماس، رشد سلول­ها کاهش و اندازه آنها کوچکتر می­ماند (25). در شرایط تنش، روزنه­ها به منظور کاهش تلفات آب بسته می­شوند. بسته شدن جزیی یا کامل آنها از طریق تجمع ABA در آپوپلاست سلولهای محافظ روزنه صورت می­گیرد. به هر حال بسته شدن طولانی مدت روزنه­ها برای گیاه مضر است، زیرا CO2  لازم برای فتوسنتز فراهم نمی­شود. در واقع بسته شدن کامل روزنه­ها آخرین واکنش گیاه به منظور جلوگیری از مرگ سلولها در اثر خشکی است (28). کاهش نفوذ دی­اکسیدکربن، اکسیده شدن دوباره  NADP+را توسط چرخة کالوین کاهش می­دهد (30)، در نتیجه با افزایش انتقال الکترون به مولکول اکسیژن، موجب تولید گونه­های اکسیژن فعال مانند رادیکال سوپراکسید، رادیکال هیدروکسیل، پراکسید هیدروژن و اکسیژن منفرد می­شود (11)، بنابراین یکی از پیامد­های اجتناب­ناپذیر تنش کم­آبی، افزایش تولید گونه­های اکسیژن فعال در اجزای مختلف سلولی است (12). به دلیل اینکه تنش کم­آبی با شروع یک تنش اکسایشی همراه است، بنابراین در شرایط کم­آبی تولید و ذخیره گونه­های سمی و مخرب اکسیژن آزاد افزایش می­یابد (18). در شرایط کم­آبی، گیاهان با تولید و ذخیره اسمولیت­ها (مانند اسیدهای آمینه، قندها، برخی از یون­های معدنی، هورمون­ها و پروتئین­ها) با تنش مقابله می­کنند. از بین ترکیب­های آلی، اسیدآمینه پرولین یکی از مهمترین تنظیم­کننده­های اسمزی است (8). اگر­چه پرولین در همه اندام­های گیاه کامل در طی تنش کم­آبی تجمع می­یابد ولی سریع­ترین انباشت را در برگ­ها نشان می­دهد (3). قند­های محلول دسته دیگری از تنظیم کننده­های اسمزی می­باشند که در پاسخ به تنش­های محیطی تجمع می­یابند. تعیین میزان قندهای محلول نیز روشی مفید در انتخاب گونه­های مقاوم به خشکی است (26). در مجموع افزایش قندهاى محلول در طى تنش کم­آبی (به‌ویژه تنش شدید) مى­تواند به دلایل زیر باشد: 1- تخریب کربوهیدرات­هاى نامحلول که منجر به افزایش قند­هاى محلول می­شود، 2- سنتز این ترکیبات از مسیرهاى غیرفتوسنتزى و 3- متوقف شدن رشد (17). استفاده از پتانسیل میکروارگانیسم­های مفید خاکزی در برقراری روابط همزیستی با گیاهان، نقش مؤثری در افزایش مقاومت گیاه به تنش­های محیطی دارند (23). یکی دیگر از محققان برای اولین بار به آثار مثبت رابطه همزیستی میکوریزایی بر افزایش رشد گیاهان لگوم تلقیح شده با قارچ میکوریزا و باکتری ریزوبیوم اشاره نمود، سپس در سال 1957 محقق دیگری نشان داد که همزیستی میکوریزایی دارای اثر افزاینده‌ای بر جذب عناصر غذایی دارد (31).

مواد و روشها

اثر کود­های بیولوژیک در افزایش تحمل گیاه یونجه به تنش کم­آبی در آزمایشی به صورت فاکتوریل 4×3 در قالب طرح پایه بلوک­های کاملا" تصادفی در سه تکرار در سال 1390 در گلخانه دانشکده کشاورزی دانشگاه محقق اردبیلی در شرایط خاک سترون شده مطالعه شد. برای از بین بردن جمعیت قارچ­های میکوریز بومی و سایر میکروارگانیسم­های بومی موجود در خاک اقدام به استریل کردن خاک در اتوکلاو شد. ظرفیت زراعی خاک به روش وزنی تعیین شد و تنش خشکی در سه سطح 35% ، 55 % و 75%  ظرفیت زراعی اعمال گردید. تیمارها شامل تلقیح بذرهای یونجه با میکوریزا، سینوریزوبیوم ملیلوتی، سینوریزوبیوم ملیلوتی + میکوریزا (تلقیح دوگانه) و شاهد (عدم تلقیح) بودند.

برای اندازه­گیری پرولین از برگ­های کاملا توسعه یافته انتهایی استفاده شد. نیم گرم برگ را با استفاده از 5 میلی لیتر اتانول 95 درصد در هاون چینی کوبیده و قسمت بالایی محلول جدا گردید. عمل استخراج دو بار دیگر و هر بار با 5 میلی لیتر اتانول 70 درصد تکرار شد. محلول بدست آمده ده دقیقه با سرعت 3500 دور در دقیقه سانتریفیوژ شد. برای تعیین غلظت پرولین یک میلی­‌لیتر از عصاره الکل  بدست آمده با 10 میلی لیتر آب مقطر رقیق شده و 5 میلی­لیتر معرف نین­هیدرین به آن افزوده شد (125 میلی­گرم نین هیدرین+ 2 میلی­لیتر اسید فسفریک 6 مولار+ 3 میلی­لیتر اسید استیک گلاسیال). سپس 5 میلی­لیتر اسید استیک گلاسیال به آنها افزوده و هم زده شد. نمونه­ها به مدت 45 دقیقه در حمام آب جوش قرار گرفت. پس از خارج کردن نمونه­ها از حمام آب جوش و رسیدن آنها به دمای محیط آزمایشگاه، 10 میلی لیتر بنزن به آنها افزوده و با همزن مکانیکی مخلوط شدند تا پرولین وارد فاز بنزن شود .نمونه‌ها 30 دقیقه به حال سکون رها شده و میزان جذب با دستگاه اسپکتروفتومتر در طول موج 515 نانومتر اندازه گیری شده و منحنی کالیبراسیون با استفاده از استاندارد ال -پرولین تهیه شد. استخراج کربوهیدرات­های محلول مشابه پرولین بود.  1/0 میلی لیتر عصاره الکلی با 3 میلی لیتر آنترون تازه تهیه شده (150 میلی­گرم آنترون + 100 میلی لیتر سولفوریک اسید 72%) مخلوط گردید. این محلول ده دقیقه در حمام آب جوش قرار داده شد تا واکنش انجام و رنگی شود. سپس میزان جذب آن با اسپکتروفتومتر در طول موج 625 نانومتر قرائت و مقدار قند­های محلول محاسبه شد (19). برای اندازه­گیری سدیم و پتاسیم، مقدار یک گرم از اندام هوایی خشک در داخل بوته چینی ریخته شد و در کوره الکتریکی در دمای 500 درجه سانتی گراد قرار داده شد. بعد از این مدت بر روی هر نمونه خاکستر 10 میلی لیتر از اسید کلریدریک 2 نرمال افزوده و تا نقطه جوش حرارت داده شد. سپس نمونه داخل بالن 100 میلی­لیتر صاف و با آب مقطر به حجم رسانده شد. برای تعیین میزان پتاسیم مقدار 90/1 گرم کربنات پتاسیم توزین و در داخل بالن 1 لیتری به حجم رسانده شد تا محلول ppm 1000 از کلرید پتاسیم به‌دست آید. از این محلول استاندارد مقادیر 5/0، 25/1، 5/2 ، 5، 5/7 و 10 میلی­لیتر برداشته و داخل بالن 100 میلی لیتر با آب مقطر به حجم رسانده شد. برای تعیین محلول­های استاندارد سدیم نیز از 54/2 گرم کلرور سدیم به همین ترتیب استفاده شد. از دستگاه طیف­سنج شعله­ای برای اندازه­گیری غلظت عناصر استفاده شد. از استانداردهای 5/0، 25/1، 5/2 ، 5، 5/7 و  ppm10 برای ترسیم منحنی استاندارد استفاده گردید. برای اندازه­گیری فسفر، ابتدا نمونه ها را ریز کرده و در آون در دمای 55 درجه گذاشته تا خشک شوند، سپس نمونه­ها را کاملاً پودر کرده و یک گرم از پودر نمونه­ها را درون بوته­ی چینی ریخته و در کوره­ی الکتریکی در دمای 550 درجه سانتی­گراد به مدت 2 ساعت قرار داده تا خاکستر شوند. سپس غلظت فسفر به روش جونز (21) در طول موج 550 نانومتر محاسبه شد. سطح برگبا دستگاه سطح برگ سنج مدل ADC اندازه گیری شد. هدایت روزنه­ای با استفاده از دستگاه پرومتر مدل Leaf Porometer SC-1 اندازه­گیری شد. به این ترتیب که با قراردادن قسمت میانی جوانترین برگ کاملا توسعه یافته در داخل سنسور دستگاه اعداد مربوط به میزان مقاومت روزنه بر حسب m2s/mol قرائت گردید.

داده­ها با نرم افزار SAS ورژن 9 آنالیز و میانگین­ها به روش LSD مقایسه شدند. ترسیم نمودار­ها با استفاده از نرم­افزار EXCEL انجام گردید.

نتایج

بر اساس نتایج تجزیه واریانس بین کم­آبی و تلقیح بذر اثر متقابل معنی­داری در تمامی صفات مورد بررسی وجود داشت (جدول1، 1%= α ).

 

 


پتاسیم، سدیم، فسفر: در این بررسی مقدار جذب پتاسیم با افزایش شدت تنش (FC 35%) کاهش یافت (شکل 1)، در حالیکه غلظت سدیم افزایش پیدا کرد (شکل2). در بین تیمارهای تلقیحی تلقیح دوگانه بیشترین جذب پتاسیم و کمترین جذب سدیم را داشت. پتاسیم و سدیم در گیاه رقیب یکدیگر هستند و با افزایش یکی دیگری کاهش می‍یابد.

در نمودار غلظت فسفر (شکل3) همانند پتاسیم شاهد افزایش میزان غلظت فسفر با افزایش رطوبت هستیم. اما در این نمودار اختلاف سطوح 55% و 75% شاهد نه تنها اختلاف بارزی با سطوح 55% و 75% بقیه تیمار­ها ندارد بلکه با اختلاف سطح 35% و 55% خودش اختلاف بسیار ناچیز دارد و این نشان می­دهد که میزان غلظت فسفر به اندازه پتاسیم تابع رطوبت نیست و شاید عوامل دیگری نیز در میزان جذب آن مؤثر است که در تیمار­های تلقیحی میکوریز و تلقیح دوگانه به وضوح به چشم می­خورد.

 

 

شکل 1- مقایسه میانگین ترکیب تیماری تلقیح بذر یونجه و سطوح تنش کم­آبی در پتاسیم

 

شکل 2- مقایسه میانگین ترکیب تیماری تلقیح بذر یونجه و سطوح تنش کم­آبی در سدیم

 

شکل3-مقایسه میانگین ترکیب تیماری تلقیح بذر یونجه و سطوح تنش کم­آبی در فسفر

 


اسمولیت­های سازگاری: با افزایش شدت کم­آبی میزان تولید اسمولیت­های سازگاری قندهای محلول و پرولین افزایش یافت و بیشترین و کمترین میزان تولید آنها به­ترتیب به تلقیح دوگانه و شاهد تعلق داشت. در هر دو نمودار (4 و 5) مشاهده می­شود که تیمارهای تلقیح به‌ویژه تلقیح دوگانه با هر کاهش در میزان دسترسی به آب واکنش نشان داده و بر میزان تولید اسمولیت­های سازگاری افزوده است، در حالیکه تیمار شاهد در بین سطوح تنش تنها در fc35% بیشترین میزان اسمولیت­ها را داشت. در واقع در مقایسه با بقیه تیمارها میزان اختلاف سطوح 35% و 55% بسیار زیاد بود. با مقایسه این دو نمودار چنین به نظر می­رسد که میزان تولید پرولین به تولید قندهای محلول ارتباط دارد و با افزایش تنش میزان تولید پرولین بر قند­های محلول پیشی گرفته است، یا به‌عبارت دیگر در شرایط تنش حساسیت گیاه به افزایش تولید پرولین بیشتر از قند­های محلول است، به‌طوری‌که قمری‌زارع و همکاران (7) نیز به نتایج مشابهی رسیده­اند.

سطح برگ : در شکل 6 مشاهده می­شود که با افزایش شدت تنش کم­آبی میزان سطح برگ به شدت کاهش یافته و اختلاف معنی­داری باهم دارند. در سطوح تلقیحی تیمار میکوریز با اختلاف معنی­دار نسبت به تلقیح با باکتری سطح برگ بیشتری در هر سه سطح تنش داشت و بیشترین میزان سطح برگ در هر سه سطح تنش به تلقیح دوگانه تعلق داشت.

 

 

شکل 4- مقایسه میانگین ترکیب تیماری تلقیح بذر یونجه و سطوح تنش کم­آبی بر قند­های محلول

 

 

شکل 5- مقایسه میانگین ترکیب تیماری تلقیح بذر یونجه و سطوح تنش کم­آبی بر پرولین

 

شکل 6- مقایسه میانگین ترکیب تیماری تلقیح بذر یونجه و سطوح تنش کم­آبی بر سطح برگ


هدایت روزنه­ای: با افزایش شدت کم­آبی افزایش یافته است. اگر این نمودار را با نمودارهای فسفر و پتاسیم مقایسه کنیم شاهد همبستگی مثبت بین آنها خواهیم بود که با کاهش فسفر و پتاسیم، هدایت روزنه­ای نیز کاهش یافته است و بیشترین میزان به تلقیح دوگانه تعلق داشت. در بین تلقیح های انفرادی  هدایت  روزنه  در  میکوریز  بیشتر  از

تلقیح با باکتری بود (شکل 7).

 

 

شکل 7- مقایسه میانگین ترکیب تیماری تلقیح بذر یونجه و سطوح تنش کم­آبی بر هدایت روزنه­ای


بحث

پتاسیم، سدیم، فسفر: تنش عناصر غذایی زمانی رخ می­دهد که میزان عناصر پایین­تر (کمبود) یا بالاتر (سمیت) از حد مورد نیاز گیاه باشد. این حالت ممکن است ناشی از کم تحرکی عناصر غذایی در خاک در اثر تنش کم آبی باشد که منجر به کاهش جریان توده­ای آب و اختلال در جذب عناصر غذایی می­شود. به چنین دلایلی گراهام و همکاران (16) نیز در یافته­های خود اشاره کرده­اند. کاهش پتاسیم در تنش کم­آبی در پژوهش آرزمجو و همکاران (10)  نیز اشاره شده است. مقایسه دو نمودار غلظت پتاسیم و سدیم در گیاه نشان می­دهد که با کاهش غلظت پتاسیم، غلظت سدیم افزایش یافته و نقش پتاسیم را به‌عنوان تنظیم­کننده اسمزی بر عهده گرفته است. نتایج مشابه این پژوهش توسط لودلاو (21) نیز گزارش شده است. پتاسیم عمدتا در گیاهان به‌عنوان تنظیم­کننده اسمزی اهمیت دارد و  می­تواند تا 50 درصد در پتانسیل اسمزی برگ­ها نقش داشته باشد (32). سدیم و پتاسیم به‌عنوان رقیب عمل کرده و افزایش یکی باعث کاهش دیگری است، بنابراین در تیمارهای تلقیحی میکروارگانیسم­ها با افزایش غلظت پتاسیم منجر به کاهش غلظت سدیم می­شوند. کاهش غلظت سدیم توسط باکتری سینوریزوبیوم ملیلوتی در پژوهش (6) نیز مشاهده شده است. ردی و همکاران (29) نیز گزارش کرده­اند که یونهای سدیم و پتاسیم جزء تنظیم‌کننده‌های اسمزی می­باشند.

ممکن است افزایش جذب فسفر در تیمارهای حاوی میکوریز به وجود هیف­ها مربوط باشد که باکتری­ها از آن بی­بهره­اند. هیف قارچ­های میکوریز برای نفوذ به ریشه گیاهان آنزیم­هایی را ترشح می­کنند که باعث سستی دیواره سلولی گیاهان می­شود این سستی دیواره نفوذ باکتری ریزوبیوم را که برای نفوذ به دیواره ریشه گیاهان نیازمند آنزیم پکتیناز و سایر آنزیم­های تسهیل کننده دیواره سلولی است، تسهیل می­کند (9).

اسمولیت­های سازگاری: از آنجایی­که یکی از مسیرهای تولید پرولین گلوتامات می­باشد ممکن است با افزایش تولید قندهای محلول میزان تولید گلوتامات افزایش یافته و سنتز پرولین تشدید شود، در نتیجه قند­های محلول کاهش یابد. چنانچه ایریگوئن و همکاران (19) نیز در یونجه تشدید بیوسنتز اسیدآمینه پرولین در شرایط تنش شدید را ناشی از تأمین اسمولیت α-گلوتارات توسط مصرف قندها گزارش کرده­اند. در این پژوهش ما شاهد افزایش پرولین با کاهش پتاسیم و افزایش سدیم بودیم که احتمالا ناشی از تخریب پروتئین­ها و آزاد شدن اسیدآمینه­ها در اثر کاهش جذب پتاسیم می­باشد که موجب تولید اسیدآمینه پرولین می­شود، این نشان می­دهد که بین پتاسیم و پرولین ارتباط مثبت بیشتری برقرار است شاید دلیل آن، این باشد که هر دو به‌عنوان تنظیم­کننده­های اسمزی هستند و در غیاب یکی از آنها دیگری نقشش را ایفا می­کند. ممکن است دلیل دیگر افزایش پرولین به دلیل کاهش اثرات نامناسب سدیم در گیاه باشد که موجب بسته شدن روزنه­ها می­شود، لذا با افزایش جذب سدیم، پرولین نیز افزایش می­یابد و به‌نوعی یک حالت رقابتی بین سدیم و پرولین برای جایگزینی پتاسیم وجود دارد. بر اساس نتایج پژوهش (14)، پتاسیم نقش زیادی در سنتز پروتئین دارد. (15) نیز از دلایل تجمع پرولین در شرایط تنش، به تخریب پروتیین­ها و انباشت برخی آمینواسیدهای آزاد در جهت تنظیم اسمزی سلول اشاره کرده‌اند. افزایش پرولین طی تنش خشکی در گیاه به‌لیمو توسط (9) گزارش شده است. همچنین (27) گزارش کردند که میزان قند­های محلول برگ با اعمال تنش کم­آبی افزایش، اما نشاسته کاهش یافت. افزایش تولید پرولین و قندهای محلول در تیمارهای تلقیح نسبت به شاهد به احتمال بسیار قوی به افزایش جذب عناصر غذایی ازجمله عناصر کم­مصرف و عنصر ضروری نیتروژن مربوط باشد که در تلقیح دوگانه به دلیل اثر سینرژیستی میکوریز و باکتری میزان جذب نسبت به حالت انفرادی بیشتر بود. به نظر (22) پرولین و قند­های محلول دارای ساختار نیتروژنی هستند. از این‌رو استفاده از نیتروژن می­تواند تا حد زیادی سبب افزایش مقدار آنها در گیاه شود. همین طور در یافته­های (1) مشخص شد که بیشترین میزان پرولین و قند­های محلول در حضور عناصر روی، آهن و منگنز به‌دست آمد.افزایش جذب عناصر ماکرو و میکرو در اثر تلقیح دوگانه (میکوریز و ریزوبیوم) در یافته­های (32) اشاره شده است. کاهش میزان پتاسیم و بالا رفتن مقدار سدیم، کربوهیدرات­های محلول و پرولین برگ در اثر تشدید تنش در پژوهش­های (10) نیز گزارش شده است. افزایش مقادیر پرولین، قند­های محلول و پتاسیم و نیز کاهش سدیم در اثر تلقیح دوگانه در پژوهش (32) هم گزارش شده است.

سطح برگ: اولین دلیل کاهش سطح برگ مربوط به کاهش پتانسیل تورگر و در نتیجه کاهش آماس و کاهش تقسیم سلولی است. رشد سلولهای اندام­های هوایی به کاهش pψ حساسیت بیشتری نسبت به ریشه دارند، زیرا pψ آستانه عملکرد در سلول­های برگ بسیار بزرگتر از آن در ریشه است، بدین دلیل با هر کاهش در pψ رشد سلول­های اندام هوایی به سرعت متوقف می­شود. از سوی دیگر همانطور که ذکر شد تنش کم­آبی منجر به کاهش جذب عناصر غذایی می­شود. به‌طوری‌که در تیمارهای حاوی میکوریز به دلیل وجود شبکه گسترده هیف­ها و جذب آب و افزایش جذب عناصر غذایی سطح برگ نسبت به تیمار­های ریزوبیوم که نسبت به میکوریز در جذب عناصر غذایی ضعیف است و شاهد که در جذب آب و عناصر بسیار ضعیف و ناچیز عمل می­کند در هر سه سطح تنش بیشترین سطح برگ را به خود اختصاص داده­اند. دزولکس و همکاران (13) نیز کاهش سطح برگ را ناشی از کاهش آماس و تقسیم سلولی می­دانند. در بین عناصر مورد مطالعه در این پژوهش عنصر فسفر و پتاسیم همبستگی مثبتی با سطح برگ داشت. فسفر ازجمله عناصر کلیدی گیاه در نقل و انتقالات انرژی در فرایند­های متابولیک گیاه، تقسیم سلولی، ساختمان فسفولیپید­های دیواره سلولی، رشد و تکامل ریشه­ها شرکت می­کند (22). افزایش سطح برگ در حظور نیتروژن، فسفر و پتاسیم در یافته­های (4) نیز گزارش شده است. بنابراین در حضور فسفر تقسیم سلولی افزایش یافته و تعداد سلول و سطح برگ بیشتر می­شود. بیشترین مقادیر سطح برگ در شرایط تنش در گیاهان تلقیح شده با میکوریز در یافته‌های (24) نیز دیده شده است.

هدایت روزنه­ای: همانطور که اشاره شد فسفر در نقل و انتقال انرژی نقش دارد و پتاسیم نقش کلیدی در باز شدن روزنه بازی می­کند و برای ورود پتاسیم به سلول­های محافظ گارد روزنه حضور فسفر الزامیست، زیرا پمپ­های غشاء دیواره سلول­های روزنه برای انتقال فعال پتاسیم به درون سیتوپلاسم سلول­های محافظ روزنه نیاز به منبع انرژی دارند و این منبع از فسفر تأمین می­شود. علاوه بر اینها، نمودار هدایت روزنه با نمودار سطح برگ نیز رابطه متقابل مثبت دارد و با افزایش سطح برگ و در نتیجه افزایش تعداد روزنه­ها از مقاومت روزنه­ای کاسته شده و باعث افزایش ورود دی­اکسید­کربن می­گردد. با افزایش تثبیت دی اکسید کربن نسبت NADPH/NADP+ در سیتوپلاسم سلول کاهش یافته و متعاقب آن از پدیده بازدارندگی نوری نیز ممانعت می­شود. تروگتون (34) نیز چنین بیان کرده است که مقدار کم پتاسیم، هدایت روزنه­ای برای CO2 را بیشتر از هدایت­های درونی کاهش می­دهد، زیرا پتاسیم از طریق سلولهای محافظ از دست می­رود. کاهش هدایت روزنه­ای در شرایط خشکی در پژوهش (5) نیز گزارش شده است. بنابراین تیمار­های تلقیحی با افزایش جذب عناصر و افزایش سطح برگ باعث افزایش هدایت روزنه می­شود و این میزان جذب در تلقیح دوگانه به دلیل اثر سینرژیستی میکوریز و ریزوبیوم بر همدیگر بیشتر از میکوریز و ریزوبیوم در حالت انفرادی بود.

نتیجه‌گیری

در این پژوهش مشخص شد که تنش کم­آبی عمده تأثیر خود را از طریق تنش عناصر غذایی بر صفات فیزیولوژیک گیاه برجای می­گذارد و بهترین تیمار برای مبارزه با تنش کم­آبی و عناصر غذایی در یونجه، تلقیح بذرها با گلوموس موسه­آ و سینوریزوبیوم ملیلوتی به حالت تلقیح دوگانه می­باشد. نتیجه دیگر این بود با اینکه سینوریزوبیوم ملیلوتی باکتری همزیست یونجه است اما قارچ میکوریز، سویه موسه­آ در حالت تلقیح انفرادی نسبت به تلقیح انفرادی باکتری ارجحیت داشت. بنابراین لازم به ذکر است در این آزمایش به دلیل استرلیزه کردن خاک هیچ‌گونه میکروارگانیسم بومی دیگری حضور نداشت.

1-    بابائیان، م. م. حیدری و ا. قنبری. 1389 . اثر تنش خشکی و محلول پاشی عناصر کم مصرف بر ویژگی های فیزیولوژیک و جذب عناصر غذایی در آفتابگردان(( Helianthus annus L. مجله علوم زراعی ایران.  12(4) 391-377.
2-    چوگان، ر. 1383 . اصلاح ذرت برای تحمل به تنش خشکی و نیتروژن. تالیف. بنزیگر. م.، ج. امادمیدز، دبک رمم، بلون. انتشارات وزارت جهاد کشاورزی. 95 صفحه.
3-    حیدری شریف آباد، ح. 1379. گیاه، خشکی و خشکسالی. چاپ اول، انتشارات موسسه تحقیقات جنگلها ومراتع کشور، تهران، 163 صفحه.
4-    راهداری، پ.، مظفری، ا.، پناهی، ب. 1391. بررسی اثر محلول پاشی اسید آمینه های آزاد بر برخی ویژگیهای کیفی و کمی پسته(Pistachia vera L.) رقم فندقی. مجله زیست شناسی ایران. جلد 25. شماره 4. ص 606-617.
5-    صنایعی، س.1390. تاثیر نیتروژن معدنی بر رشد و کارایی مصرف نیتروژن در یونجه تحت شرایط خشکی. پایان نامه کارشناسی ارشد زراعت، دانشگاه محقق اردبیلی، ص 76-77.
6-    عموآقایی، ر.، نیک اندیش، ف.1394. اثر تلقیح ریشه دو رقم یونجه  (Medicago sativa)با جدایه هایی از گونه های سینوریزوبیوم و باسیلوس بر رشد، مقدار کلروفیل و تمامیت غشای سلول در شرایط تنش شوری. مجله پژوهشهای گیاهی (انجمن زیست شناسی ایران). جلد 28، شماره 1، صفحه 152-140.
7-    قمری زارع، ع.، رضوانی، س.، فروتن، م. 1387. اثر تنش خشکی ناشی از PEG در چند گونه یونجة یکساله در شرایط آب کشت ( .(Aquaculture فصلنامة علمی-پژوهشی تحقیقات ژنتیک و اصلاح گیاهان مرتعی و جنگلی ایران. جلد 16 ، شمارة 2، صفحة 197-182.
8-    مجیدی هروان، ا. 1372. مکانیزم فیزیولوژی مقاومت به تنگناهای محیطی. چکیده مقالات اولین کنگره زراعت و اصلاح نباتات ایران، دانشگاه تهران، ص 134-133.
9-    محمدی، ع.، ابراهیم زاده، ح.، هادیان، ج.، میرمعصومی، م. 1394. واکاوی اثر تنش خشکی بر برخی پارامترهای فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی گیاه بهلیمو((Lippia citriodora H.B.K.. مجله پژوهشهای گیاهی (انجمن زیست شناسی ایران). جلد 28، شماره 3، صفحه 628-617.
 
10- Arazmjo, A.,  Heidari, M.,  Ghanbari, A., 2010. The effect of water stress and three sources of fertilizers on flower yield, physiological parameters and nutrient uptake in chamomile (Matricaria chamomilla L.) Iranian J. of Medic and Aromatic Plants, Vol. 25, No. 4.
11- Asada K (1999) The water cycle in chloroplasts: scavenging of active oxygens and dissipation of excess photons. Annual Rev. Plant Physiology Plant Molecule Biology. 50: 601-639.
12- Allen M.F. 1992. Mycorrhizal Functioning, an Integrative Plant-Fungal Process .New York,p.534.
13- De Carvalho, M. H. C. 2008. Drought stress and reactive oxygen species. Plant Signal Behav. 3(3): 156-165. dismutase, catalase and peroxidase activities do not confer protection against oxidative damage in saltstressed function of ascorbate peroxidase isoenzymes. J. Exp. Bot. 53: 1305-1319.
14- Desuloux, D., Huynh,T. T., and P. Roumet. 2000. Idaetification of soybean plant characteristics that indicate the timing of  olrought stress. Crop Sci. 40: 716-722.
15- Ezzat, Z. M.,Khalil, K. M., Khalil, A.A.2005. Effect of natural potassium fertilizer on yield.  Yield components and seed composition of lentil in old and new reclaimed lands. Egypt, J. Applied Sci., 20: 80-92 .
16- Ghorbanli, M., and Niakan, M. 2005. Study the effect of drought stress on soluble sugars, protein, proline, phenol compounds and reductase enzyme activity in soybean plants cv. Gorgan 3. Tarbiat Moallem University Sci Magazin. 5: 1, 2. 537-550.
17- Graham, R.D. and MJ. Webb.1991.Micronutrients and plant disease resistant and tolerance in plants. In micronutrients in agriculture, edited by J.J. Mortvedt, F.R. Cox, L.M. Shuman and R.M Welch,pp.329-370. Madison, WI Soil Science Society of America Book series NO.
18- Hsiao, T.1973. Plant responses to water stress. Annu Rev Plant Physiol,vol. 24 :519-570.
19- Inze, D. and M. Van Montagu. 1995. Oxidative stress in plants. Curr. Opin. Biotech. 6:153-158.
20- Irigoyen, J.J., Emerich, D.W., Sanchez-Diaz, M., 1992. Alfalfa leaf senescence induced by drought stress: photosynthesis, hydrogen peroxide metabolism, lipid peroxidation and ethylene evoluation. Physiologia Plantarum 84:67-72.
21- Jones, J. B. 2001. Laboratory Guide for Conducting Soil Tests and Plant Analysis. CRC Press LLC, U. S.
22- Ludlow, M. M., 1985. Effect of water stress on the decline of leaf net photosynthesis with age. In environmental and biological control of photosynthesis, edited by R. Marcell, PP. 123-133. The Hague: Junk.
23- Marschner, H., 1995. Mineral Nutrition of Higher Plants. 2nd edition, Academic Press. Ltd., London, 862 p.
24- Mishra R.R., 2007. Soil microbiology. Translated by: A.Fallah, H. Besharati, & H. Khosravi, Aeeizh publisher. 179 pp.
25- Nagarathna, T. K., Prasad, T.G., Bagyaraj, D. J. and Shadakshari, Y.G. (2007). Effect of arbuscular mycorrhiza and phosphorus levels on growth and water use efficiency in Sunflower at different soil moisture status. Journal of Agricultural Technology 3(2): 221-229.
26- Nonami, H., Wu, Y., and Matthewse, M.A. 1997. Decreased growth-induced water potential a primary cause of growth inhibition at low water potentials. Plant Physiology, 114: 501-509.
27- Pagter, M., Bragato, C., Brix, H., 2005. Tolerance and physiological responses of phragmites australis to water deficit. Aquatic Botany, 81,285-299.
28- Rafiee, M., Lari, H., and Abdipoor, F. 2008. Change of corn cultivars carbohydrate under drought stress. 10th Iranian Cong. of Agron and Plant Breeding Sci.
29- Raschke, K. (1976). How stomata resolve the dilemma of opposing priorities. Philosophical transactions of the Royal Society of London. 273:551-560.
30- Reddy, A. R., K. V. Chaitanya and M. Vivekanandan. 2004. Drought induced responses of photosynthesis and antioxidant metabolism in higher plants. J. Plant Physiol. 161: 1189-1202.
31- Scandalios, J. G. 1993. Oxygen stress and superoxide dismutase. Plant Physiol. 101: 7-12.  
32- Smith, S.E. and D.J. Read. 1997. Mycorrhizal Symbiosis. Academic Press, San Diego, CA.
33- Soliman. Amira Sh., Shanan. Nermeen T., Massoud. Osama N., Swelim. D.M.2011.  Improving salinity tolerance of Acacia saligna(Labill.) plant by Arbuscular mycorrhizal fungi and Rhizobium inoculation. African J. of Biotech. Vol. 11(5), pp. 1259-1266.
34- Turner, L. B., 1990. The extent and pattern of osmotic adjustment in white clover during the development of water stress. Annals on Botany 66: 721-727. under drought stress. 10th Iranian Cong. of Agron. and Plant Breeding Sci.
35- Troughton, A. 1975. The Underground Organs of Herbage Grasses Farnham Royal. Commonwealth Agricultural Bureaux.
مجله پژوهشهای گیاهی (مجله زیست شناسی ایران)(علمی)
دوره 31، شماره 1
اردیبهشت 1397
صفحه 156-165
  • تاریخ دریافت: 24 مهر 1394
  • تاریخ بازنگری: 12 شهریور 1395
  • تاریخ پذیرش: 03 آبان 1395